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Des chiffres étonnants sur les abeilles

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

En résumé

Une ruche se compose de 10’000 – 15’000 abeilles en hiver, et plus de 30’000 - 60'000 abeilles en été.
Les abeilles ouvrières vivent environ 6 mois pendant la saison d’hiver, mais seulement six semaines pendant les mois d’été.
Une abeille bat des ailes environ 200 fois par seconde. C’est le «buzz» que l’on entend.
Elle vole à env. 25 km/h et parcourt env. 800 km durant sa vie.
En été, une colonie forte dispose de 10’000-15’000 butineuses qui vont procéder chacune de 10 à 30 sorties par jour. 100'000 km/jour parcourus pour butiner 3 à 30 millions de fleurs.
Au cours d’un vol de 15 - 30 minutes, l’abeille visite 30 - 300 fleurs et parcourt environ 1 km. Elle récolte env. 40 mg de nectar et env. 20 mg de pollen.
Elle lui faudra effectuer 25 sorties pour remplir une cellule dans ces conditions.
L’abeille pèse env. 100 mg. Sa charge utile est de 50 à 70 mg.
9 % de son poid est représenté par des graisses.
Elle va produire env. 1/12ᵉ de cuillère à café (soit ~0,5 gramme) de miel dans sa courte vie.
Par très forte miellée, une bonne colonie peut récolter jusqu’à 3 kg de miel par jour (= 6 kg de nectar) - moyenne 1 - 2 kg.
Une colonie forte peut produire plus de 100 kg de miel par an (moyenne 10 - 30 kg).
L'autoconsommation est env. de 60 - 80 kg par an (= 120 - 160 kg de nectar). Lors de la saison de production de la gelée royale, les nourricières ont besoin de 500 g de miel par jour.
Pour produire 1 kg de miel les abeilles visitent 4-5 millions de fleurs et parcourent 40'000 km (1 x le tour du monde) en 10'000 heures.
Pour produire 1 kg de cire elles consomment env. 7 kg de miel.
iI faut plus de 6 fois plus d’énergie aux abeilles pour produire du miel que pour produire de la cire. Pour un kilo de cire, cela représente 10 kg de miel et 1 kg de pollen.
Une colonie produit env. 15 - 50 kg de pollen par année.
20 abeilles nourricières sont nécessaires pour remplir une cupule de gelée royale en période de production. Au cours de l’année, la production d’une colonie varie entre 300 g et 1 kg maximum.
Un rayon de 10×10 cm comprend 850 alvéoles sur ses 2 faces et pèse 12 grammes. Une alvéole contient 0.5 g de miel.
Avec 100 g de cire, les ouvrières arrivent à construire 8000 alvéoles. Leur surface totale dans la ruche représente 5 m2.
Pendant les mois d’été, les reines peuvent pondre jusqu’à 2’000 œufs par jour. Ainsi, au cours de sa vie qui durera 4 ou 5 ans, elle mettra au monde environ 500'000 abeilles.
Quand il y'a du couvain, une colonie consomme env. 0.5 - 1 litre d'eau par jour.
Les abeilles communiquent entre elles par une danse pour donner la direction, la distance et la nature des fleurs à visiter.
Une colonie rejette env. 40 kg/an du gaz carbonique CO2.
Une colonie produit bien sûr des abeilles (naissances, env. 25 kg) et des déjections (env. 40 kg).
En présence de couvain, les ouvrières, grâce au mouvement de leurs ailes et de leurs muscles thoraciques, maintiennent la température de la ruche autour de 35 °C.
Malheureusement dans certaines régions, les abeilles disparaissent mystérieusement depuis quelques années. La dégradation de la biodiversité, une utilisation intensive de pesticides et la présence du parasite «varroa» porteur de nombreux virus jouent certainement un rôle primordial.

Bilan annuel d’une colonie

Analysons l’ensemble des éléments consommés par une colonie d’abeilles par rapport à l’ensemble des éléments qu’elle produit sur une année. Les chiffres présentés sont des moyennes calculées pour une colonie moyenne soumise à des conditions environnementales moyennes, elles aussi. Selon les régions et les conditions climatiques, ces chiffres peuvent varier.

Les entrées dans la ruche

Tout d’abord, comme tout organisme vivant, les abeilles consomment de l’eau et de l’oxygène : 30 kg d’oxygène et 10 litres d’eau.

Ensuite, la principale activité des butineuses consiste à récolter de la propolis, du miellat et surtout du pollen et du nectar, bases de leur alimentation. Au total, le nectar, le miellat et la propolis représentent 240 kg par an en moyenne. Plus précisément, le poids de nectar récolté peut varier selon les conditions de 60 à 1600 kg. A chaque sortie, la butineuse peut prélever 40 mg de nectar, ce qui correspond à la moitié de son poids. Il lui faudra effectuer 25 sorties pour remplir une cellule dans ces conditions. Rappelons que le nectar est la base pour la production du miel.

En ce qui concerne le pollen, source principale de protéines de la ruche, la colonie en récolte 40 kg/an environ. Chaque abeille peut transporter une pelote de pollen sur chacune de ses pattes arrières (15 mg au total).

En plus de ces éléments « naturels », l’homme amène à la ruche du sirop de sucre (si la colonie manque de ressources) et des traitements (éventuellement).

Les sorties

Évidemment, comme tout organisme vivant, la colonie rejette du gaz carbonique, de la chaleur et de l’eau. Le CO2 représente 40 kg par an. Pour ce qui est de la chaleur, elle est libérée sous forme de calories. En effet, été comme hiver, les ouvrières, grâce au mouvement de leurs ailes et de leurs muscles thoraciques, maintiennent la température de la ruche autour de 35 °C. Selon les conditions, elles consomment à cet effet jusqu’à 20 % de leurs réserves de miel soit environ 15 kg.

Pour ce qui est de l’eau qui est rejetée, elle est issue de la combustion des sucres (métabolisme des abeilles, 15 kg) et de la concentration du miel (étape de sa fabrication, 180 kg).

Bien sûr, les abeilles produisent les produits de la ruche tant convoités par l’homme. Il s’agit du miel, de la gelée royale et de la cire. Tout d’abord, la production de miel représente 60 kg environ par colonie et par an. Il en faut 40 kg pour couvrir les besoins internes en nourriture des abeilles. Selon les périodes de l’année, leurs besoins ne sont pas les mêmes. Lors de la saison de production de la gelée royale, les nourricières ont besoin de 500 g de miel par jour. Les 20 kg supplémentaires sont du surplus que l’apiculteur peut se permettre de prélever.

Pour ce qui est du « trésor » de la ruche, la gelée royale, 20 abeilles nourricières sont nécessaires pour remplir une cupule royale en période de production. Au cours de l’année, la production d’une colonie varie entre 300 g et 1 kg maximum.

Dans la ruche, les abeilles produisent aussi de la cire qui leur sert à construire leurs alvéoles (moins de 1 kg par an). Avec 100 g de cire, les ouvrières arrivent à en construire 8000. Leur surface totale dans la ruche représente 5 m2. La production de cire est très énergivore : il faut plus de 6 fois plus d’énergie aux abeilles pour produire du miel que pour produire de la cire. Pour un kilo de cire, cela représente 7 kg de miel et 1 kg de pollen.

Enfin, la colonie produit bien sûr des abeilles (naissances) et des déjections, soit 25 kg d’abeilles et 40 kg de déjections.

Bilan des entrées :

eau : 10 kg
oxygène : 30 kg
miellat et propolis : variable
pollen : 40 kg
nectar : de 60 à 1600 kg
apports de l’homme : sirop et traitements

Bilan des sorties :

eau : 195 kg
gaz carbonique : 40 kg
chaleur (calories)
miel : 60 kg
gelée royale : de 300 g à 1 kg
abeilles : 25 kg
cire : moins d’un kilogramme
déjections : 40 kg

L’abeille, cette ouvrière infatigable

De même, il est important de rappeler à quel point l’abeille est un animal extraordinaire et une travailleuse obstinée et infatigable. L’analyse des chiffres liés à sa vie est impressionnante.

La reine et les larves

Dans une colonie, en pleine saison, on compte de 30 000 à 60 000 abeilles. Toutes sont les filles de la reine de la colonie. Celle-ci pond l’équivalent de son poids en une saison et jusqu’à 2000 œufs par jour. Ainsi, au cours de sa vie qui durera 4 ou 5 ans, elle mettra au monde environ 500 000 abeilles.

De même, le rythme de croissance des larves est vertigineux. Elles multiplient leur poids par 1500 en 6 jours. A titre de comparaison, chez l’homme, cette croissance se limite entre 15 et 25 fois en 20 ans.

Les ouvrières butineuses

A l’âge adulte, une butineuse pèse en moyenne 80 mg. Cependant, elle peut porter jusqu’à 70 mg, quasiment son poids. Sa vitesse de vol est de l’ordre de 27 km/h et ses ailes effectuent 75 à 200 battements par seconde. Lors de ses sorties de la ruche, en 15 à 30 minutes, une butineuse visite 20 à 300 fleurs et parcourt 1 km environ. Elle récolte ainsi 40 mg de nectar ou 20 mg de pollen à chacun de ses voyages. Par conséquent, elle parcourra 800 km dans sa vie (45 jours).

Une colonie compte en moyenne 10 000 à 15 000 butineuses qui sortent quotidiennement. Chacune effectue 10 à 30 sorties par jour. Au total, ce sont 100'000 km parcourus pour butiner 3 à 30 millions de fleurs. Ainsi, tous les jours, les butineuses récoltent 2-4 kg de nectar qui serviront à produire au final 1 kg de miel en moyenne. Cette récolte s’étend sur une surface de 40 km2 environ.

Voir aussi :

Sources :

article de Dominique Clarté paru dans la lettre d’information du GPGR et P. Jean-Prost auteur du livre « Apiculture, connaître l’abeille, conduire son rucher ».

https://www.miel-direct.fr/bilan-annuel-colonie/

Apiculture.net (blog) (sans date). Histoire de l’apiculture – L’apiculture à travers les âges. Récupéré en janvier 2026, de https://www.apiculture.net/blog/histoire-de-l-apiculture-l-apiculture-a-travers-les-ages-n208

Office pour les insectes et leur environnement (OPIE). (2024, 30 août). Quelle est la durée de vie de l’Abeille domestique et quelles sont ses différentes tâches ? (Foire aux questions).

Harrison, J. F., Fewell, J. H., Roberts, S. P., & Hall, H. G. (1996). Achievement of thermal stability by varying metabolic heat production in flying honeybees. Science, 274(5284), 88–90. https://doi.org/10.1126/science.274.5284.88

Abeilles & Environnement. (2025). Chiffres clés (infographie en ligne, mis à jour le 13 nov. 2025). Récupéré de https://www.abeilles-environnement.com/les-chiffres-cles/

Evangelista, C., Kraft, P., Dacke, M., Reinhard, J., & Srinivasan, M. V. (2010). The moment before touchdown: landing manoeuvres of the honeybee Apis mellifera. Journal of Experimental Biology, 213(2), 262–270. https://doi.org/10.1242/jeb.037465

Swanson Nursery. (n.d.). Honey bee fun facts. (Article web). Retrieved January 2026, from https://www.swansonsnursery.com/honey-bee-facts

Decourtye, A., Lecompte, P., Pierre, J., et al. (2007). Introduction de jachères florales en zones de grandes cultures : comment mieux concilier agriculture, biodiversité et apiculture ? Le Courrier de l’environnement de l’INRA, 54, 33–56. (Pas de DOI)

Layens, G. (1977). Cours complet d’apiculture. Édition U.N.A. (rééd.). (Pas de DOI)

Gauthier, T. (2024, 18 juillet). L’eau c’est la vie, pour les abeilles aussi ! Blog Véto-pharma – rubrique Au Rucher. (Pas de DOI)

Lerayer, P.-Y. (2019, 17 mai). Comment sauver les colonies d’abeilles ? Dossier INRAE (Actualités). (Pas de DOI)

Six bonnes raisons scientifiques de ne pas utiliser de vieux cadres

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Comment les rayons vieillissent

Le vieillissement des rayons est un processus progressif et cumulatif.

Les rayons neufs apparaissent blancs à jaune clair. Avec les cycles successifs d’élevage du couvain, ils deviennent brun foncé puis noirs. Cette modification de couleur résulte de l’accumulation de couches successives de cocons larvaires, d’exuvies, de résidus fécaux, de pollen et de propolis (Meng et al., 2025).

Au-delà de l’aspect visuel, ces dépôts modifient la structure interne des cellules. Chaque génération de larves laisse une fine couche de soie fixée aux parois. Avec le temps, les parois s’épaississent et le volume interne diminue.

Des mesures expérimentales montrent qu’après plusieurs années d’utilisation, le diamètre des cellules peut passer d’environ 6,00 mm à 4,86 mm, tandis que le volume interne peut diminuer de 0,31 mL à 0,18 mL (Meng et al., 2025).

Les modifications des structures cellulaires internes sont souvent associées à des modifications architecturales bien visibles : certains rayons peuvent comporter l’apparition de surfaces plus ou moins importantes de constructions de cellules à mâle. Ces surfaces diminuent d’autant le volume à disposition de la ponte d’ouvrières et du stockage des réserves de miel ou de pollen. Par ailleurs, au cours du vieillissement des cadres, on observe une tendance à une réduction de la partie inférieure des rayons, voire à une déformation complète de ceux-ci avec des lacunes plus ou moins étendues sur les bords des cadres. Toutes ces modifications architecturales ont un impact direct sur la surface à disposition de la ponte et au stockage des réserves de nourriture.

La cire agit également comme une matrice lipophile capable d’absorber et de retenir divers contaminants environnementaux, notamment des métaux lourds et des résidus de traitements acaricides (Meng et al., 2025).

Ainsi, le vieillissement des rayons est à la fois :
un phénomène structurel (réduction volumétrique),
un phénomène chimique (bioaccumulation),
et un phénomène fonctionnel (modification de l’environnement larvaire).

2. Du mécanisme aux conséquences biologiques

La réduction du volume cellulaire constitue le mécanisme central expliquant les effets observés au niveau individuel et colonial.

Lorsque l’espace de développement larvaire diminue, les abeilles émergent avec un poids corporel plus faible et des dimensions morphologiques réduites. Abd Al-Fattah et al. (2021) ont montré que le poids des ouvrières diminue significativement avec l’augmentation de l’âge des rayons. Des tendances comparables ont été observées par Taha et al. (2021).

La diminution de la taille corporelle n’est pas anodine. Elle influence la capacité de vol, l’efficacité du butinage et la longévité des ouvrières.

Dans des conditions expérimentales contrôlées, les ouvrières issues de rayons récents vivent en moyenne environ 28 à 29 jours, tandis que celles élevées dans des rayons âgés de quatre à six ans présentent une longévité réduite à environ 23 à 24 jours (Abd Al-Fattah et al., 2021).

Au niveau de la colonie, ces différences individuelles se traduisent par une réduction mesurable de la surface de couvain et de la production de miel lorsque les colonies sont établies sur des rayons anciens (Berry & Delaplane, 2001 ; Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021).

Certaines études signalent néanmoins une survie du couvain parfois comparable, voire légèrement supérieure, dans des rayons anciens (Berry & Delaplane, 2001). Cette observation nuance l’interprétation mais ne remet pas en cause la tendance générale observée concernant la performance globale des colonies.

En résumé, la réduction progressive du diamètre et du volume des cellules constitue un mécanisme plausible et reproductible reliant le vieillissement des rayons à des effets mesurables sur la morphologie, la longévité et la productivité des colonies.

Raison 1 – Les cellules rétrécissent et limitent le développement larvaire

Le premier argument repose sur un mécanisme structurel objectivable : la réduction progressive du diamètre et du volume des cellules avec l’âge des rayons.

Chaque cycle d’élevage laisse une fine couche de cocon fixée aux parois internes. Au fil des générations, ces couches s’accumulent, épaississent les parois et réduisent l’espace disponible pour la larve suivante. Ce phénomène a été mesuré expérimentalement et documenté de manière quantitative (Meng et al., 2025).

Ainsi, la réduction du diamètre cellulaire représente le point de départ mécanique des effets ultérieurs observés sur la taille des abeilles, leur longévité et la performance globale de la colonie.

Cette réduction volumétrique modifie directement l’environnement de développement larvaire. L’espace disponible est plus restreint et la quantité de nourriture pouvant être déposée dans la cellule est potentiellement limitée.

Des études expérimentales montrent que cette contrainte spatiale est associée à une diminution du poids des abeilles à l’émergence (Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021). La relation entre âge des rayons et poids corporel apparaît statistiquement significative dans les dispositifs expérimentaux comparatifs.

Il ne s’agit donc pas uniquement d’un changement esthétique ou d’une simple coloration foncée des rayons. La modification géométrique des cellules constitue un facteur biologique mesurable qui influence le développement des individus.

Raison 2 – Les abeilles deviennent plus petites et moins performantes

La réduction du volume cellulaire ne constitue pas seulement une modification architecturale : elle se traduit par des effets morphologiques mesurables sur les abeilles émergentes.

Plusieurs études expérimentales montrent que les ouvrières élevées dans des rayons anciens présentent un poids à l’émergence significativement plus faible que celles issues de rayons récents (Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021).

Dans certains dispositifs comparatifs, le poids des ouvrières diminue de manière progressive avec l’âge des rayons, les valeurs les plus basses étant observées dans des rayons âgés de quatre à six ans (Abd Al-Fattah et al., 2021). Des différences comparables ont été documentées concernant la taille globale du corps (Taha et al., 2021).

La diminution ne concerne pas uniquement le poids total. Les études mentionnent également une réduction des dimensions de la tête, du thorax et des ailes, ainsi qu’un raccourcissement de certaines structures impliquées dans le vol et la collecte (Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021).

Or, la taille corporelle est fonctionnellement liée aux performances individuelles. Des abeilles plus légères et plus petites disposent d’une capacité de vol réduite et d’un potentiel de butinage diminué.

Taha et al. (2021) ont observé que les colonies établies sur rayons récents présentaient des surfaces plus importantes de stockage de miel et de pollen, suggérant une activité de collecte plus élevée lorsque les abeilles émergent de cellules de plus grand volume.

Ce phénomène peut conduire à un effet cumulatif. Des abeilles plus petites construisent elles-mêmes des cellules légèrement plus petites, ce qui entretient un cercle de réduction progressive lorsque les rayons ne sont pas renouvelés, comme le souligne la synthèse de Meng et al. (2025).

Ainsi, l’âge des rayons influence indirectement la performance de la colonie par l’intermédiaire de modifications morphologiques individuelles. La diminution de taille observée expérimentalement constitue un lien mesurable entre architecture du rayon et productivité coloniale.

Raison 3 – La longévité des ouvrières diminue

La réduction de la taille corporelle observée dans les rayons anciens ne constitue pas seulement une différence morphologique. Elle s’accompagne également d’une diminution mesurable de la longévité des ouvrières.

Dans les expérimentations comparatives menées par Abd Al-Fattah et al. (2021), les ouvrières issues de rayons récents (fondation à deux ou trois ans) présentent une durée de vie moyenne d’environ 28 à 29 jours. En revanche, celles élevées dans des rayons âgés de quatre à six ans montrent une longévité réduite à environ 23 à 24 jours.

Cette différence représente une réduction de l’ordre de 15 à 20 %, ce qui est biologiquement significatif à l’échelle d’une colonie.

La durée de vie des ouvrières joue un rôle central dans la dynamique démographique. Une ouvrière qui vit plus longtemps contribue davantage aux tâches intra-coloniales (nourrissage du couvain, thermorégulation) puis aux activités de butinage.

Lorsque la longévité diminue, la colonie doit compenser par une production accrue de couvain pour maintenir son effectif. Or, comme les rayons anciens sont également associés à une réduction de la surface de couvain d’ouvrières (Berry & Delaplane, 2001 ; Abd Al-Fattah et al., 2021), un double effet peut apparaître :

moins d’abeilles émergent,
et celles qui émergent vivent moins longtemps.

Il convient de noter que le taux de survie du couvain lui-même ne diffère pas toujours de manière significative selon l’âge des rayons (Berry & Delaplane, 2001 ; Abd Al-Fattah et al., 2021). Cette observation constitue une nuance importante.

Cependant, la performance globale de la colonie dépend non seulement de la survie larvaire, mais aussi de la longévité des adultes et de leur capacité fonctionnelle.

Ainsi, la diminution de la durée de vie des ouvrières représente un mécanisme supplémentaire reliant l’âge des rayons à une baisse progressive de la force et de la productivité coloniale.

Raison 4 – La population et la production de miel diminuent

Les effets combinés de la réduction du diamètre cellulaire, de la diminution du poids à l’émergence et de la baisse de la longévité se répercutent directement au niveau de la colonie.

Plusieurs études expérimentales montrent que les colonies établies sur des rayons récents produisent des surfaces de couvain d’ouvrières significativement plus importantes que celles maintenues sur des rayons anciens (Berry & Delaplane, 2001 ; Abd Al-Fattah et al., 2021).

Dans les comparaisons menées par Abd Al-Fattah et al. (2021), les colonies installées sur fondation ou sur des rayons âgés d’un à deux ans présentent des surfaces de couvain nettement supérieures à celles observées dans des rayons de quatre à six ans. Cette différence se traduit par une population d’ouvrières plus élevée au cours de la saison active.

Parallèlement, la production de miel suit la même tendance. Les colonies établies sur des rayons récents produisent significativement plus de miel que celles maintenues sur des rayons anciens (Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021).

Cette relation s’explique mécaniquement :

des ouvrières plus nombreuses,
plus lourdes à l’émergence,
vivant plus longtemps,
contribuent davantage aux activités de butinage et de stockage.

Il est important de mentionner une nuance scientifique relevée par Berry et Delaplane (2001). Dans certaines conditions expérimentales, la survie du couvain peut être comparable, voire légèrement supérieure, dans des rayons anciens. Toutefois, cette observation ne compense pas la diminution globale de la production d’ouvrières ni la baisse de performance observée au niveau de la colonie.

Ainsi, même si le vieillissement des rayons n’entraîne pas nécessairement une mortalité larvaire accrue, il est associé à une réduction progressive de la force démographique et de la productivité en miel.

À l’échelle d’une saison apicole, ces différences peuvent devenir significatives en termes économiques et biologiques.

Raison 5 – Les vieux cadres accumulent contaminants et agents pathogènes et induisent un stress physiologique

Au-delà des modifications géométriques et morphologiques, les rayons anciens présentent une caractéristique supplémentaire : leur capacité à accumuler des substances biologiques et chimiques au fil du temps.

La cire constitue une matrice lipophile capable d’absorber et de retenir divers composés présents dans l’environnement de la colonie. Meng et al. (2025) décrivent ce phénomène comme une bioaccumulation progressive touchant notamment des métaux lourds et des résidus de traitements acaricides. Des augmentations significatives de certains éléments, comme le plomb, le cadmium ou le chrome, ont été observées avec l’âge des rayons.

Cependant, l’accumulation ne concerne pas uniquement des contaminants chimiques. Les rayons anciens peuvent également agir comme réservoirs biologiques.

La synthèse mentionne que des agents pathogènes et leurs formes de résistance peuvent persister dans la matrice cireuse. Cela inclut notamment des spores bactériennes, parmi lesquelles celles de Paenibacillus larvae, l’agent de la loque américaine, une maladie particulièrement grave du couvain.

Les spores de la loque américaine p.ex. sont connues pour leur résistance élevée (spores capables de germer jusqu'à 60 ans) et leur capacité de persistance prolongée dans le matériel apicole. Dans ce contexte, les rayons anciens peuvent constituer un support potentiel de conservation et de transmission si aucune mesure de renouvellement ou d’assainissement n’est mise en œuvre.

Il est important de préciser que la présence de spores dans un rayon n’implique pas automatiquement le déclenchement d’une maladie clinique. Néanmoins, leur accumulation augmente potentiellement la pression infectieuse au sein de la colonie.

Par ailleurs, des études indiquent une activation accrue des gènes impliqués dans les mécanismes de détoxification chez les larves élevées dans des rayons anciens, notamment des enzymes de type cytochrome P450 et glutathion-S-transférase (Meng et al., 2025). Cette activation constitue un indicateur de stress physiologique, suggérant que les individus doivent mobiliser davantage de ressources métaboliques pour faire face à un environnement plus chargé, qu’il soit chimique ou microbiologique.

Ainsi, les vieux cadres ne représentent pas uniquement une contrainte physique liée à la réduction du volume cellulaire. Ils peuvent également constituer un réservoir progressif de contaminants et d’agents pathogènes susceptibles d’augmenter la pression sanitaire au sein de la colonie.

Cette dimension sanitaire renforce l’argument en faveur d’un renouvellement périodique des rayons, non seulement pour des raisons de performance, mais également dans une logique de biosécurité apicole.

Raison 6 – La qualité des reines et des produits peut être affectée

L’impact des vieux cadres ne se limite pas aux ouvrières et à la production de miel. Certaines données indiquent également des effets sur la qualité des reines produites ainsi que sur les caractéristiques des produits de la ruche.

Qualité des reines

Dans les dispositifs expérimentaux analysés dans ta synthèse, la quantité de gelée royale disponible dans les cellules royales peut être réduite lorsque les rayons sont anciens. Des différences notables ont été observées entre rayons récents et rayons âgés, avec des quantités plus faibles de gelée royale dans ces derniers (Meng et al., 2025 ; données reprises dans la synthèse).

Or, la nutrition larvaire joue un rôle central dans le développement des reines. Des variations dans l’apport nutritif peuvent influencer certains paramètres morphologiques et reproductifs, notamment le nombre d’ovarioles ou la taille de la spermathèque, éléments mentionnés dans la synthèse comparative.

Les travaux recensés suggèrent que les reines élevées dans des rayons anciens peuvent présenter des caractéristiques reproductives moins favorables que celles issues de rayons récents (Meng et al., 2025).

Même si ces résultats nécessitent des investigations complémentaires pour préciser les mécanismes exacts, ils soulignent que l’âge des rayons peut également influencer la qualité du renouvellement royal.

Qualité du miel et de la cire

Les vieux cadres peuvent aussi affecter la qualité des produits stockés.

Selon Meng et al. (2025), le miel conservé dans des rayons anciens peut présenter une augmentation du taux d’hydroxyméthylfurfural (HMF), une acidité plus élevée et des modifications de couleur et de viscosité. Ces changements ne concernent pas systématiquement le miel destiné à la commercialisation (souvent récolté dans les hausses), mais ils peuvent influencer la qualité du miel consommé par la colonie elle-même.

Par ailleurs, la cire ancienne, en raison de sa capacité d’absorption des contaminants, peut constituer un vecteur de recontamination lorsque le recyclage n’est pas contrôlé (Meng et al., 2025).

Ainsi, au-delà de la productivité, la gestion des vieux cadres s’inscrit également dans une logique de qualité sanitaire des produits apicoles.

9. Capacité d’adaptation des abeilles – mais limites biologiques

Les abeilles ne sont pas passives face au vieillissement des rayons. Les études recensées dans ta synthèse indiquent que les colonies disposent de mécanismes d’adaptation partielle face aux modifications structurelles et chimiques des vieux cadres (Meng et al., 2025).

Chez Apis mellifera, un comportement de nettoyage intensif est observé. Les ouvrières peuvent gratter partiellement les parois internes des cellules et tenter de réajuster la structure des alvéoles. Ce comportement vise à maintenir un environnement de développement acceptable pour le couvain.

Cependant, cette compensation reste limitée. L’accumulation successive de couches de cocons intégrées dans la matrice cireuse ne peut pas être totalement éliminée par simple nettoyage. La réduction volumétrique des cellules demeure donc progressive et cumulative.

Chez Apis cerana, un comportement plus radical a été décrit : les abeilles peuvent ronger activement des parties anciennes des rayons et reconstruire certaines sections (Meng et al., 2025). Ce mécanisme de « reconstruction » semble constituer une stratégie adaptative plus marquée que chez A. mellifera.

Malgré ces capacités comportementales, les limites biologiques restent nettes. La colonie ne peut pas éliminer entièrement la matrice chimique accumulée, ni restaurer totalement le volume cellulaire sans reconstruction complète du rayon.

Ces observations renforcent l’idée que le renouvellement périodique des cadres ne remplace pas une capacité d’adaptation naturelle, mais vient plutôt soutenir la colonie en réduisant une contrainte structurelle et chimique qu’elle ne peut corriger entièrement par elle-même.

10. Recommandations pratiques

Les études analysées convergent vers une conclusion cohérente : le vieillissement des rayons constitue un facteur biologique mesurable influençant la morphologie des abeilles, la dynamique démographique des colonies, la production de miel ainsi que la pression chimique et microbiologique interne (Berry & Delaplane, 2001 ; Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021 ; Meng et al., 2025).

À partir de ces résultats, plusieurs recommandations pratiques peuvent être formulées.

10.1 La « règle des trois ans »

Les données expérimentales indiquent que les rayons âgés de 0 à 3 ans présentent les meilleures performances biologiques. Au-delà de trois à quatre années d’utilisation continue pour l’élevage du couvain, les effets négatifs deviennent mesurables :

réduction du diamètre cellulaire, modification de la macroarchitecture du rayon
diminution du poids des abeilles à l’émergence,
baisse de la longévité,
diminution de la production de miel,
accumulation accrue de contaminants (Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021 ; Meng et al., 2025).

Dans ce contexte, le remplacement des cadres de corps âgés de plus de trois ans apparaît comme une mesure de gestion cohérente avec les données disponibles.

10.2 Rotation progressive des cadres

Plutôt qu’un renouvellement massif ponctuel, les recommandations issues de la synthèse suggèrent une rotation progressive.

Le remplacement annuel de minimum un tiers (30%) des cadres de corps permet d’éviter une accumulation excessive de rayons noirs au sein de la colonie tout en maintenant une stabilité structurelle (Meng et al., 2025).

Cette stratégie permet :

de lisser l’investissement matériel,
de limiter les perturbations de la colonie,
d’assurer un renouvellement continu de la matrice cireuse.

10.3 Priorisation des cadres les plus anciens

La priorisation des cadres très foncés, lourds ou présentant des cellules déformées constitue une approche pragmatique.

Ces rayons correspondent généralement aux âges les plus avancés et concentrent les phénomènes décrits précédemment : réduction volumétrique maximale, modification de la macroarchitecture et accumulation progressive de contaminants (Meng et al., 2025).

10.4 Gestion de la cire recyclée

La cire ancienne ne doit pas être simplement refondue à basse température puis réutilisée telle quelle.

La fusion classique de la cire (environ 65–80 °C) permet de liquéfier le matériau, mais elle n’élimine pas les spores bactériennes résistantes. Pour réduire significativement une éventuelle charge sporale, une stérilisation thermique à 121 °C pendant au moins 30 minutes, à une pression de 2 bars (procédé de type autoclave), est considérée comme efficace.

En pratique, cela signifie que :

la cire destinée au recyclage devrait être traitée dans des installations capables d’atteindre ces paramètres thermiques,
ou confiée à des circuits professionnels disposant d’un procédé de stérilisation contrôlé,
et que la réutilisation de cire d’origine inconnue ou non traitée représente un risque sanitaire potentiel.

La qualité sanitaire de la cire constitue donc un élément central d’une stratégie globale de biosécurité apicole.

10.5 Renouvellement complet dans certains contextes sanitaires

Si la rotation progressive constitue la stratégie standard, certaines situations justifient un renouvellement complet des cadres de corps.

Dans le cas de certaines maladies du couvain relativement fréquentes, comme la calcification du couvain, un remplacement intégral des rayons peut contribuer à réduire la pression infectieuse et à assainir l’environnement interne de la colonie.

De même, en situation réglementaire particulière, par exemple lorsqu’un rucher se trouve en zone de restriction sanitaire (séquestre), un renouvellement total du matériel de couvain peut s’inscrire dans une stratégie d’assainissement plus large, conformément aux directives officielles en vigueur.

Il est essentiel de souligner que, dans ces contextes, le renouvellement des cadres ne remplace pas les mesures sanitaires obligatoires ni les prescriptions des autorités compétentes. Il constitue une mesure complémentaire visant à réduire la charge biologique résiduelle dans la ruche.

10.6 Une mesure simple : dater les cadres

Une pratique simple facilite considérablement la gestion du renouvellement : inscrire l’année de mise en service sur chaque cadre.

La datation systématique permet :

d’identifier immédiatement les cadres dépassant trois ans,
de planifier la rotation sans estimation approximative,
d’éviter l’accumulation involontaire de rayons anciens,
de documenter l’historique sanitaire du matériel.

Cette mesure organisationnelle, peu coûteuse et facile à mettre en œuvre, renforce l’efficacité d’une stratégie de renouvellement fondée sur des critères objectifs.

11. Limites méthodologiques et niveau de preuve

Les études analysées présentent une convergence remarquable quant aux effets biologiques associés au vieillissement des rayons. Néanmoins, une lecture scientifique rigoureuse impose d’en examiner les limites.

La majorité des travaux comparatifs portent sur des rayons récents (0–3 ans) versus des rayons plus anciens (4–6 ans). Les différences observées concernent principalement le poids des abeilles à l’émergence, la longévité des ouvrières, la surface de couvain et la production de miel (Berry & Delaplane, 2001 ; Abd Al-Fattah et al., 2021 ; Taha et al., 2021).

Ces résultats sont statistiquement significatifs et reproductibles dans différents contextes expérimentaux.

En revanche, certaines dimensions restent moins documentées :

l’effet cumulatif au-delà de six années d’utilisation,
l’impact exact d’une rotation complète annuelle comparée à une rotation triennale,
l’interaction précise entre accumulation chimique et apparition clinique de maladies.

Il est également important de distinguer association et causalité. Par exemple, la présence de spores dans des rayons anciens n’implique pas nécessairement l’apparition d’une maladie clinique, mais peut contribuer à une pression infectieuse accrue.

Globalement, le niveau de preuve peut être qualifié de :

Fort concernant la réduction du diamètre cellulaire, la diminution du poids des abeilles et la baisse de productivité associée aux rayons âgés.
Modéré concernant l’impact direct sur la qualité commerciale du miel et la dynamique pathologique à long terme.

La cohérence inter-études et la plausibilité biologique du mécanisme central (réduction volumétrique des cellules) renforcent cependant la robustesse de l’ensemble.

12. Conclusion – Un geste simple, impact majeur

Les vieux cadres ne sont pas simplement plus foncés. Ils représentent une matrice structurée, modifiée par des années d’élevage et d’accumulation.

L’ensemble des données disponibles permet de relier de manière cohérente le vieillissement des rayons à une cascade d’effets biologiques :

Accumulation de cocons et réduction du volume cellulaire
Diminution du poids et de la taille des abeilles à l’émergence
Réduction de la longévité des ouvrières
Diminution progressive de la population active
Baisse mesurable de la production et du stockage du miel
Accumulation de contaminants chimiques et biologiques

Ces mécanismes ne provoquent pas nécessairement un effondrement brutal de la colonie. Il s’agit plutôt d’un phénomène progressif, cumulatif et silencieux.

Les colonies peuvent partiellement compenser par des mécanismes comportementaux et physiologiques. Toutefois, ces adaptations ont un coût métabolique et ne corrigent pas entièrement les contraintes structurelles induites par des rayons trop anciens.

Il ne s’agit pas d’un principe dogmatique, mais d’une intervention simple permettant :

de soutenir la vitalité démographique,
d’optimiser la productivité,
de réduire la pression sanitaire interne,
et de renforcer la résilience à long terme des colonies.

Dans une apiculture confrontée à des stress multiples, le renouvellement des rayons apparaît comme un levier structurel discret mais puissant.

Voir aussi:

Fondements scientifiques (sélection)

Abd Al-Fattah, M. A. A., Ibrahim, Y. Y., & Haggag, M. I. (2021). Some biological aspects of honey bee colonies in relation to the age of beeswax combs. Journal of Apicultural Research, 60(3), 405–413. https://doi.org/10.1080/00218839.2021.1899657

Berry, J. A., & Delaplane, K. S. (2001). Effects of comb age on honey bee colony growth and brood survivorship. Journal of Apicultural Research, 40(1), 3–8. https://doi.org/10.1080/00218839.2001.11101042

Karim, A., & Rashed, R. (2025). Effect of wax comb age on Honey bee activity (Apis mellifera meda). Thi-Qar Journal of Agricultural Research, 14(1), 10–18. https://doi.org/10.54174/utjagr.v13i1.323

Meng, Q., Huang, R., Yang, S., Jiang, W., Tian, Y., & Dong, K. (2025). An Overview of the Adverse Impacts of Old Combs on Honeybee Colonies and Recommended Beekeeping Management Strategies. Insects, 16(4), 351. https://doi.org/10.3390/insects16040351

Taha, E.-K. A., Rakha, O. M., Elnabawy, E.-S. M., Hassan, M. M., & Shawer, D. M. B. (2021). Comb age significantly influences the productivity of the honeybee (Apis mellifera) colony. Journal of King Saud University - Science, 33(4), 101436. https://doi.org/10.1016/j.jksus.2021.101436

Taha, E.-K. A., Shawer, M. B., Taha, R., Elashmawy, A., Gaber, S., & Mousa, K. (2025). Comb age significantly influences the emergency queen rearing, morphometric and reproductive characteristics of the queens. Journal of Apicultural Research, 64(3), 963–970. https://doi.org/10.1080/00218839.2024.2336376

Observations au trou de vol

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

L’observation minutieuse au trou de vol apporte de nombreuses informations quant à l’activité qui règne à l’intérieur de la ruche. Si l’apiculteur se donne la peine de comparer les planches d’envol de plusieurs de ses ruches, il remarquera rapidement si « quelque chose d’anormal » se passe devant une de ses ruches.

1. Pendant l’hiver

Pendant l’hiver, un contrôle hebdomadaire ou bimensuel du rucher permet de s’assurer de la bonne stabilité des ruches sur leur banc et de la bonne perméabilité du trou de vol (► Réussir l’hivernage).

De la neige plus ou moins compacte pourrait s’accumuler devant la grille d’entrée ; des cadavres d’abeilles mortes naturellement pourraient s’accumuler contre la face interne de la grille et empêcher toute sortie des ouvrières. Le nettoyage du trou de vol s’impose pour une bonne ventilation/oxygénation de la ruche et pour permettre une activité de vol de la colonie.

Au moment de l’hivernage une colonie peut compter 30'000 abeilles ; à la sortie de l’hiver la colonie ne comptera plus que 15'000 - 20'000 abeilles. Il est donc possible de trouver quotidiennement un nombre important de cadavres (jusqu’à 50) au niveau de l’entrée, sur la planche d’envol ou sur la couche de neige devant la ruche. En revanche, une très grande quantité de cadavres présents sur la planche d’envol d’une seule ruche doit faire suspecter une situation à contrôler (famine, problème de thermorégulation, maladie…).

Quelques abeilles mortes dans la neige, c'est normal.

Photo 1 : De la neige plus ou moins compacte pourrait s’accumuler devant la grille d’entrée. Aussi longtemps que la neige est poudreuse, elle reste perméable à l'air et la respiration des abeilles n'est pas sérieusement entravée. Mais dès qu'elle commence à fondre et menace de geler la nuit, elle risque d'obstruer le trou de vol et on conseille de l'enlever.
Photo 2 a & b : Des cadavres d’abeilles mortes pourraient s’accumuler contre la face interne de la grille et empêcher toute sortie des ouvrières. Quelques abeilles mortes dans la neige, c'est normal. Cela se produit surtout dans les ruches bien peuplées et on n'a aucune raison de s'inquiéter.

Le contrôle régulier du rucher permet de repérer d’éventuels dégâts occasionnés par des pics-bois qui dilacèrent et parfois perforent toute l’épaisseur de la paroi de la ruche à la recherche de nourriture. Non seulement la colonie est dérangée et augmente sa consommation de carburant (stress), mais les ouvrières qui se risquent devant la grille d’entrée sont gobées sans hésitation. Les ruches en polystyrène ne résistent pas longtemps aux assauts des oiseaux, mésanges y compris.

Photo 3 & 4 : Les pic-bois parfois perforent toute l’épaisseur de la paroi de la ruche à la recherche de nourriture

Lorsque la température baisse, la colonie se protège du froid en formant une grappe hivernale très bien structurée avec son manteau externe isolant, sa couche intermédiaire de respiration et son centre de production thermique dont la consommation de carburant est optimisée pour assurer la survie des abeilles. Cette grappe est silencieuse : il est difficile d’entendre un faible bruissement lorsque la ruche est frappée…

Si un bruissement est spontanément audible en période de froid prolongé, la grappe n’est probablement pas formée : soit du couvain est élevé, soit la colonie est stressée et peut-être orpheline et doit être contrôlée (intrus, souris…).

Photo 5 : Par une journée calme, écoutez au trou de vol d'une ruche fort peuplée. Plus d'un n'entendra rien du tout. Dans ce cas, grâce au tuyau d'écoute, on peut facilement constater combien celles-ci sont dérangées dans leur repos hivernal.

Lorsque la température augmente, la grappe hivernale se disloque ; cependant si elle baisse rapidement, les abeilles se serrent plus étroitement. Le bruissement perçu provient de ces mouvements. Dans les deux cas, on peut difficilement observer une augmentation des activités respiratoires. L'apiculteur expérimenté ne voit jamais d'un bon œil un brusque changement de température en hiver, pas plus que celui survenant entre le jour et la nuit, car il provoque toujours une consommation de nourriture plus élevée.

La présence d’un peu d’eau de condensation sur la planche d’envol, juste en face de l’entrée, signifie que la colonie génère de l’air chaud et humide et donc qu’elle est bien vivante.

Photo 6 : Quand les nuits sont encore froides, la présence d’eau de condensation sur la planche d’envol indique souvent le début de la ponte.

Après une longue période de confinement (froid, précipitations…), les abeilles profitent du premier jour de beau pour accomplir leur vol de propreté. Les abeilles plus âgées qui sont restées longtemps à l’intérieur de la ruche et les jeunes abeilles qui ne sont encore jamais sorties, accomplissent leur vol de propreté en le combinant avec un vol de reconnaissance, donc jamais très loin de l’entrée de la ruche. Les colonies qui élèvent du couvain pendant une période de claustration produisent des volumes d’eau conséquents en métabolisant les réserves de miel. Les nourrices stockent une partie cette eau indésirable dans leur intestin pour contrôler l’hygrométrie à l’intérieur de la ruche et éviter l’apparition de moisissures.

Dès que les conditions du vol de propreté sont présentes, les abeilles aux intestins distendus se précipitent au dehors pour se vider au plus vite. C’est la raison pour laquelle quelques filets d’excréments brunâtres sont parfois visibles sur la planche d’envol, sur les parois de la ruche ou sur des surfaces alentour (carrosserie de voiture, linge sur étendage…).

Photo 7 : Après l'hiver, des vols de nettoyage ont lieu au début du printemps, au cours desquels les vessies pleines de déjections des abeilles d'hiver sont vidées. En mai, des projections de déjections se produisent lorsque les jeunes abeilles ont reçu trop de pollen et trop peu d'eau. Les éclaboussures de fientes noires peuvent indiquer la présence de nosémose. On peut également distinguer les pointes pointillées et les traces de fientes cohérentes ressemblant à des saucisses.

En revanche, si l’entrée de la ruche est maculée de quantités d’excréments nauséabonds avec présence de cadavres englués d’abeilles sur la planche d’envol et devant la ruche, une maladie dysentérique (nosémose) est probable. Cette situation se rencontre plus souvent après une longue période de confinement, lorsque la température est fraîche et que l’humidité à l’intérieur de la ruche est trop importante. L’intestin distendu des abeilles favorise la multiplication du parasite Nosema apis dès que la température s’élève quelque peu courant février. Par opposition, en période de mauvaises conditions météo de fin de saison, c’est Nosema ceranae qui peut proliférer et occasionner de la dysenterie. La découverte d’abeilles tombées au sol devant la ruche ou se regroupant en petites grappes incapables de voler doit faire penser à une Nosémose (► Maladies diarrhéiques).

L’ouverture de la ruche confirme des souillures étendues sur les têtes des cadres, sur les rayons, sur les faces internes de la ruche, sur le fond grillagé et la présence de monceaux de cadavres. Cette colonie n’a que peu de chance de survie et doit être traitée, voire détruite au plus vite pour éviter une contagion à tout un rucher. Les cadres seront éliminés et la ruche passée au chalumeau.

Prévention :

Eliminer les colonies faibles
Maintenir les colonies à l’étroit
Réunir de petites colonies saines
Renouveler régulièrement les cadres
Veiller à la propreté des abreuvoirs et ne pas les disposer dans le champ de vol des abeilles
Concentrer l’élevage sur des colonies saines et résistantes aux maladies
Choisir un emplacement au sec, à l’abri du vent et au chaud avec de bonnes conditions de miellée (y compris approvisionnement en pollen au printemps)
Eviter de grandes réserves de miellat lors de l‘hivernage
Garantir le repos hivernal des abeilles

Photo 8 & 9 : Après une longue période de confinement, l’intestin distendu des abeilles favorise la multiplication du parasite Nosema apis dès que la température s’élève quelque peu courant février. Par opposition, en période de mauvaises conditions météo de fin de saison, c’est Nosema ceranae qui peut proliférer et occasionner de la dysenterie.

Lutte :

La prévention est la meilleure lutte – il n’existe pas de médicament vétérinaire autorisé.
En cas de légère infestation, la meilleure solution est la formation d’un essaim artificiel placé dans une ruche propre sur cadres de cire gaufrée (► aide-mémoire Traitement d’urgence 1.7.1. et 1.7.2. sur www.abeilles.ch/varroa).
En cas de forte infestation, l’élimination de la colonie et des cadres est la meilleure solution.

Si ces abeilles présentent leurs ailes largement ouvertes en forme de croix (K), il s’agit peut-être d’une acariose, due à l’infestation du parasite Acarapis woodi situé dans les trachées thoraciques et occasionnant des lésions des muscles alaires (d’où la paralysie des ailes en forme de croix). Les abeilles n'arrivent plus à voler.

Les cas d’infestations faibles à modérées sont en général peu dangereux pour la colonie, mais il y a toujours un risque de voir la parasitose prendre de l’ampleur.

Les colonies passant rarement un hiver serein, elles risquent de mourir de froid. Les reines infestées peuvent vivre et continuer à pondre, mais leur colonie risque de mourir. Si 20% à 30% des abeilles sont atteintes, la colonie est condamnée et doit être détruite. Il n’existe pas de traitement autorisé. Seule la prévention, en évitant d’acquérir des colonies d’abeilles d’origine douteuse entre en discussion.

Photo 10 -11 : Signes d'infestation du parasite Acarapis woodi : abeille domestique ouvrière adulte présentant l'aile K (K-wing). Notez comment l'aile postérieure est disjointe de l'aile antérieure, ce qui fait que l'aile postérieure dépasse du thorax à un angle de 90°, ce qui donne aux ailes et au corps une apparence distinctive en "K". (Credit: Honey Bee Research and Education Laboratory (honeybee@ifas.ufl.edu), University of Florida)

Si, après un long confinement, la colonie n’accomplit pas son vol de propreté comme ses voisines, il faut envisager différentes hypothèses :

La colonie n’a pas encore commencé à élever du couvain, la reine est peut-être d’une lignée un peu plus tardive.
La colonie a peut-être été pillée dès l’automne et elle est en voie d’effondrement.
Elle ne peut pas sortir car l’entrée est obstruée par des cadavres ou autre débris déposés par un intrus (souris)
La colonie est peut-être morte de faim et de froid car hivernée sur un trop grand nombre de cadres, à une trop grande distance de la nourriture.

Si la cause de l’absence de vol de propreté n’est pas claire, il faut profiter d’une prochaine belle journée pour ouvrir avec précaution la ruche et rechercher du couvain ouvert (preuve de la présence de la reine) ou constater la mort de la colonie (éliminer les cadres, stériliser la ruche au chalumeau).

Photo 12 : Dès la fin janvier/début février, la reine reprend sa ponte, les butineuses ramènent du pollen de noisetier

Dès la fin janvier/début février, la reine reprend sa ponte, les butineuses ramènent du pollen de noisetier puis de saule et les porteuses d’eau sont au taquet pour la production de la gelée royale par les nourrices. Une façon élégante de contrôler les besoins en eau des colonies éleveuses est de positionner à proximité des ruches un abreuvoir témoin. Le bal incessant des porteuses d’eau et les apports de pollen confirment l’élevage du couvain.

Photo 13 : A fin mars, des apports de pelotes informes, grises ou verdâtres, lors de la préfloraison des bouleaux/peupliers/marronniers confirment que les butineuses récoltent leur première propolis pour garantir l’hygiène à l’intérieur de la ruche (► Propolis).

2. Au printemps

Au Printemps l’activité de la colonie s’accélère et la consommation de carburant explose pour maintenir la température du couvain au-dessus de 34°C. La consommation de pollen et de nectar/miel suit le développement de la surface du couvain ouvert (► Tout sur le nourrissement).

Si les abeilles déposent des cristaux blancs et brillants de sucre sur la planche d’envol, elles ont commencé à dévorer les réserves des cadres de rive et le moment est venu de leur proposer du sirop 50% pour éviter l’apparition de la maladie de mai (► Maladie de mai). Les nourrices qui n’ont pas assez d’eau à leur disposition ne peuvent plus digérer le pollen pour la fabrication de la gelée royale. Elles tombent devant la ruche en petits paquets tremblotants.

Photo 14 : Des cristaux blancs et brillants de sucre sur la planche d’envol peuvent indiquer une manque d'eau.
Photo 15 : La présence de beaucoup de filaments d’excrément jaunâtres interpelle l’apiculteur.

La présence de filaments d’excrément jaunâtres sur la planche d’envol interpelle l’apiculteur. En exerçant une pression sur leur abdomen complètement rempli, il en sort un excrément épais jaune à brunâtre. Il faut rapidement vaporiser de l’eau sur les abeilles dans les ruelles des cadres ou leur donner de l’eau par le biais d’un nourrisseur d’appoint (eau tiède sucrée diluée à 50 % ou eau pure si la hausse est déjà posée (► Quelle eau pour nos abeilles).

La découverte de nymphes blanches le matin qui suit une nuit froide signifie qu’une partie du couvain n’a pu être maintenue au chaud par des ouvrières trop peu nombreuses et que ce couvain mort de froid est évacué hors de la ruche pour éviter une surinfection bactérienne. Les lézards et les oiseaux se serviront au passage…

Photo 16a & b: La découverte de nymphes blanches le matin qui suit une nuit froide peu indiquer qu’une partie du couvain n’a pu être maintenu au chaud par des ouvrières trop peu nombreuses (► Sens et non-sens de la thermo-isolation des ruches).

La présence d’une grande quantité d’eau de condensation le matin devant le trou de vol confirme la bonne santé de la colonie qui élève un couvain volumineux. Les apports de grandes quantités de pollen multicolore confirment la vitalité de la colonie.

Photo 17 : Si les abeilles ramènent beaucoup de pollen, c'est un bon signe (► Reconnaître le pollen).

Il est toujours utile de comparer l’activité de plusieurs ruches dans un même rucher pour confirmer un développement régulier des colonies. Une colonie qui ne rentre pas ou peu de pollen et dont le vol des butineuses est clairement épars par rapport aux ruches contiguës doit attirer l’attention de l’apiculteur. Une visite plus approfondie s’impose pour clarifier la cause de ce retard. Il faut garder en mémoire qu’une colonie bien resserrée au printemps se développera plus rapidement qu’une colonie qui dispose d’un trop grand volume, difficile à chauffer.

Par une belle après-midi avec des températures clémentes on peut observer devant plusieurs ruches des vols denses, irradiant dans tous les sens, avec des regroupements d’abeilles sur la face, juste au-dessus de l’entrée. Ces vols, en apparence désordonnés, correspondent à des vols d’orientation des jeunes abeilles qui repèrent les environs de leur ruche en vue de leur futur métier de butineuses. Elles accomplissent des trajectoires de plus en plus éloignées de la ruche pour mémoriser l’aire de butinage et les points de repères pour revenir à domicile. C’est le soleil d’artifice. Ces vols diffèrent totalement d’un essaimage. En effet, lorsque l’essaim quitte la ruche, on assiste à une véritable « coulée » des abeilles hors de la ruche dont la durée est très courte, de l’ordre de la minute et dont le bruit s’apparente à un vrombissement. Le vol de l’essaim est plus ou moins compact et se pose en quelque 10 minutes non loin de la ruche pour former un grappe piriforme suspendue à la branche plus ou moins élevée d’un arbre proche.

Photo 18 : Les vols d’orientation des jeunes abeilles qui repèrent les environs de leur ruche se font souvent l'après-midi entre 14h00 - 16h00 et ne sont pas à confondre avec un essaimage (souvent entre 11h00 - 14h00).

Le matin, il arrive de trouver une petite chenille blanche sur la planche d’envol. La teigne se nourrit volontiers des déchets de cire et de pollen trouvés sur le fond de la ruche (► La fausse teigne).

Les abeilles tolèrent les teignes adultes et sont incapables de déloger les nymphes enfouies dans leurs cocons. En revanche, les chenilles à la progression plus lente sur les rayons font l’objet d’une chasse assidue et sont expulsées hors de la ruche pour le grand bonheur des passereaux.

Photo 19 : La teigne se nourrit volontiers des déchets de cire et de pollen trouvés sur le fond de la ruche.

Le matin on peut découvrir des concrétions blanchâtres, grises ou noires sur le fond de la ruche et la planche de vol, le plus fréquemment au printemps en raison des retours du froid et d’un mauvais apport nutritionnel. Le couvain calcifié (plâtré; ascosphérose) est une maladie fongique qui affecte le couvain d’ouvrières et de mâles. La contamination des larves par les spores du champignon entraîne leur mort, leur dessèchement et la formation de momies.

Le couvain pétrifié (aspergillosis larvae apium) est une maladie fongique causée par des espèces de champignons du genre Aspergillus : A. fumigatus, A. flavus, et A. niger. Il provoque la momification du couvain d'une colonie d'abeilles mellifères. Ces champignons sont communs dans les sols et sont également pathogènes pour d'autres insectes, oiseaux et mammifères. La maladie est difficile à identifier aux premiers stades de l'infection. Les spores des différentes espèces ont des couleurs différentes et peuvent également causer des affections respiratoires chez l'homme et d'autres animaux. Lorsque les larves d'abeilles absorbent des spores, elles peuvent éclore dans l'intestin, se développant rapidement pour former un anneau en forme de collier près des têtes larvaires. Après la mort, les larves deviennent noires et difficiles à écraser, d'où le nom de couvain pétrifié. Finalement, le champignon émerge du tégument des larves et forme une fausse peau. À ce stade, les larves sont couvertes de spores fongiques poudreuses. Les abeilles ouvrières nettoient le couvain infecté et la ruche peut se rétablir en fonction de facteurs tels que la force de la colonie, le niveau d'infection et les habitudes d'hygiène de la souche d'abeilles (ce caractère varie selon les différentes sous-espèces).

Ascosphaera apis provoque une maladie fongique qui infeste l'intestin des larves. Le champignon est en concurrence avec elles pour la nourriture, ce qui les fait mourir de faim. Le champignon continue ensuite à consommer le reste des corps larvaires, les faisant apparaître blancs et « crayeux ».

Si la colonie n’est pas trop atteinte, l’apport de protéines sous forme de pollen et de sirop 50% peut régler le problème. Parfois le changement de le reine infectée est nécessaire. Si la colonie est très atteinte un essaim artificiel s’impose, voire même le soufrage de la colonie pour éviter une contamination de tout un rucher (► Le couvain califié)

Photo 20 - 22 : Le couvain calcifié (plâtré ; ascosphaerosis larvae apium) est le plus souvent visible pendant les printemps humides. Les ruches à couvain plâtré peuvent généralement être récupérées en augmentant la ventilation dans la ruche.

		Pendant une miellée, il peut arriver que les abeilles paraissent massées au trou de vol, perturbant le décollage et l’atterrissage des butineuses et que de nombreuses pelotes de pollen tapissent la planche d’envol. L’entrée de la ruche est certainement trop exiguë et il faut écarter les grilles pour améliorer la fluidité du trafic
Photo 23 : Si l’entrée de la ruche est trop petite, il peut y avoir des bouchons. Les ventileuses l'encombrent et les abeilles qui sortent obstruent les chemins de celles qui rentrent lourdement chargées. À la longue, ces pertes de temps se traduisent par une diminution de la récolte.Néanmoins, une trop grande ouverture favorise le pillage.

Si toute activité cesse brusquement chez une forte colonie, l'essaimage est chose décidée. La colonie a construit des cellules royales dans lesquelles la reine a pondu et qui contiennent peut-être déjà des larves de reines. Ces cellules seront bientôt operculées. Si l'on veut empêcher l'essaimage, il faut, sans hésiter, prélever un essaim artificiel.

Photo 23a : Si toute activité cesse brusquement chez une forte colonie, l'essaimage s'annonce. Cette colonie va essaimer à très bref délai, peut-être dans quelques minutes. Un essaim primaire sort d'habitacle de la ruche dès que la première cellule de reine est operculée. Si à ce moment il pleut ou si la température n'est pas propice, il attend alors le premier beau jour. Dans un essaim primaire, la reine apparait presque toujours la dernière.

Entre 10 h et 11 h, soudain vous entendez le vol des faux bourdons, ce qui est inhabituel à telle heure et vous avez vite détecté la colonie d'où ils proviennent. Elle vole irrégulièrement et des abeilles chargées de pollen sortent du trou de vol.

Lorsqu'on marche lentement devant le rucher, le soir, alors que les bruits de la journée se taisent peu à peu, on peut entendre très distinctement le « tut » d'une jeune reine au travers du trou de vol des populations qui ont donné un essaim primaire. Le « qwak » des reines qui se trouvent encore dans les cellules est plus difficilement audible. Cette colonie donnera, le lendemain ou au plus tard le 3e jour, un essaim secondaire. Dans l'essaim secondaire comme dans l'essaim de chant, la reine apparait en premier lieu. Tous deux sortent même si la température est moins favorable et tous deux construisent pendant 3 semaines exclusivement des cellules d'ouvrières.

Une colonie qui n'a pas donné d'essaim primaire laisse entendre le « tut » bien connu. La reine de cette colonie est morte il y a environ deux semaines ou elle a été blessée ou tuée lors d'une visite, ce qui arrive souvent. Certe colonie donne le lendemain un essaim de chant (► Essaimage).

3. En été

En été, lorsque la température intérieure de la ruche est trop élevée, une grande partie de la colonie la quitte pressentant d’instinct différents dangers (ramollissement des constructions, rupture des rayons chargés de miel ou de couvain). Si la température continue à monter au-delà de 36 °C, le couvain en souffre et peut mourir. Ce couvain mort se décompose dans les cellules, mais il ne faut surtout pas le confondre avec la loque. Il faut aérer immédiatement et retirer le tiroir s’il est en place. Cette situation se produit le plus souvent dans les ruchers exposés au midi et ne possédant aucune protection contre les rayons du soleil qui viennent frapper directement le trou de vol.

		Lorsque la température extérieure s’élève au-dessus de 30°C, on peut observer une grappe plus ou moins volumineuse d’abeilles qui pend à l’extrémité de la planche d’envol. Elles font la « barbe » pour décharger le poids des rayons de cire qui menacent de fondre et de s’effondrer avec le couvain et les réserves.
Photo 24 : En été quand il fait très chaud, une grappe d'abeille devant l'entrée n'est rien d'inquiétant sauf si la température continue à monter au-delà de 36 °C.

D’autres ouvrières, les "ventileuses" sont arc-boutées sur la planche d’envol, la tête face à l’entrée de la ruche, le corps bien à plat et les ailes battant à tout-va. Le courant d’air ainsi produit permet d’évaporer l’eau apportée par les « climatiseuses » et fait baisser la température dans le corps de ruche. Le même phénomène est observé lorsque les abeilles cherchent à diminuer l’hygrométrie du miel, juste avant l’operculation et puis le stockage.

Photo 25 : En été, lorsque la température extérieure est élevée, les « climatiseuses » font baisser la température dans le corps de ruche.

		Cette thermorégulation ne doit pas être confondue avec les abeilles battant le « rappel » après l’« enruchement » d’un essaim récupéré ou lors du vol d'orientation.
Photo 26 : La phéromone Nasonov est libérée par les abeilles ouvrières pour orienter les abeilles butineuses qui reviennent vers la colonie. Pour diffuser cette odeur, les abeilles lèvent leur abdomen, qui contient les glandes Nasonov, et battent vigoureusement leurs ailes.

Les abeilles sont massées devant l’entrée, tête vers la ruche, ailes battantes, mais l’extrémité de leur abdomen est pointée vers le haut et on aperçoit une déhiscence du dernier segment abdominal permettant la dissémination de la phéromone de traçage produite par la glande de Nasonov (► Phéromones royales).

4. En automne

En automne, les colonies se préparent pour l’hivernage. C’est une période de remaniement profond du comportement de la colonie. Les mâles sont devenus des bouches inutiles et les ouvrières les affament avant de les expulser hors de la ruche sans ménagement et sans état d’âme.

Si les mâles sont expulsés, c’est le signe qu’une reine se trouve dans la ruche. C’est le moment idéal pour changer la reine si elle est âgée de plus de 3 ans.

Photo 27 & 28 : Expulsion des faux bourdons. Chaque colonie possédant une reine expulse ses faux bourdons en aout. Quelque temps auparavant, les abeilles cessent de nourrir ces bouches inutiles afin de les affaiblir.

Après une nuit plus froide que les autres, on peut observer le matin, des larves ou des nymphes blanches sur la planche d’envol. Pour les mêmes raisons déjà évoquées au printemps, le couvain mort de froid est éliminé et expulsé hors de la ruche par les nettoyeuses.

L’observation de la planche d’envol permet parfois de repérer des ouvrières incapables de voler, dont les ailes sont déformées et atrophiées. Ces abeilles ont été victimes pendant leur nymphose du virus DWV véhiculé par le varroa. C’est un signe d’alarme redouté car la pression de la varroase risque de provoquer l’effondrement de la colonie avant même l’arrivée de l’hiver. Un contrôle des chutes naturelles sur le tiroir et un traitement s’impose si les chutes dépassent 5/jour (► La maladie des ailes déformées) !

Photo 29 : Le virus des ailes déformées ou DWV (Deformed wing virus) est un virus à ARN qui affecte les abeilles domestiques. Les sujets touchés par ce virus présentent comme symptôme des ailes complètement rétrécies empêchant l'abeille de voler. (Source: KnackBockBlog | Seite 14 , wordpress.com) (► La Résistance à Varroa).

En automne, la colonie a un objectif prioritaire : stocker des réserves de nourriture pour passer l’hiver. L’observation d’une activité chaotique avec de la bagarre devant l’entrée d’une ruche, avec des amas d’abeilles sous le tiroir, au niveau des interstices du chapiteau ou du nourrisseur, la présence d’abeilles noires et dépourvues de poils (elles les ont perdus dans le pugilat), de dépôts granuleux et collants devant l’entrée et sur la grille métallique permet sans hésiter de reconnaître un pillage. Parfois le pillage est effectué par des guêpes : le spectacle est très discret mais le va et vient incessant de ces hyménoptères, proches cousines, puise largement dans les réserves de la colonie sans vraiment déclencher de défense de la part des gardiennes. Le facteur favorisant, c’est la présence ou l’odeur de miel ou de sirop au rucher. Attention lors du nourrissement avec le sirop concentré et encore pire avec le sirop 50% : la moindre goutte tombée au sol attire les butineuses et la folie s’empare bientôt de tout le rucher. Pour éviter une agitation au rucher, nourrir de préférence le soir, lorsque les butineuses sont à l’intérieur de la ruche. Dans le même ordre d’idée, faire lécher les cadres de hausse après l’extraction est périlleux.

Qui dit pillage dit pilleuses et pillées. Une ruche faible, dont les gardiennes ne peuvent défendre efficacement leur entrée sera la proie d’une colonie forte qui s’empare de son stock de nourriture… mais également des probables nombreux varroas qui profitent du déclin immunitaire pour se multiplier et véhiculer leur lot de virus ! Le pillage est donc à double tranchant. Le seul véritable bénéficiaire est le varroa phorétique qui peut changer de toit et se propager à tout le rucher malgré les 2 traitements d’été ! Une ruche pillée doit donc être fermée et déplacée à distance du rucher pour éviter d’attiser la fièvre du pillage et la transmission de maladies. La survie de cette colonie est incertaine déjà avant la mise en hivernage. Il faut se rappeler que le pillage d’une colonie n’est pas une maladie en soi mais la conséquence d’un effondrement progressif d’une colonie qui périclite pour x raisons.

Depuis quelques années, certains apiculteurs s’inquiètent de voir leurs ruches plus régulièrement et plus fortement attaquées par le Frelon asiatique. En vol stationnaire à une vingtaine de centimètres de l’entrée de la ruche, une ouvrière de Vespa velutina nigrithorax succède régulièrement à une autre pour capturer les butineuses qui reviennent à la ruche, chargées de pollen. Le frelon fonce sur sa proie, la saisit entre ses pattes et la tue d’un coup de mandibules derrière la tête avant de l’emporter dans un arbre pour la dépecer.

Photo 30 - 32 : Le danger de pillage est encore bien plus grand en août qu'en avril. De nombreuses butineuses essayent de rapporter de cette façon de la nourriture avant de mourir. Il faut rétrécir à temps le trou de vol. Les pillardes sont d'une ténacité étonnante. Le pillage par des guêpes est moins spectaculaire mais efficace (► Le frelon asiatique arrive en Suisse).
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Anecdote : un jour de grande miellée, un trafic intense règne entre les planches d'envol de deux colonies voisines; il s'effectue le long des façades, mais peut aussi emprunter des voies plus détournées. C'est un indice d'u pillage latent. Une colonie en pille une autre de la façon la plus civile. Un écran placé entre les ruches est le plus souvent franchi ou contourné. Les pillardes pénètrent même dans la ruche. Ce pillage latent explique parfois des récoltes anormalement élevées.

Conclusion :

Chaque saison permet à l’apiculteur curieux d’observer des scènes qu’il faut interpréter correctement pour deviner ce qu'il se passe à l’intérieur de la ruche. En couplant ces observations au trou de vol avec la lecture du tiroir (► Les secrets passionnants de la lecture des déchets), véritable miroir de la vie par-dessous les cadres, on peut affiner ses hypothèses. Si le couvre-cadres est en PVC transparent (plexiglass), l’observation de l’activité par-dessus de la colonie permet de se faire une idée rapide du développement de la colonie. Le must reste la ruche connectée (► Observations en temps)

Voir aussi :

La récolte du miel

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Récolter au bon moment

1.1 Pourquoi le moment de la récolte conditionne tout

Objectif
Comprendre que la récolte n'est pas une date dans le calendrier, mais une décision qui se prend à partir d'observations concrètes — et que les erreurs commises à ce stade ne se corrigent plus en aval.

La récolte du miel est souvent vécue comme le moment fort de la saison. Mais c'est aussi celui où des décisions prises trop vite — récolter trop tôt, mélanger des hausses de maturité inégale, ignorer les conditions météo — engagent directement la qualité du produit final et sa stabilité à long terme.

Le miel est un produit vivant, hygroscopique et sensible. Une fois extrait, il ne peut plus « mûrir » davantage. La fermentation, principal risque de détérioration, dépend directement de la teneur en eau au moment de la récolte. Un miel trop humide fermentera — qu'il soit beau, bien operculé ou issu d'une bonne colonie.

Cet article accompagne l'apiculteur de la hausse encore sur la ruche jusqu'au pot fermé, prêt à être vendu ou offert.

1.2 Reconnaître la maturité : trois outils, un seul objectif

Objectif
Distinguer les trois méthodes de contrôle de la maturité, comprendre ce que chacune mesure réellement — et savoir les combiner.

L'operculage, le test de la secousse et le réfractomètre ne sont pas équivalents. Ils donnent des informations complémentaires. Seul le réfractomètre mesure directement la teneur en eau.

L’operculation est le premier signal. Un cadre dont les cellules sont operculées à plus des deux tiers contient généralement du miel mûr. Mais ce n'est pas une garantie absolue : en période de grande miellée, les abeilles peuvent operculer du miel encore trop humide si les apports sont très rapides.

Le test de la secousse est un contrôle rapide sur le cadre non operculé. On tient le cadre horizontalement et on lui imprime un mouvement sec vers le bas. Si des gouttes de nectar s'en échappent, la teneur en eau est trop élevée — ne pas récolter ce cadre. S'il ne coule rien, le miel est suffisamment épais.

Le réfractomètre est le seul outil qui mesure directement la teneur en eau. Il doit être étalonné avant chaque usage et la mesure doit être représentative de la charge : prélever des échantillons sur plusieurs cadres de la même hausse, pas uniquement sur les plus beaux. Une seule mesure sur un seul cadre ne représente pas la hausse entière.

1.3 Les trois seuils de teneur en eau : ne pas les confondre

Objectif
Distinguer clairement les trois niveaux de référence pour la teneur en eau du miel, afin de prendre des décisions éclairées au moment de la récolte et de la mise en vente.

Trois valeurs circulent dans la littérature apicole. Elles ne répondent pas à la même question et ne s'appliquent pas dans les mêmes situations.

Niveau	Valeur	Ce que ça signifie
Limite légale (Suisse)	20 %	Au-delà, le miel ne peut pas être mis en commerce. C'est une limite à ne pas franchir, pas un objectif à atteindre.
Standard de label (apisuisse)	< 18,5 %	Requis pour les programmes de qualité avec label. Miel stable et sûr dans des conditions normales de stockage.
Objectif pratique de sécurité (Agroscope / pratique)	< 17,5 %	Miel de haute qualité, fermentation très improbable, idéal pour une longue conservation.

Point pratique : viser 20 % comme objectif de récolte est une erreur fréquente. La limite légale est une frontière à ne pas franchir. En pratique, récolter avec un objectif de moins de 18 % laisse une marge de sécurité réelle, notamment parce que le miel peut absorber de l'humidité ambiante pendant l'extraction et le stockage.

1.4 Fenêtre météo et humidité ambiante

Objectif
Comprendre que le miel est hygroscopique — il échange de l'eau avec l'air ambiant — et que les conditions météo au moment de la récolte influencent directement la teneur en eau finale.

Un miel bien mûr dans la ruche peut voir sa teneur en eau augmenter lors de la récolte si les conditions sont défavorables. Ce risque est souvent sous-estimé.

Le miel est hygroscopique : exposé à de l'air humide, il absorbe de l'eau. Des cadres ouverts dans un environnement à forte humidité relative — pendant la libération les hausses des abeilles, le transport, ou dans une miellerie non contrôlée — peuvent voir leur teneur en eau augmenter de manière mesurable.

Quelques repères pratiques :

Éviter de récolter pendant ou juste après une période de pluie prolongée.
Ne pas laisser des cadres extraits exposés à l'air libre plus longtemps que nécessaire.
Travailler dans une miellerie aussi sèche que possible : une humidité relative inférieure à 60 % est un objectif raisonnable.
Fermer les hausses et les contenants dès que possible.

Le choix du moment de la journée peut aussi jouer un rôle : la fin de matinée par temps sec et ensoleillé correspond souvent à une humidité relative plus faible qu'en début de journée ou en soirée.

1.5 Libérer les hausses des abeilles : trois méthodes

Objectif
Présenter les trois méthodes principales pour libérer les hausses des abeilles, avec leurs avantages et leurs contraintes, afin de choisir celle qui correspond à la situation.

Aucune méthode n'est universellement supérieure. Le bon choix dépend du nombre de colonies, du temps disponible, de la météo et du niveau d'activité des abeilles.

Méthode	Avantages	Points d'attention
Chasse-abeilles (posée la veille)	Peu de stress pour les abeilles. Hausse quasi vide le lendemain. Peu de manipulation directe.	Nécessite deux passages au rucher. Par temps humide, ou si les hausses restent longtemps hors du climat de la ruche, les cadres peuvent reprendre de l'humidité au contact de l'air ambiant. Ne pas laisser en place plus de 24 h.
Brossage ou secouage cadre par cadre	Très sélectif : permet de ne récolter que les cadres mûrs. Un seul passage suffit.	Plus de manipulation, plus d'agitation. Risque de pillage accru si les cadres restent exposés. Demande de l'expérience et de la rapidité.
Souffleur	Rapide sur de grands effectifs. Efficace.	Matériel supplémentaire. Plus de perturbation au rucher. Moins adapté aux petits effectifs ou aux ruchers situés près des habitations.

Dans tous les cas : couvrir les hausses enlevées sans délai, éviter de laisser des cadres à l'air libre et gérer le risque de pillage, surtout en période de disette.

1.6 Transport et stockage temporaire des hausses

Objectif
Éviter que des hausses correctement récoltées ne perdent en qualité entre le rucher et la miellerie.

Entre le moment où la hausse quitte la ruche et celui où les cadres entrent dans l'extracteur, plusieurs erreurs classiques peuvent compromettre un miel pourtant bien mûr.

Erreurs fréquentes à éviter :

Laisser les hausses exposées au soleil dans un véhicule fermé : la cire des cadres peut ramollir et le miel se dégrade à la chaleur.
Stocker des hausses dans un local humide ou à proximité de produits odorants : le miel absorbe les odeurs et l'humidité.
Attendre plusieurs jours avant d'extraire : plus l'attente est longue dans des conditions non contrôlées, plus les risques augmentent.
Empiler des hausses ouvertes sans couvercle : invitation directe au pillage et à la prise d'humidité.

Règle pratique : extraire les cadres le jour de la récolte ou le lendemain au plus tard, dans une miellerie propre, sèche et close. Les cadres encore chauds de la ruche se traitent mieux : le miel est plus fluide, ce qui facilite l'extraction et la filtration.

1.7 Cas particuliers selon le type de miel

Objectif
Signaler les situations où la logique standard de la récolte doit être adaptée, notamment pour les miels à cristallisation rapide ou à composition particulière.

Colza (Brassica napus)
Le miel de colza cristallise très rapidement — parfois en quelques jours après la récolte — et peut commencer à cristalliser dans les alvéoles avant même d'être extrait. Il est indispensable de récolter dès que le miel est mûr, sans attendre. Tout retard risque de rendre l'extraction difficile voire impossible sur certains cadres.

Miels de forêt et miellat
Les miels de forêt ont souvent une teneur en minéraux plus élevée et une viscosité plus importante. La cristallisation est généralement plus lente, mais le risque du mélézitose doit être connu : certains miellats contiennent une proportion élevée de mélézitose, un sucre qui peut bloquer complètement les alvéoles. Une surveillance étroite et une extraction très rapide sont nécessaires, avant que la cristallisation dans les alvéoles ne rende la centrifugation impossible.

Miels de printemps (pissenlit, arbres fruitiers)
Ces miels présentent souvent une teneur en glucose élevée et une cristallisation rapide, comparable au colza. Surveiller la maturité de près et ne pas laisser les cadres sur la ruche au-delà du nécessaire une fois la miellée terminée.

1.8 Synthèse — Récolter au bon moment

La récolte est une décision, pas une date. Elle se prend à partir d'observations concrètes, dans de bonnes conditions météo, avec les bons outils. Les erreurs commises ici ne se corrigent pas en aval.

Point de contrôle	Ce qu'il faut vérifier
Maturité des cadres	Operculage ≥ 2/3, test de la secousse négatif, mesure au réfractomètre
Teneur en eau cible	Objectif pratique < 18 % ; 20 % est une limite légale, pas un but
Conditions météo	Temps sec, humidité ambiante basse, éviter après une longue période de pluie
Méthode pour chasser les abeilles des hausses	Adaptée à la situation ; hausses couvertes sans délai
Transport et stockage	Pas de chaleur excessive, pas d'exposition à l'air humide, extraire rapidement
Type de miel	Colza, mélézitose et miels de printemps exigent une récolte et une extraction sans délai

2. Extraire et contrôler la qualité

2.1 Préparer la miellerie : hygiène, matériaux, température

Objectif
Mettre en place un espace de travail qui protège la qualité du miel dès le premier contact — avant même que les cadres ne soient désoperculés.

La miellerie n'a pas besoin d'être un laboratoire. Mais elle doit répondre à quelques exigences de base qui conditionnent directement la sécurité alimentaire et la qualité sensorielle du produit.

Étanchéité aux abeilles. La pièce doit être fermée aux abeilles pendant toute la durée du travail. Une fenêtre ouverte ou une porte entrebâillée suffit à déclencher un pillage difficile à maîtriser — et à introduire des contaminants indésirables.

Surfaces et matériaux. Seuls des matériaux alimentaires sont admis au contact du miel : inox, verre, plastique alimentaire certifié. Les métaux non protégés (zinc, cuivre, fer) réagissent avec l'acidité du miel et peuvent altérer sa couleur, son goût et sa composition. Les récipients fissurés ou rayés sont difficiles à nettoyer correctement et doivent être remplacés.

Propreté et eau potable. Tous les équipements doivent être propres et secs avant utilisation. Le nettoyage se fait à l'eau potable. L'humidité résiduelle dans un récipient mal séché représente un risque direct pour la teneur en eau du miel.

Température ambiante. Une miellerie à 20–25 °C permet au miel de rester suffisamment fluide pour s'extraire, filtrer et décanter correctement. En dessous de 18 °C, la viscosité augmente, l'extraction est moins complète et la filtration se ralentit.

Neutralité olfactive. Le miel absorbe les odeurs. Une miellerie qui sent le gasoil, les produits ménagers, la peinture ou les animaux domestiques est une miellerie à problèmes. Aérer à l'avance, puis fermer avant de commencer.

2.2 Désoperculer : méthodes et gestion de la cire

Objectif
Ouvrir les cellules efficacement sans endommager inutilement les rayons, et traiter la cire d'opercules comme ce qu'elle est : une matière première de grande valeur.

La désoperculation est le premier geste technique de l'extraction. Un travail soigné réduit la charge des filtres, limite les pertes en miel et préserve la qualité de la cire.

Les outils. Le couteau à désoperculer — qu'il soit froid, chauffé à l'eau chaude ou électrique — reste la référence pour un travail propre sur des cadres réguliers. La fourchette à désoperculer est utile pour les zones irrégulières ou légèrement enfoncées. L'essentiel est de couper le plus superficiellement possible : l'objectif est d'ouvrir les cellules, pas de retirer une épaisseur de rayon.

Erreurs fréquentes. Couper trop profondément introduit des fragments de cire dans le miel et fragilise le rayon pour les saisons suivantes. Travailler avec un outil froid sur un miel visqueux arrache la cire plutôt qu'elle ne la coupe. Un couteau légèrement chauffé — pas brûlant — glisse mieux et cause moins de dégâts.

La cire d'opercules. C'est la cire de meilleure qualité produite par la colonie — blanche, peu contaminée, riche en valeur. Elle ne doit pas être jetée ni mélangée à de vieilles cires. La laisser égoutter dans un bac approprié permet de récupérer le miel résiduel avant de la traiter séparément. Ce miel d'égouttage peut être intégré à la charge si sa teneur en eau est satisfaisante, ou réservé à un usage différent.

2.3 Extraire : conduite de la centrifugation

Objectif
Extraire le miel de manière complète et douce, en adaptant la vitesse et la méthode au type d'extracteur et à la nature du miel.

Extracteur tangentiel ou radial ? Dans un extracteur tangentiel, les cadres sont placés perpendiculairement à l'axe de rotation. Une face est extraite, puis les cadres sont retournés pour extraire l'autre. Dans un extracteur radial, les cadres sont disposés comme les rayons d'une roue et les deux faces sont extraites simultanément. Le radial est plus rapide pour de grandes quantités ; le tangentiel est souvent plus accessible pour les petits effectifs et fonctionne bien avec des rayons de formats variés.

Conduite de la vitesse. Quelle que soit la machine, la règle est la même : monter progressivement en vitesse. Un démarrage brutal sur des cadres chargés provoque des déséquilibres et peut casser les rayons, notamment sur des cires fines ou des miels partiellement cristallisés. Pour l'extracteur tangentiel, une première passe à vitesse modérée sur la face exposée, avant de retourner et d'extraire complètement, évite que le poids de l'autre face ne déforme le rayon.

Température et fluidité. Des cadres encore chauds de la ruche s'extraient nettement mieux que des cadres qui ont refroidi. Si les hausses ont été stockées la nuit, les réchauffer modérément à 25–30 °C avant extraction améliore le rendement. Pendant l'extraction et la préparation des hausses, rester si possible à 35 °C au maximum : au-delà, on s'éloigne du cadre de qualité recommandé pour préserver au mieux les caractéristiques naturelles du miel.

Équilibrage du chargement. Un extracteur mal chargé vibre, s'use prématurément et peut endommager les cadres. Toujours charger symétriquement — nombre pair de cadres, poids équivalent de part et d'autre.

2.4 Filtrer et décanter

Objectif
Éliminer les particules grossières (cire, débris) tout en conservant les composants naturels du miel — notamment le pollen — et laisser le temps aux bulles d'air de remonter avant la mise en pot.

Filtrer ne signifie pas stériliser. Un miel de table doit conserver son pollen et ses composants naturels. La filtration a pour seul objectif de retirer les impuretés visibles introduites par le processus.

La maille de filtration. La réglementation suisse fixe une limite inférieure de 0,2 mm (200 µm) pour le tamis. En dessous de cette maille, on risque de retenir une partie du pollen, ce qui n'est pas conforme à la logique d'un miel de table. En pratique, un double filtre (maille grossière + maille fine, toutes deux au-dessus de 0,2 mm) placé directement sous l'extracteur suffit pour un travail propre.

Ne pas forcer la filtration. Appuyer sur le miel pour le faire passer plus vite à travers un filtre saturé introduit des bulles d'air et peut fracturer mécaniquement des particules de cire. Mieux vaut changer ou rincer le filtre régulièrement pendant le travail.

La décantation en maturateur. Après filtration, le miel repose en général 24 à 48 heures dans un maturateur — récipient à fond plat avec robinet de fond. Durant ce temps, les bulles d'air et les dernières particules légères remontent en surface sous forme d'écume. Cette écume doit être retirée complètement avant la mise en pot. Couvrir le maturateur pendant toute la durée de la décantation : un miel ouvert absorbe l'humidité et les odeurs ambiantes.

Température de décantation. Autour de 20–25 °C, la décantation est généralement efficace. En dessous de 18 °C, le miel devient trop visqueux et les particules montent trop lentement. Au-dessus de 30 °C, la décantation est plus rapide, mais une exposition prolongée à cette température augmente le risque de dégradation qualitative.

2.5 Contrôler la teneur en eau après extraction

Objectif
Mesurer la teneur en eau de la charge après extraction pour décider en connaissance de cause — et ne pas découvrir un problème au moment de la mise en pot.

La mesure après extraction porte sur la charge entière, pas sur un cadre isolé, et elle conditionne la suite du processus.

Mesurer correctement. Prélever des échantillons à plusieurs endroits du maturateur (surface, milieu, fond) et les homogénéiser avant de mesurer. Le réfractomètre doit être étalonné et la mesure effectuée à 20 °C ou corrigée selon la table fournie avec l'appareil.

Interpréter le résultat.

Teneur en eau mesurée	Décision recommandée
< 17,5 %	Excellent. Poursuivre normalement.
17,5 – 18,5 %	Correct. Stocker avec soin, mettre en pot rapidement, éviter tout apport d'humidité supplémentaire.
18,5 – 20 %	Limite. Tenir séparé, utiliser en priorité, ne pas mélanger avec d'autres charges. Surveiller les signes de fermentation.
> 20 %	Hors commerce. Ne pas vendre. Réserver pour usage propre ou transformation (hydromel).

Ne jamais mélanger une charge limite avec une charge sèche pour en améliorer la moyenne. Cela dilue le risque sans l'éliminer.

⚠ Réduction d'humidité après récolte : une solution de dernier recours

Il est techniquement possible de réduire la teneur en eau d'un miel trop humide après extraction, en le laissant reposer ouvert dans une pièce déshumidifiée. Cette approche peut dépanner dans une situation exceptionnelle.

Elle ne doit pas devenir une routine, pour deux raisons importantes. D'abord, elle ne corrige pas la cause du problème — un miel récolté trop tôt. Ensuite, des programmes qualité suisses encadrent ou restreignent ce type de pratique : vérifier la réglementation applicable avant d'y recourir pour du miel destiné à la vente.

La seule solution fiable reste de récolter à maturité.

2.6 Synthèse — Extraction et contrôle qualité

L'extraction est une chaîne. Chaque étape conditionne la suivante. Un problème détecté trop tard — une teneur en eau trop élevée, une contamination odorante, une filtration insuffisante — est difficile ou impossible à corriger sans dégrader le produit.

Étape	Point de contrôle critique
Miellerie	Propre, sèche, étanche aux abeilles, odeur neutre, matériaux alimentaires
Désoperculation	Couper superficiellement, récupérer la cire d'opercules séparément
Centrifugation	Montée en vitesse progressive, rester si possible à 35 °C au maximum pendant l'extraction
Filtration	Maille ≥ 0,2 mm, ne pas forcer, changer le filtre si saturé
Décantation	En général 24–48 h couvert, 20–25 °C, écumer complètement avant mise en pot
Mesure teneur en eau	Réfractomètre étalonné, échantillon homogène, décision par charge

3. Mise en pot, étiquetage et stockage

3.1 Cristallisation : comprendre pour maîtriser

Objectif
Comprendre pourquoi le miel cristallise, ce qui détermine la vitesse et la texture — et comment utiliser ce phénomène à son avantage plutôt que de le subir.

La cristallisation n'est pas un défaut. C'est un processus naturel, signe d'un miel non chauffé et non traité. Le problème n'est pas la cristallisation elle-même, mais une cristallisation non maîtrisée.

Le miel est une solution sursaturée de sucres. La cristallisation se produit quand les molécules de glucose se séparent de l'eau et s'organisent en cristaux. Sa vitesse dépend de trois facteurs principaux :

La composition en sucres. Un miel riche en glucose (colza, pissenlit, printemps) cristallise rapidement — parfois en quelques jours. Un miel riche en fructose (acacia, miel de forêt) reste liquide beaucoup plus longtemps. La proportion glucose/fructose est déterminée par la source florale et ne peut pas être modifiée après récolte.

La température. La cristallisation est la plus rapide autour de 14 °C. Au-dessus de 25 °C, elle ralentit fortement. En dessous de 5 °C, le processus se bloque presque complètement — mais reprend dès que le miel revient à température ambiante. Conserver un miel fluidifié au réfrigérateur n'est pas une solution durable.

Les germes de cristallisation. Les particules en suspension — pollen, micro-bulles, fragments de cire — servent de points de nucléation. Plus il y en a, plus la cristallisation est rapide et plus les cristaux formés sont fins. C'est ce principe qui est utilisé dans le conditionnement crémeux.

Type de miel	Vitesse de cristallisation	Conséquence pratique
Colza, pissenlit, printemps	Très rapide (jours)	Mettre en pot rapidement ou conduire le crémeux sans délai
Fleurs d'été, tilleul, trèfle	Modérée (semaines)	Fenêtre de travail confortable
Acacia, miel de forêt (sans mélézitose)	Lente (mois)	Peut être vendu liquide sur une longue durée
Mélézitose (certains miellats)	Extrêmement rapide et dure	Surveillance étroite, extraction très rapide impérative

3.2 Conduire la cristallisation : liquide, crémeux ou naturel

Objectif
Choisir consciemment la forme de conditionnement souhaitée et conduire le processus pour y arriver, selon le type de miel.

La texture finale du miel est une décision, pas un hasard. Elle doit être prise tôt, car les fenêtres d'action sont étroites pour certains miels.

Miel liquide. Mettre en pot rapidement après décantation, avant que la cristallisation ne commence. Convient aux miels naturellement stables (acacia, forêt). Pour les miels à cristallisation rapide, cette option n'est viable qu'à court terme : le miel deviendra solide dans le pot chez le client. Il est utile d'en informer clairement la clientèle.

Miel crémeux. C'est la technique de référence pour les miels à cristallisation rapide. Elle consiste à ensemencer le miel encore fluide avec environ 5–10 % de miel crémeux de qualité (miel d'amorce à grains très fins), puis à remuer régulièrement pendant plusieurs jours à une température de 14–18 °C. Le miel est mis en pot au moment où il atteint la consistance souhaitée — ni trop liquide, ni trop ferme.

Produire du miel crémeux : les étapes clés

Choisir le bon moment pour ensemencer. Le miel doit être encore entièrement liquide, mais refroidi à environ 25–30 °C. Un miel trop chaud ralentit la cristallisation ; un miel déjà partiellement pris ne se mélange plus homogènement avec l'amorce.
Utiliser une amorce de qualité. Le miel d'amorce doit être très finement cristallisé, sans grumeaux ni arôme dominant. La proportion recommandée est de 5–10 % du poids total de la charge. En pratique, l'idéal est de conserver à cet effet un petit pot de son propre miel crémeux, issu d'une charge précédente bien réussie. À défaut, l'amorce peut être obtenue auprès d'un apiculteur de confiance ou, en dernier recours, choisie dans le commerce sous forme d'un miel crémeux de qualité bien connue. L'essentiel est de vérifier qu'elle présente une cristallisation très fine, une teneur en eau satisfaisante et aucun signe de fermentation. Une amorce grossière donne une texture granuleuse dans le produit fini.
Mélanger soigneusement sans incorporer d'air. Remuer lentement et régulièrement, en général une à deux fois par jour, à l'aide d'un ustensile propre. Éviter de fouetter : l'air emprisonné dans le miel crémeux blanchit la surface, favorise la formation de mousse et nuit à l'aspect du produit fini.
Maintenir une température stable de 14–18 °C. C'est la plage optimale pour une cristallisation fine et rapide. En dessous d'environ 10 °C, la cristallisation devient nettement plus lente ; au-dessus de 20 °C, elle devient souvent plus irrégulière.
Surveiller la consistance quotidiennement. Le miel est prêt à être mis en pot lorsqu'il a la texture d'une pommade souple — il s'étale sans couler et tient dans la cuillère. À ce stade, transvaser sans attendre : un miel trop ferme dans le maturateur est difficile à mettre en pot proprement.
Ne pas laisser dépasser le point de fermeté. Un miel crémeux trop dur dans le contenant de travail oblige à le réchauffer pour le transvaser, ce qui nuit à la texture finale. En pratique, il est préférable de mettre en pot légèrement avant le point de fermeté plutôt qu'après.

Cristallisation naturelle. Certains miels peuvent être laissés à cristalliser librement, sans intervention. La texture est alors moins prévisible, mais le produit reste parfaitement sain. Cette approche convient à un usage personnel ou à une clientèle qui valorise le caractère naturel.

Ce qu'il ne faut pas faire : chauffer un miel déjà cristallisé à plus de 40 °C pour le rendre liquide. Cela dégrade les enzymes, augmente le HMF et altère le profil aromatique. Une fluidification ponctuelle douce à 35–40 °C, contrôlée et de courte durée, est acceptable — mais ne doit pas devenir systématique.

3.3 Mise en pot

Objectif
Remplir les contenants proprement, au bon moment, en évitant les erreurs qui compromettent la présentation ou la conservation.

Contenants. Verre de préférence — neutre, imperméable, réutilisable et inerte. Le plastique alimentaire est admis mais doit être certifié pour le contact avec les denrées alimentaires. Les couvercles doivent fermer hermétiquement.

Pots secs. Rincer les pots à l'eau potable et les laisser sécher complètement avant utilisation. Une stérilisation à la vapeur — par exemple dans un four vapeur — peut être idéale du point de vue de l'hygiène, à condition que les pots soient ensuite parfaitement secs. Une goutte d'eau dans le fond d'un pot représente un apport d'humidité localisé significatif.

Timing selon la texture visée. Pour un miel liquide, remplir dès la fin de la décantation. Pour un miel crémeux, remplir quand la texture est atteinte mais encore souple. Un miel qui a déjà durci dans le maturateur est très difficile à transvaser sans incorporer d'air.

Température des pots et du miel. Une différence de température importante entre le miel et le pot provoque de la condensation à l'intérieur. Laisser les pots s'acclimater à la température de la pièce avant de les remplir.

Fermer immédiatement. Chaque minute où un pot rempli reste ouvert est une minute d'absorption d'humidité. Fermer les couvercles sans délai et vérifier l'étanchéité.

3.4 Étiquetage

Objectif
Rappeler les mentions obligatoires selon la réglementation suisse et pointer vers la ressource de référence pour les cas complexes.

Mentions obligatoires sur chaque pot vendu (droit alimentaire suisse)

Dénomination spécifique : « Miel » ou mention plus précise (miel de fleurs, miel de forêt, etc.) si les conditions sont remplies.
Pays de production : à indiquer s'il ne ressort pas déjà clairement de la dénomination ou de l'adresse (par ex. « Miel suisse », « Produit en Suisse » ou une adresse suisse explicite).
Nom et adresse complète du producteur ou du conditionneur.
Poids net (en grammes ou kilogrammes).
Date de durabilité minimale (DDM) : « À consommer de préférence avant fin… »
Numéro de lot (précédé de « L ») pour la traçabilité.

À éviter : mentions trompeuses (« 100 % naturel », « pur »), allégations de santé non autorisées, désignations de variétés sans base suffisante.

→ Pour les détails et cas particuliers : consulter la fiche apisuisse « Étiqueter correctement le miel » et l'article ApiSavoir dédié.

3.5 Stockage

Objectif
Conserver les qualités du miel jusqu'au consommateur, en évitant les erreurs qui dégradent insidieusement un produit pourtant bien récolté et bien extrait.

Conditions de base. Le miel se conserve dans un endroit frais (idéalement 10–15 °C), sec, à l'abri de la lumière et hermétiquement fermé. Ces conditions ne sont pas difficiles à remplir — mais elles sont souvent négligées.

Lumière et chaleur. L'exposition à la lumière et aux températures élevées accélère la dégradation des arômes, la décoloration et la formation de HMF. Chaleur et lumière sont les deux principaux ennemis de la qualité en stock ; les pots transparents placés en vitrine ensoleillée sont particulièrement exposés.

Humidité. Un pot insuffisamment étanche peut laisser entrer de l'humidité, surtout en local humide. Les hobbocks doivent être stockés couvercle en haut, contrôlés régulièrement et replacés dans un local sec.

Rotation des stocks. Appliquer le principe « premier entré, premier sorti ». Les miels plus anciens doivent partir avant les nouvelles récoltes. Tout signe de fermentation (bulles, odeur acide, couvercle bombé) impose de retirer le lot de la vente immédiatement.

Grands contenants. Les hobbocks doivent être hermétiques, en matériau alimentaire, étiquetés avec le numéro de lot et la date de récolte. Ne jamais rajouter du miel d'une nouvelle récolte dans un contenant déjà entamé d'une saison précédente.

3.6 Traçabilité et documentation minimale

Objectif
Mettre en place un système de traçabilité simple mais efficace, qui permette de retrouver l'origine d'un problème si un client se manifeste ou si un contrôle a lieu.

La traçabilité n'exige pas un système complexe. Pour un apiculteur de taille modeste, un simple registre suffit, à condition qu'il permette de relier chaque pot vendu à une charge précise.

Le minimum utile par charge :

Date de récolte et rucher d'origine
Type de miel (fleurs, forêt, colza…)
Teneur en eau mesurée (valeur et date de mesure)
Numéro de lot (repris sur l'étiquette)
Quantité produite et conditionnée
Date de mise en pot

Ce registre permet, en cas de réclamation ou de contrôle, de retrouver immédiatement les informations liées à un lot spécifique. Il est aussi un outil personnel utile pour améliorer sa pratique d'une saison à l'autre.

3.7 Synthèse générale — De la hausse au pot

Cet article a suivi le miel de la hausse encore sur la ruche jusqu'au pot fermé. Les points critiques se résument à six principes :

Principe	Pourquoi c'est essentiel
Récolter uniquement du miel mûr	La teneur en eau au moment de la récolte conditionne tout — fermentation, conservation, qualité
Travailler dans une miellerie propre et sèche	Hygiène et maîtrise de l'humidité ambiante protègent le produit à chaque étape
Ne pas dépasser 35 °C pendant l'extraction	Au-delà, on s'éloigne du cadre de qualité recommandé pour préserver au mieux les caractéristiques naturelles du miel ; une fluidification ponctuelle reste possible jusqu'à 40 °C, de courte durée
Maîtriser la cristallisation selon le type de miel	La texture est une décision, pas un accident — agir tôt, surtout pour les miels rapides
Fermer hermétiquement et stocker correctement	Le miel absorbe humidité et odeurs — chaque étape après l'extraction doit le protéger
Documenter chaque lot	Traçabilité, étiquetage correct et amélioration continue reposent sur un registre minimal tenu à jour

Voir aussi :

Facteurs de stress chez les abeilles et immunité des abeilles mellifères

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Immunité de l’abeille mellifère : composantes et coûts

Le système immunitaire de l’abeille mellifère est principalement inné et comprend des barrières physiques, des réponses cellulaires et des mécanismes humoraux. L’exosquelette et les membranes péritrophiques constituent des barrières de première ligne empêchant l’entrée des agents pathogènes. Une fois les pathogènes reconnus via des motifs moléculaires associés aux pathogènes, des voies immunitaires telles que Toll (voie de signalisation Toll), Imd (voie de signalisation « immune deficiency »), JNK (voie de signalisation Jun N-terminal kinase) et JAK/STAT (voie de signalisation Janus kinase / signal transducer and activator of transcription) sont activées, conduisant à la phagocytose, à l’encapsulation, à la mélanisation et à la production de peptides antimicrobiens (p. ex. abaecine, défensine, hyménoptécine).

L’interférence par ARN représente un mécanisme clé de défense antivirale chez les abeilles mellifères. Le fait que les virus des abeilles codent des suppresseurs de l’ARNi souligne la pertinence biologique de cette voie. Outre l’immunité individuelle, des mécanismes d’immunité sociale — tels que le comportement hygiénique, le toilettage contre Varroa destructor, la fièvre sociale contre les pathogènes fongiques, la formation d’une enveloppe de propolis et l’activité de la glucose oxydase dans la nourriture larvaire — contribuent à la protection au niveau de la colonie.

L’activation immunitaire a un coût physiologique. La nutrition module fortement la compétence immunitaire, et le type, la qualité et la diversité de l’apport en pollen influencent l’équilibre entre l’investissement immunitaire et d’autres traits d’histoire de vie. La revue souligne que le maintien de la fonction immunitaire nécessite des ressources nutritionnelles suffisantes et diversifiées.

2. Principaux facteurs de stress affectant l’immunocompétence

Varroa destructor est identifié comme un facteur central des pertes de colonies. L’acarien se nourrit principalement du tissu du corps gras, provoque des lésions physiques, supprime l’expression de gènes liés à l’immunité et agit comme vecteur efficace de multiples virus, notamment le virus des ailes déformées (DWV) et le virus israélien de paralysie aiguë (IAPV). L’infestation par Varroa est étroitement liée à une réplication virale accrue et à une réduction de la longévité.

Nosema spp., en particulier Nosema ceranae, infecte les cellules épithéliales de l’intestin moyen et réduit la taille des colonies, l’élevage du couvain et la production de miel. L’infection modifie la régulation phéromonale et les processus métaboliques ; des réponses immunitaires peuvent être initiées précocement mais deviennent compromises lors d’infections persistantes.

Les agents pathogènes viraux tels que DWV, le virus du couvain sacciforme et IAPV modulent les voies de signalisation immunitaire et peuvent interférer avec l’expression de la vitellogénine, les réponses de mélanisation et la signalisation NF-κB. Leur impact est souvent amplifié en présence de Varroa.

Les pesticides, en particulier les néonicotinoïdes, peuvent altérer l’orientation, l’apprentissage, l’expression des gènes immunitaires et les défenses antivirales à des doses sublétales. Cependant, les études de terrain rapportent des résultats variables, et les effets peuvent dépendre de la dose, du moment d’exposition et du contexte environnemental.

La malnutrition réduit la longévité et augmente la sensibilité aux agents pathogènes. Des régimes limités au sucre sans apport protéique adéquat suppriment l’immunité. Les conditions de préparation des sirops sucrés peuvent générer des composés toxiques tels que l’hydroxyméthylfurfural, pouvant accroître la mortalité. Les régimes monofloraux et les paysages de monoculture sont associés à des altérations du microbiote intestinal et à une susceptibilité accrue aux pathogènes en conditions expérimentales.

D’autres facteurs de stress discutés incluent les métaux lourds, les nanoparticules, les champs électromagnétiques et des pratiques apicoles inappropriées. Ces facteurs peuvent influencer l’immunité cellulaire, l’activité enzymatique ou les performances de la colonie, bien que la robustesse des preuves et la pertinence en conditions de terrain varient.

3. Interactions entre facteurs de stress : effets synergiques et dépendants du contexte

La revue souligne que les pertes de colonies sont rarement attribuables à un seul facteur de stress. Les interactions entre pesticides et agents pathogènes peuvent supprimer la signalisation immunitaire et accroître la réplication virale. Par exemple, les néonicotinoïdes peuvent inhiber les voies NF-κB et modifier l’activité enzymatique impliquée dans la détoxification et le stress oxydatif, modifiant ainsi la dynamique hôte–pathogène.

L’exposition combinée à une mauvaise nutrition et aux pesticides peut réduire de manière synergique la survie, la consommation alimentaire et les niveaux de glucides dans l’hémolymphe. La restriction nutritionnelle peut amplifier l’impact d’une exposition chimique en affaiblissant les défenses antivirales.

Les interactions entre parasites et virus sont particulièrement critiques. L’infestation par Varroa favorise la réplication du DWV et peut déstabiliser la dynamique immunité–virus, augmentant le risque de mortalité. De même, la densité et la durée d’exposition aux acariens sont corrélées au nombre de copies virales.

Les études en laboratoire et sur le terrain résumées dans la revue montrent que les effets sont souvent dépendants de la dose, spécifiques au stade de vie et sensibles au contexte. Dans certains cas, des effets synergiques sont observés ; dans d’autres, des effets antagonistes ou l’absence d’effet additif sont rapportés, soulignant la complexité des environnements de stress multifactoriels.

4. Stratégies nutritionnelles et biologiques pour soutenir l’immunité

Des régimes à base de pollen diversifié et de haute qualité améliorent l’immunocompétence et la résistance aux agents pathogènes. Des mélanges de pollens peuvent accroître la résistance larvaire aux pathogènes fongiques et réduire la mortalité après un défi viral. La disponibilité en protéines est régulièrement identifiée comme un déterminant clé de la performance immunitaire et de la survie des colonies.

Des compléments artificiels à base d’algues, de produits marins, d’acides aminés ou de pâtes protéiques commerciales ont été étudiés. Certaines formulations ont réduit les charges sporales de Nosema, amélioré la protection antioxydante ou renforcé la vigueur des colonies, tandis que d’autres ont montré des bénéfices limités ou inconsistants par rapport au pollen naturel.

Des composés phytochimiques alimentaires tels que l’acide p-coumarique, l’acide indole-3-acétique et l’acide abscissique ont été associés à une amélioration de la survie ou des performances d’hivernage dans des conditions expérimentales spécifiques. Toutefois, les réponses varient et dépendent du contexte de la colonie et de l’exposition aux facteurs de stress.

Des produits naturels, y compris des huiles essentielles (p. ex. formulations à base de thymol), des extraits végétaux et certains extraits de champignons, sont explorés comme alternatives pour le contrôle de Varroa, des infections virales et des maladies bactériennes du couvain. L’efficacité peut varier selon le climat et l’état de la colonie. De même, des nanomatériaux tels que les nanoparticules d’argent ont montré une activité antimicrobienne en conditions expérimentales, mais des recherches supplémentaires sont nécessaires pour évaluer leur innocuité et leurs impacts à long terme sur les abeilles et les produits de la ruche.

Des initiatives internationales telles que COLOSS mettent l’accent sur un suivi coordonné, la formation des apiculteurs et l’échange de stratégies d’alimentation et de gestion afin d’atténuer le stress durant des périodes critiques comme l’hivernage.

5. Conclusions

La revue conclut que le syndrome d’effondrement des colonies et les pertes de colonies plus larges résultent d’interactions multifactorielle affectant l’immunocompétence. Les agents pathogènes, les parasites, les pesticides et le stress nutritionnel sont interconnectés, et leurs effets combinés peuvent amplifier les conséquences négatives.

Bien que plusieurs approches nutritionnelles, à base de produits naturels et technologiques montrent un potentiel, leur efficacité dépend du contexte écologique et d’une gestion intégrée. Des recherches supplémentaires sont nécessaires pour préciser les voies moléculaires, les relations dose–réponse et les conséquences à long terme au niveau de la colonie. Des stratégies coordonnées et fondées sur des preuves, impliquant apiculteurs, chercheurs et organisations, sont essentielles pour améliorer la résilience des colonies.

6. Recommendations pratiques

Varroa agit comme vecteur viral majeur → augmentation de la charge virale et affaiblissement immunitaire → contrôle rigoureux et régulier de l’infestation indispensable.
Une alimentation pauvre en protéines réduit l’immunocompétence → colonies plus sensibles aux virus et Nosema → favoriser des ressources florales diversifiées et compléter en période de disette.
Expositions combinées (pesticides + pathogènes) peuvent avoir des effets synergiques → risque accru même à doses sublétales → limiter autant que possible les expositions chimiques.

Les compléments alimentaires montrent des effets variables selon le contexte → bénéfices parfois observés mais non universels → privilégier le pollen naturel lorsque disponible.
Certains produits naturels (huiles essentielles, extraits végétaux) montrent une efficacité contre Varroa ou Nosema en conditions expérimentales → efficacité dépendante du climat et de l’état de la colonie → appliquer avec prudence et selon recommandations validées.
La formation et l’expérience apicole réduisent les pertes hivernales → meilleure détection précoce des maladies et gestion adaptée → investir dans la formation continue.

► Lire l'article

Voir aussi :

Fondements scientifiques (sélection)

El-Seedi et al., 2022, Bee Stressors from an Immunological Perspective and Strategies to Improve Bee Health, Veterinary Sciences.

Nazzi et al., 2012, Synergistic parasite–pathogen interactions mediated by host immunity can drive the collapse of honeybee colonies, PLoS Pathogens.

Dolezal & Toth, 2018, Feedbacks between nutrition and disease in honey bee health, Current Opinion in Insect Science.

Goulson et al., 2015, Bee declines driven by combined stress from parasites, pesticides, and lack of flowers, Science.

Nourrir les abeilles en protéines : utile ou surestimé ?

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Pourquoi cette question revient régulièrement au rucher

Objectif
Poser la question centrale avec précision : non pas si les abeilles ont besoin de protéines — elles en ont évidemment besoin — mais si une complémentation protéinée apporte réellement un bénéfice net dans les conditions ordinaires de l'apiculture suisse.

Chaque printemps, et plus largement dès qu'une colonie paraît peu dynamique, la question du nourrissement protéiné revient dans les discussions apicoles. Elle surgit surtout lorsque la météo limite les vols, lorsque l'offre pollinique semble faible, lorsque des jeunes colonies peinent à se développer ou, plus simplement, lorsque l'on craint un manque de pollen. Dans ce contexte, pâtes protéinées, substituts du commerce et recettes maison sont souvent présentés comme des moyens de « soutenir » les colonies.

Le pollen est effectivement indispensable à l'élevage du couvain, à la physiologie des jeunes ouvrières, au métabolisme, à la digestion et à plusieurs dimensions de la défense de l'organisme (Keller et al., 2005a, 2005b ; Ritter & Kast, 2021). Dans le contexte suisse, la plupart des emplacements fournissent normalement un pollen en quantité suffisante et de qualité convenable, même si cette situation varie selon la région, la saison, la météo, la flore disponible et la densité locale des colonies. La colonie régule en outre finement sa récolte selon l'état du couvain et ses besoins internes, avec une capacité de compensation en une quinzaine de jours lors de variations importantes des réserves (Seeley, 1997, cité dans Ritter & Kast, 2021).

Un développement jugé insuffisant ne signifie donc pas automatiquement qu'un apport protéiné est indiqué. La météo, la qualité de la reine, l'état sanitaire, la pression parasitaire, une rupture de miellée ou la dynamique saisonnière peuvent produire des effets similaires. Même lorsqu'une ressource pollinique devient objectivement limitante, une pâte protéinée ou une recette maison ne reproduit pas nécessairement la valeur biologique du pollen naturel. Les essais de Di Pasquale et al. (2013) montrent que les effets du pollen sur la survie, les glandes nourrices et certains paramètres de résistance aux maladies dépendent de sa qualité, et non de sa seule teneur brute en protéines. Une revue de la littérature récente conclut par ailleurs que les effets des substituts de pollen restent très variables selon les formulations, les conditions de milieu et les objectifs recherchés, et que l'alimentation pollinique naturelle demeure la référence nutritionnelle des colonies (Noordyke & Ellis, 2021).

Des données récoltées dans deux ruchers suisses illustrent la richesse naturelle d'un bon emplacement. À Allschwil (BL, 290 m), une étude sur plusieurs années a identifié 134 espèces polliniques différentes, dont 25 représentant chacune plus de 1 % des apports sur une saison. À Vogorno (TI, 600 m), 74 espèces ont été recensées. Cette diversité rappelle que la richesse nutritionnelle d'un bon emplacement ne se laisse pas reproduire de façon réaliste par une pâte protéinée (Roncoroni, 2020, cité dans Guichard et al.).

2. De quoi parle-t-on exactement ?

Objectif
Distinguer les différentes réalités que la pratique apicole confond souvent : pollen naturel, cadre de pollen, pollen récolté, substituts commerciaux et recettes maison ne relèvent ni de la même logique biologique, ni des mêmes risques.

Le pollen naturel constitue la ressource de référence. Il est récolté sur les fleurs, rapporté sous forme de pelotes, consommé rapidement ou stocké. Environ les deux tiers du pollen sont consommés frais pendant la saison d'élevage du couvain, le reste étant tassé dans les cellules, mélangé à du nectar ou du miellat et conservé sous forme de pain d'abeille. Les butineuses n'évaluent pas simplement la présence ou l'absence de pollen, mais obtiennent l'information sur les besoins de la colonie via une régulation sociale par rétroaction inhibitrice (Camazine, 1993).

Le cadre de pollen constitue un cas particulier : il s'agit d'un transfert ciblé de pollen naturel déjà stocké, non d'un substitut artificiel. Dans certaines situations limitées — essaims artificiels formés tardivement face à une pénurie pollinique — Ritter et Kast (2021) considèrent qu'un cadre de pollen provenant d'une colonie saine, si possible de la colonie mère, peut présenter plus d'avantages que les risques liés aux agents pathogènes qui y adhèrent. Ce type de transfert ne pose pas la même question qu'une pâte ou un substitut formulé.

Le pollen récolté ou acheté soulève une question sanitaire distincte. Sur le plan nutritionnel, il reste du pollen ; sur le plan sanitaire, il peut devenir un vecteur d'agents pathogènes lorsqu'il provient d'autres colonies — notamment pour la loque européenne, la loque américaine, le couvain calcifié ou certains virus (Imdorf et al., 1984, cité dans Ritter & Kast, 2021).

Les substituts commerciaux et les recettes maison constituent une catégorie différente : leur logique est d'apporter un appoint formulé à partir d'ingrédients choisis pour leur richesse apparente en protéines. C'est là qu'apparaît la confusion pratique principale. Une pâte peut contenir beaucoup de protéines brutes sans reproduire la valeur biologique du pollen naturel, dont les lipides, les minéraux et d'autres nutriments sont aussi importants que les protéines (Keller et al., 2005a, 2005b). Enfin, un produit « efficace » doit être évalué sur la durée : développement du couvain, population adulte, longévité, état physiologique des nourrices, résistance aux pathogènes — pas sur une observation ponctuelle (Di Pasquale et al., 2013 ; Ritter & Kast, 2021).

3. Pourquoi le pollen naturel est difficile à remplacer

Molécule d'acide aminé en 3D

Objectif
Montrer que la valeur biologique du pollen ne se réduit pas aux protéines brutes : l'équilibre des acides aminés essentiels, les lipides, les stérols et la manière dont il est digéré font du pollen naturel une ressource que les substituts ne reproduisent que rarement.

Le pollen naturel n'est pas une simple matière première protéique. Sa valeur biologique dépend de l'équilibre des acides aminés essentiels, des lipides, des stérols et de la manière dont il est digéré et redistribué dans la colonie — un ensemble que les substituts et recettes maison ne reproduisent que rarement (Keller et al., 2005a ; Ritter & Kast, 2021).

L'équilibre entre les acides aminés ne se réduit pas à la seule teneur en protéines. Le cas du pissenlit illustre ce point : pauvre en protéines, ce pollen est riche en lipides, ce qui favorise le développement du corps gras, important pour le métabolisme et la défense de l'organisme (Ritter & Kast, 2021). Des travaux récents montrent en outre que la performance des colonies dépend davantage de l'équilibre des acides aminés essentiels que du seul pourcentage de protéines brutes : dans un essai sur 144 colonies, les déficits en acides aminés essentiels expliquaient mieux le poids moyen des abeilles et la taille des colonies que les macronutriments (Ricigliano et al., 2022). Hoover et al. (2022) ont observé que la lysine et l'arginine restaient sous les proportions optimales dans presque toutes les pâtes commerciales testées. Un aliment peut donc être « riche en protéines » et rester nutritionnellement imparfait pour la colonie.

Les lipides et les stérols jouent un rôle propre. Des essais expérimentaux ont montré que la teneur en lipides des régimes polliniques influence la longévité des abeilles (Manning et al., 2007). Les abeilles ne synthétisent pas elles-mêmes leurs stérols et les obtiennent à partir du pollen végétal dans les conditions naturelles. Une étude publiée dans Nature a dû recourir à une levure génétiquement modifiée pour fournir des stérols polliniques rares mais essentiels dans une diète artificielle capable de soutenir l'élevage du couvain en absence de pollen floral (Moore et al., 2025). Le message n'est pas qu'aucun remplacement n'est possible en principe, mais qu'un remplacement crédible exige une précision de formulation très éloignée de la logique des recettes maison.

La digestion du pollen ajoute encore un niveau de complexité. Le grain de pollen est entouré d'une double enveloppe pratiquement indigeste ; les nutriments ne sont extraits qu'au travers des pores de germination après un passage par le jabot, le proventricule et l'intestin. Les nourrices sont spécialisées dans cette digestion, et l'efficacité digestive diminue avec l'âge (Ritter & Kast, 2021). Des travaux récents confirment que la forme sous laquelle les nutriments sont apportés compte autant que leur composition : des régimes riches en acides aminés libres ont été associés à des niveaux élevés de DWV et à une mortalité accrue, alors que des régimes à protéines intactes donnaient de meilleurs résultats virologiques (Tapia-Rivera et al., 2025).

De plus, la digestion du pollen ne dépend pas seulement de l’abeille elle-même, mais aussi de son microbiote intestinal. Des travaux récents montrent que cette flore participe à la dégradation de certains constituants du grain de pollen, à la libération de nutriments et à la production de métabolites impliqués dans la nutrition et l’immunité. Cela renforce l’idée qu’un substitut ne peut pas être évalué uniquement sur sa composition chimique théorique, mais aussi sur la manière dont il s’insère — ou non — dans cette écologie digestive complexe (Colin, M. E.,2024).

4. Ce que montre les études scientifiques sur la complémentation protéinée

Objectif
Présenter un bilan honnête des études scientifiques : des effets tantôt positifs, tantôt neutres, tantôt négatifs selon les conditions, sans base solide pour une recommandation générale de la complémentation protéinée.

Les études scientifiques examinée ne justifie pas une recommandation générale de la complémentation protéinée. Les effets des substituts de pollen apparaissent tantôt positifs, tantôt neutres, tantôt négatifs selon les formulations, les conditions de milieu et les critères mesurés (Noordyke & Ellis, 2021 ; Ritter & Kast, 2021). En bonnes conditions polliniques, l'effet d'un apport protéiné paraît souvent faible ou absent ; en conditions défavorables, un effet positif peut se discuter (Guichard et al.). Il n'existe donc pas de base solide pour considérer la complémentation protéinée comme une mesure de routine.

Des situations particulières existent néanmoins. Hoover et al. (2022) ont observé qu'un nourrissement protéiné de printemps pouvait augmenter la population des colonies avant une pollinisation estivale, surtout dans un rucher où le pollen naturel était peu abondant ; en présence d'un pollen naturel abondant, les différences entre traitements devenaient nettement moins marquées. Ritter et Kast (2021) signalent explicitement le cas des essaims artificiels formés tardivement, notamment lorsque l'offre pollinique est réduite ou dominée par du pollen pauvre en protéines comme celui du maïs.Dans certains systèmes apicoles intensifs, notamment en Amérique du Nord, le recours régulier à des compléments protéinés s'inscrit dans des stratégies de stimulation précoce des colonies en vue de la pollinisation (par exemple des amandiers). Ce type d'itinéraire technique repose sur des objectifs spécifiques et des contraintes particulières, et ne peut être transposé directement aux conditions suisses. Les résultats globaux en termes de santé et de survie des colonies restent par ailleurs discutés dans ces contextes.

D'autres essais n'ont pas mis en évidence de bénéfice net. Mortensen et al. (2019), sur 75 colonies réparties entre plusieurs traitements, n'ont trouvé ni différences sur la force des colonies ni sur l'intensité de l'infection par Nosema entre colonies supplémentées et témoins. DeGrandi-Hoffman et al. (2016) ont montré que des colonies disposant d'apports naturels présentaient des charges pathogènes plus faibles — black queen cell virus, Nosema, pertes de reines — et une meilleure survie hivernale que des colonies recevant des suppléments protéinés ; les nourrices digéraient en outre moins bien les protéines des suppléments que celles du pollen naturel.

La prudence d'Agroscope repose sur plusieurs inconvénients concrets et bien identifiables. Le pollen d'origine étrangère peut transmettre des agents pathogènes — loque européenne, loque américaine, couvain calcifié, virus (Imdorf et al., 1984, cité dans Ritter & Kast, 2021). L'administration de nourriture protéinée réduit l'activité naturelle de collecte du pollen. Un apport au printemps peut modifier les équilibres nutritionnels de manière indésirable et favoriser éventuellement le noséma (Ritter & Kast, 2021). Enfin, pour être réellement efficace, la complémentation devrait être administrée pendant la saison de production du couvain, ce qui coïncide souvent avec la miellée — avec un risque élevé d'altération du miel.

Un apport protéiné peut donc avoir un intérêt dans des cas spécifiques et bien identifiés. En conditions ordinaires, ses avantages restent souvent limités, incertains ou fortement contextuels, tandis que les inconvénients sanitaires, comportementaux et technologiques sont bien réels. La complémentation protéinée relève d'une logique d'exception, non d'une réponse standard.

5. Pourquoi les recettes maison posent un problème scientifique

Objectif
Identifier les trois problèmes fondamentaux des recettes maison : nutritionnel, fonctionnel et de validation — dont un résultat de terrain suisse qui contredit une idée reçue largement répandue.

Les recettes maison reposent sur une idée intuitive mais trop simple : apporter un mélange riche en protéines — levure, farine de soja, lait en poudre — suffirait à compenser un manque de pollen. Trois problèmes fondamentaux infirment cette logique. Cette simplification s'inscrit aussi dans un contexte plus large où l'accent mis sur les protéines — bien documenté en nutrition humaine — tend à être transposé à l'apiculture. Cet argument, souvent mobilisé dans les discours commerciaux, ne reflète cependant qu'une partie des déterminants nutritionnels réellement impliqués dans le développement des colonies.

Le premier est nutritionnel. La valeur biologique du pollen ne se réduit pas aux protéines brutes : l'équilibre des acides aminés essentiels, les lipides et les stérols jouent un rôle propre que les ingrédients courants des recettes maison ne reproduisent pas. Aucun simple ajustement de dosage avec de la levure ou du soja ne permet, à lui seul, de reproduire le profil nutritionnel du pollen végétal. Un aliment peut donc être « riche en protéines » et rester biologiquement incomplet pour la colonie.

Le deuxième est fonctionnel. Pour qu'un nourrissement protéiné soit utile à l'élevage des larves, il faut qu'il soit consommé par les nourrices. Or Agroscope indique qu'on soupçonne que ce sont surtout les butineuses qui en consomment en grande quantité. Par ailleurs, l'ajout de seulement 10 % de pollen naturel dans un substitut améliorait déjà significativement la digestion, la taille des glandes hypopharyngiennes et certains paramètres sanitaires par rapport à un substitut seul (Watkins de Jong et al., 2019). Les régimes à acides aminés libres peuvent s'accompagner de niveaux élevés de DWV et d'une mortalité accrue (Tapia-Rivera et al., 2025). Les recettes maison ignorent en outre une dimension souvent négligée : la nutrition de l’abeille ne dépend pas seulement des nutriments ingérés, mais aussi de leur transformation dans un écosystème digestif complexe, dont l’équilibre varie selon l’âge, la fonction sociale et le type d’alimentation (Colin, M. E.,2024).

Le troisième est un problème de validation — et d'une idée reçue qu'un essai de terrain suisse a permis de corriger. Il est souvent dit que les abeilles ne prennent que la quantité de pâte dont elles ont besoin et ne la stockent pas dans les cadres. Une étude menée par Agroscope dans deux ruchers (Witzwil, BE et Bellechasse, FR) a démontré le contraire : la pâte de nourrissement est bel et bien stockée dans la colonie, et lorsque le corps de ruche est plein, les abeilles la déplacent dans les cadres de miel. Des levures de boulanger (Saccharomyces cerevisiae) ont ainsi été retrouvées dans le miel de printemps deux semaines seulement après le dernier nourrissement en avril, et encore dans le miel d'été récolté en août. Les colonies témoins, non nourries, n'en contenaient aucune. La présence de levures de boulanger dans le miel constitue un indicateur de sucre ajouté, incompatible avec du miel de bonne qualité (Roetschi et al., 2017 ; Kast & Roetschi, 2017).

Ces recettes ne sont pas nécessairement sans effet dans des situations de pénurie avérée. Mais elles restent généralement biologiquement sous-spécifiées : elles cherchent à corriger un problème complexe à partir d'un critère trop simple, alors que le pollen naturel est une ressource beaucoup plus complète et difficile à reproduire de manière crédible (Moore et al., 2025 ; Ritter & Kast, 2021).

6. Que faire en pratique dans le contexte suisse ?

Objectif
Donner des repères pratiques concrets : quand observer plutôt qu'intervenir, dans quels cas limités un appoint peut se discuter, et comment évaluer un produit de manière critique.

La première réponse à une inquiétude concernant l'apport en pollen n'est généralement pas le recours à une pâte protéinée. Le point de départ le plus pertinent reste l'emplacement, la qualité de l'offre florale et l'observation attentive de la colonie.

Nourrissement protéiné : repères pratiques pour l'apiculteur

Observer avant d'agir. Ne pas présumer une carence en pollen. Examiner le couvain, les réserves visibles et leur diversité pollinique, les conditions de butinage réelles. La météo, la reine, la pression parasitaire ou la dynamique saisonnière peuvent produire des signes similaires.
Privilégier l'emplacement. Un bon environnement pollinique, diversifié sur toute la saison, reste plus crédible qu'un appoint artificiel. La complémentation ne résout pas un problème structurel d'emplacement.
Réserver tout appoint à des cas limités. Jeunes colonies, essaims artificiels tardifs ou pénurie pollinique réellement avérée. En cas de besoin confirmé, un cadre de pollen issu d'une colonie saine, si possible du même rucher, constitue l'option biologiquement la plus crédible.
Ne pas se fier au seul taux de protéines. « Riche en protéines », « contient tous les acides aminés essentiels » ou « renforce l'immunité » ne garantissent pas un bénéfice réel à l'échelle de la colonie. Privilégier les produits appuyés par des essais indépendants et une formulation transparente.
Ne pas considérer les recettes maison comme des équivalents du pollen. Elles ne reproduisent ni le profil stérolique ni la diversité nutritionnelle du pollen naturel. Au mieux, un appoint de secours.
Attention au miel. La pâte protéinée n'est pas consommée selon les besoins : les abeilles la stockent, et elle peut se retrouver dans les hausses. Des levures de boulanger ont été retrouvées dans le miel de ruchers suisses deux semaines après le dernier nourrissement (Roetschi et al., 2017).

Une pénurie pollinique n'est pas à présumer, mais à documenter concrètement : état du couvain, réserves visibles de pollen, qualité de l'offre florale locale et conditions de vol des jours précédents. La colonie régule très finement sa collecte ; une absence de bonnes réserves ne signifie pas à elle seule qu'un nourrissement protéiné soit nécessaire. Un ralentissement du développement peut aussi être lié à la météo, à la qualité de la reine, à la pression parasitaire ou à un décalage saisonnier. Des réserves polliniques très faibles en période d'élevage, ou une diversité visuelle très réduite des pelotes et réserves de pollen, peuvent faire craindre une insuffisance quantitative ou qualitative (Guichard et al.). Cette évaluation reste toutefois délicate en pratique. Des réserves abondantes de pollen ne garantissent pas une bonne qualité nutritionnelle, tandis que des réserves faibles ne traduisent pas nécessairement une carence : certaines colonies fonctionnent « à flux tendu », d'autres accumulent davantage. Des larves peu nourries ou un couvain partiellement cannibalisé peuvent évoquer une limitation protéique, mais aussi refléter d'autres contraintes, notamment un déficit en nectar ou des facteurs sanitaires. Le diagnostic d'une carence en pollen reste donc incertain et doit être interprété avec prudence.

Les situations où un appoint peut réellement se discuter restent limitées : essaims artificiels ou jeunes colonies formés en période de pénurie pollinique, zones à faible diversité florale, conditions météorologiques empêchant durablement les vols, et certaines périodes où une ressource abondante mais peu favorable sur le plan pollinique domine localement — par exemple lors de fortes dominances du maïs en juin-juillet. Dans ces cas, un cadre de pollen provenant d'une colonie saine, si possible de la colonie mère, constitue l'option la mieux documentée.

Lorsqu'un appoint devient réellement nécessaire, la composition d'un produit ne permet pas, à elle seule, d'en garantir la valeur biologique réelle. Quelques repères restent toutefois plus utiles que d'autres. Un simple taux de protéines brutes ne suffit pas : l'équilibre des acides aminés essentiels paraît plus informatif, notamment pour des acides aminés souvent limitants comme la lysine ou l'arginine (Hoover et al., 2022 ; Ricigliano et al., 2022). Des formulations contenant du pollen ou plus proches du pollen sur le plan biologique semblent plus favorables que des substituts purs (Watkins de Jong et al., 2019). En pratique, un produit devrait donc être jugé moins sur des promesses générales que sur l'existence d'essais indépendants à l'échelle de la colonie et sur la transparence de sa formulation (Noordyke & Ellis, 2021).

Ni les recettes maison ni les pâtes protéinées commerciales ne devraient être la réponse réflexe à un développement jugé insuffisant. La hiérarchie pratique reste simple : examiner l'emplacement et la ressource florale, observer précisément la colonie, replacer les observations dans le contexte saisonnier, et réserver tout appoint à des situations limitées et bien identifiées.

Conclusion

Objectif
Résumer la position des études scientifiques et d'Agroscope : la complémentation protéinée n'est pas une mesure neutre. En conditions ordinaires, ses bénéfices paraissent souvent limités ou incertains, alors que plusieurs inconvénients sont bien documentés.

Le pollen demeure la ressource nutritionnelle de référence de la colonie. Sa valeur biologique dépend d'un ensemble de dimensions — acides aminés essentiels, lipides, stérols, digestibilité, intégration dans la physiologie des nourrices — qu'aucune recette simple ne reproduit fidèlement (Di Pasquale et al., 2013 ; Keller et al., 2005a ; Moore et al., 2025 ; Ritter & Kast, 2021).

Les études scientiviques ne soutient pas une utilisation routinière de la complémentation protéinée. Des effets positifs peuvent exister dans des situations de pénurie réelle ou de développement objectivement compromis, mais ils restent contextuels ; en dehors de ces cas, les inconvénients sanitaires, comportementaux et technologiques l'emportent souvent sur les bénéfices (DeGrandi-Hoffman et al., 2016 ; Mortensen et al., 2019 ; Noordyke & Ellis, 2021 ; Ritter & Kast, 2021).

Les recettes maison sont généralement biologiquement sous-spécifiées : elles cherchent à corriger une situation complexe à partir d'un critère trop simple. Dans le contexte suisse, la formule d'Agroscope garde toute sa pertinence pratique : la nourriture complémentaire protéinée pour abeilles ne présente que rarement des avantages, mais bien plus souvent des inconvénients. La priorité reste l'emplacement, l'observation attentive des colonies et le diagnostic d'une pénurie réelle avant toute intervention.

La complémentation protéinée n'est donc pas une mesure neutre. En conditions ordinaires, ses bénéfices paraissent souvent limités ou incertains, alors que plusieurs inconvénients sont bien documentés. On ne peut donc pas raisonner ici selon l'idée : « si cela ne sert à rien, cela ne fait au moins pas de mal ».

Voir aussi :

Bibliographie

Camazine, S. (1993). The regulation of pollen foraging by honey bees: How foragers assess the colony's need for pollen. Behavioral Ecology and Sociobiology, 32, 265–272. https://doi.org/10.1007/BF00166516

Colin, M. E. (2024). Connaître la flore intestinale et réussir le nourrissement de l’abeille (pollen/protéines). La Santé de l’Abeille.

DeGrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Rivera, R., Carroll, M., Chambers, M., Hidalgo, G., & Watkins de Jong, E. (2016). Honey bee colonies provided with natural forage have lower pathogen loads and higher overwinter survival than those fed protein supplements. Apidologie, 47(2), 186–196. https://doi.org/10.1007/s13592-015-0386-6

Di Pasquale, G., Salignon, M., Le Conte, Y., Belzunces, L. P., Decourtye, A., Kretzschmar, A., Suchail, S., Brunet, J.-L., & Alaux, C. (2013). Influence of pollen nutrition on honey bee health: Do pollen quality and diversity matter? PLoS ONE, 8(8), e72016. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0072016

Furse, S., Koch, H., Wright, G. A., & Stevenson, P. C. (2023). Sterol and lipid metabolism in bees. Metabolomics, 19(9), Article 78. https://doi.org/10.1007/s11306-023-02039-1

Guichard, M., Droz, B., & Ritter, R. (s.d.). Le pollen : besoins, diversité et qualité [Présentation Agroscope / apiservice].

Hoover, S. E., Ovinge, L. P., & Kearns, J. D. (2022). Consumption of supplemental spring protein feeds by western honey bee colonies: Effects on colony growth and pollination potential. Journal of Economic Entomology, 115(2), 417–429. https://doi.org/10.1093/jee/toac006

Kast, C., & Roetschi, A. (2017). Evaluation of baker's yeast in honey using a real-time PCR assay. Food Microbiology, 62, 282–287. https://doi.org/10.1016/j.fm.2016.12.011

Keller, I., Fluri, P., & Imdorf, A. (2005a). Pollen nutrition and colony development in honey bees: Part I. Bee World, 86(1), 3–10. https://doi.org/10.1080/0005772X.2005.11099641

Keller, I., Fluri, P., & Imdorf, A. (2005b). Pollen nutrition and colony development in honey bees: Part II. Bee World, 86(2), 27–34. https://doi.org/10.1080/0005772X.2005.11099650

Manning, R., Rutkay, A., Eaton, L., & Dell, B. (2007). Lipid-enhanced pollen and lipid-reduced flour diets and their effect on the longevity of honey bees. Australian Journal of Entomology, 46(3), 251–257. https://doi.org/10.1111/j.1440-6055.2007.00598.x

Moore, E., de Sousa, R. T., Felsinger, S., Arnesen, J. A., Dyekjær, J. D., Farman, D. I., Gonçalves, R. F. S., Stevenson, P. C., Wright, G. A., & Kildegaard, K. R. (2025). Engineered yeast provides rare but essential pollen sterols for honeybees. Nature, 646(8084), 365–371. https://doi.org/10.1038/s41586-025-09431-y

Mortensen, A. N., Jack, C. J., Bustamante, T. A., Schmehl, D. R., & Ellis, J. D. (2019). Effects of supplemental pollen feeding on honey bee colony strength and Nosema spp. infection. Journal of Economic Entomology, 112(1), 60–66. https://doi.org/10.1093/jee/toy341

Noordyke, E. R., & Ellis, J. D. (2021). Reviewing the efficacy of pollen substitutes as a management tool for improving the health and productivity of western honey bee colonies. Frontiers in Sustainable Food Systems, 5, Article 772897. https://doi.org/10.3389/fsufs.2021.772897

Ricigliano, V. A., Williams, S. T., & Oliver, R. (2022). Effects of different artificial diets on commercial honey bee colony performance, health biomarkers, and gut microbiota. BMC Veterinary Research, 18, Article 52. https://doi.org/10.1186/s12917-022-03151-5

Ritter, R., & Kast, C. (2021). Le pollen, essentiel pour le développement des colonies d'abeilles. Revue suisse d'apiculture, 3, 108–117.

Roetschi, A., Kilchenmann, V., & Kast, C. (2017). Des levures de boulanger dans le miel ? Revue suisse d'apiculture, 3, 39–41.

Tapia-Rivera, J. C., Tapia-González, J. M., Alburaki, M., Chan, P., Sánchez-Cordova, R., Macías-Macías, J. O., & Corona, M. (2025). The effects of artificial diets containing free amino acids versus intact proteins on biomarkers of nutrition and deformed wing virus levels in the honey bee. Insects, 16(4), Article 375. https://doi.org/10.3390/insects16040375

Watkins de Jong, E., DeGrandi-Hoffman, G., Chen, Y., Graham, H., & Ziolkowski, N. (2019). Effects of diets containing different concentrations of pollen and pollen substitutes on physiology, Nosema burden, and virus titers in the honey bee. Apidologie, 50, 845–858. https://doi.org/10.1007/s13592-019-00695-8

Tout sur le nourrissement

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Consommation de miel

Le nectar des plantes et dans une moindre mesure le miellat lié à l'exsudation d'insectes sont les principales sources de glucides pour l’abeille. Le nectar apporte également de l'eau, des minéraux et quelques autres substances biologiques. La concentration en sucres du nectar peut varier de 4 à 60 % selon les cas. Les abeilles vont privilégier les sources de nectar avec une concentration entre 30 et 50 % et délaisseront les nectars en dessous de 15 % de sucres.

Les abeilles ont la capacité de transformer le nectar en le séchant partiellement et en modifiant sa composition avec l’incorporation d’enzymes digestives de leur salive. Quand le produit de la transformation est stable, les abeilles le stockent dans des cellules qu’elles operculent. Le miel ainsi produit constitue la réserve collective de la colonie, et fournit l’essentiel des glucides et une partie des minéraux (sa composition moyenne est donnée dans le tableau 1).

Le miel possède plusieurs particularités intéressantes pour la colonie d’abeilles. En effet, sa faible teneur en eau et sa forte concentration en sucre permettent :

une conservation longue entre autres par un risque limité de fermentation
une haute valeur nutritive pour l’abeille
une digestibilité plus forte du miel par rapport au nectar

Les substances très diluées comme le nectar nécessitent une concentration importante d’enzymes lors de la digestion dans l’intestin des abeilles, avec un coût énergétique de digestion plus important. De ce fait, les abeilles consomment en général relativement peu de nectar directement.

Selon différents auteurs (p.ex. Rosov, 1944, Pouvreau, 1981), une colonie va consommer entre 50 et 120 kg de miel par an, dont 10 à 30 kg pendant l’hiver (en fonction du climat et de la météorologie, de la taille de la colonie, de sa capacité de thermorégulation (p.ex. Farrar, 1952, Dyce and Morse, 1960).

Les glucides représentent une part importante de l’alimentation des abeilles et sont principalement utilisés pour leurs dépenses énergétiques. Nous pouvons évoquer les principales ci-dessous (par ordre décroissant de coût énergétique) :

La thermorégulation (ventilation, production de chaleur). Cette activité dépend de la température extérieure : Le couvain doit être maintenu à une température de 35 +/- 2 °C en saison. Lorsque la température extérieure est basse, les abeilles produisent de la chaleur (cf. notre synthèse Parole d’apiculteur, « Comment vos abeilles passent-elles l’hiver ? » de janvier 2015). La thermogenèse (production de chaleur) est l'activité la plus coûteuse en énergie pour l’abeille. Lorsque la température est élevée, les abeilles introduisent des gouttes d’eau dans la zone de couvain, qui, en s’évaporant, abaissent la température.
Les fonctions motrices (en particulier le butinage, l’emmagasinage du pollen et du nectar, le nettoyage des cellules, la marche), occasionnent une grande consommation d’énergie.
Les activités de construction (production de cire).
L'alimentation du couvain (production de gelée royale).

Les glucides peuvent également être transformés et stockés dans les corps gras des abeilles : les excédents de sucres assimilés sont digérés et les fragments qui en résultent se réassemblent pour former des lipides. Ces lipides sont destinés au stockage dans les réserves corporelles de l’abeille (voir page 9 - Réserves individuelles et collectives).

Le rôle plastique des glucides mérite également d'être mentionné : par exemple, les principaux constituants de la chitine (cuticule de l’abeille) sont des dérivés du glucose.

Les sucres habituellement présents dans les miels sont assimilés par les abeilles. Les plus communs sont les plus digestes (glucose, fructose, saccharose, maltose). Il n’y a pas de certitude absolue dans la bibliographie, mais il est clair que les abeilles sont incapables de digérer certains disaccharides (composée de 2 sucres, comme par exemple le lactose), certains trisaccharides, et la totalité des polysaccharides. Elle est donc capable de digérer certains types de disaccharides et trisaccharides. Somerville (2005), indique en effet que les sucres les plus complexes n’ont aucune valeur énergétique pour l’abeille. Certains sont des poisons à faible concentration (galactose, arabinose, xylose, mélibiose, mannose, raffinose, stachyose et lactose). La pectine et de nombreuses gommes sont également toxiques pour l’abeille. Ainsi, certains miellats (contenant entre autres de la raffinose et des gommes) posent problème.

Parmi les sucres les plus appétant pour l'abeille, on retrouve (du plus au moins attractif) : le fructose, le saccharose puis le glucose. A titre anecdotique, cet ordre de préférence est également celui des humains.

L’abeille doit hydrolyser le saccharose en glucose et fructose ensuite le glucose en fructose, pour pouvoir le fragmenter et l’utiliser (pour la production d’énergie ou la synthèse de molécules). Pour se faire, elle utilise des enzymes présentes dans sa salive. Quels que soient les sucres ingérés, les enzymes seront toujours présentes dans la salive de l’abeille et l’organisme des abeilles ne va pas arrêter de les synthétiser. De plus, ces enzymes ne se « perdent pas » après utilisation : elles présentent chacune un site d’action qui, en présence des sucres, réalisera leur hydrolyse et qui redeviendra disponible après la réaction. Même si, bien évidemment, il y a des pertes d’enzymes avec le temps.

2. Consommation de pollen

Le pollen, auquel sont ajoutés du nectar, des sécrétions glandulaires et des bactéries lactiques par les abeilles, subit une fermentation par les bactéries lactiques pour former le pain d’abeilles.

Ces bactéries lactiques sont présentes dans la flore intestinale des abeilles. Elles sont inoculées quand les abeilles mélangent le pollen avec du nectar de leur jabot et de la salive pour l’agglomérer, et plus tard pour éliminer les bulles d’air dans les cellules quand il est stocké.

Les bactéries introduites vont permettre :

Une optimisation de la digestibilité entre autres par la dégradation des parois des grains de pollen et la digestion des glucides
Une augmentation de la présence d’enzymes utiles pour la maturation du pollen
La production d’acides aminés, peptides, vitamines, oligoéléments (entre autres acides gras oméga 3 et 6) augmentant la valeur nutritive du pain d’abeilles
Une réduction de la teneur en bactéries et champignons pathogènes non acidophiles (Ascosphaera, etc.) grâce à l’action des bactéries lactiques (Čeksterytė, 2012), qui vont produire de l’acide lactique, abaissant le pH du pain d’abeilles
Un ensemencement de l’intestin des jeunes abeilles avec ces bactéries (et donc acquisition des bénéfices de celles-ci sur la digestion, la synthèse de vitamines).

La composition du pain d’abeilles est globalement proche de celle du pollen frais, mais celui-ci contient plus de composés intéressants, de bactéries, d’enzymes et de moisissures (Guilliam, 1997). Sa valeur biologique est ainsi supérieure.

D’après Somerville (2005), nous supposons que le pollen représente 10 % à 20 % de la consommation totale de l’abeille, respectivement en situation hors couvain et en période d’élevage.

La composition moyenne en protéines, en lipides, en minéraux etc. varie fortement selon les espèces de plantes.

Les pollens de Lamiacées (romarin et le tournesol par exemple) sont pauvres en protéines (moins de 20 %) ; les fruitiers, chardons, colza, légumineuses en contiennent moyennement (de 20 à 30 %), tandis que la vipérine et la phacélie en contiennent plus (Stace, 1996).

Les pollens de chardon, tournesol et vipérine par exemple sont pauvres en lipides (2 %), contrairement aux cistes (jusqu’à 6 %) et aux Brassicacées (6-7 %) (Cordon 2005).

Si on considère la composition des pollens dans son ensemble, les pollens de Brassicacées (colza, ...), Ericacées (bruyères), Rosacées (fruitiers) semblent les plus complets et intéressants pour l’abeille. A contrario, les pollens de Graminées, quand ils sont dominants, sont à éviter.

Les besoins protéinés de l’abeille adulte sont décrits par Crailsheim (1986) dans le graphique (figure 3). Celui-ci illustre la variation de la quantité de leucine dans l’hémolymphe de l’abeille adulte. La leucine est un très bon indicateur de la consommation en protéines, car :

C’est l’acide aminé majoritaire des protéines de l’hémolymphe,
C’est un acide aminé essentiel (voir figure 4 - page suivante) qui ne peut être apporté que par l’alimentation.

Dans les premiers jours après l’émergence, l’abeille adulte va nécessiter une alimentation riche en protéines, dont une grande partie servira au développement des glandes hypopharyngiennes et à la production de gelée royale (Maurizio, 1954). Pain et Maugenet (1966) ont évalué que près de 60 mg par abeille étaient ainsi consommés durant les dix premiers jours.

L’alimentation protéinée baisse rapidement et se stabilise à 20 % des besoins initiaux à partir de 15 jours après l’émergence (Crailsheim, 1986). Souvent, les nourrices assurent par trophallaxie l’alimentation des ouvrières plus âgées comme les butineuses (Crailsheim et al, 1998).

Important: Si les nourrices ne trouvent pas les protéines nécessaires à leur alimentation (de même que lors d’une forte infestation par Varroa), leurs glandes hypopharyngiennes ne se développent pas complètement et leur production de gelée royale ne permet pas un développement normal du couvain et/ou une alimentation correcte de la reine. La ponte de cette dernière s’en trouve réduite. Les sécrétions des glandes hypopharyngiennes représentent environ 95 % de la quantité totale des protéines nécessaires au développement d’une larve (Babendreier et al., 2004). Pour Pernal et Currie (2000), le pollen intervient au niveau de la vitellogenèse et, en absence de reine, il augmente le développement des ovaires des abeilles.

Les larves sont nourries avec une gelée larvaire. Cette gelée a une composition similaire à celle de la gelée royale durant les trois premiers jours. Par la suite, les nourrices incorporent progressivement du pollen et du miel en fonction de l’âge de la larve (Winston, 1987). Les larves consomment du pollen principalement les 4e et 5e jours de leur vie. Cremonez (1998) a établi qu’une larve consomme 30 mg de protéines (soit 125 mg de pollen) pour devenir ouvrière ; ce qui revient à dire qu’un kilogramme de pollen permet d’élever potentiellement 8 000 ouvrières.

Une bonne teneur en protéines des larves de mâles et des premiers jours du stade adulte va permettre une maturité sexuelle rapide et normale (Szolderits et Crailsheim, 1993), et un grand nombre de spermatozoïdes produits (Nguyen, 1999). Ces besoins en protéines sont couverts par la nourriture (un mélange de sécrétions glandulaires, de pollen et de miel) que les jeunes ouvrières donnent aux mâles de 1 à 8 jours.

Une colonie va donc consommer entre 12 et 40 kg de pollen par an. L’aspect qualitatif des pollens est très important dans la mesure où c’est la quantité de protéines apportée à la ruche qui est déterminante. Par exemple, une colonie qui récolte 3 kg de pollen à 20 % de protéines aura la même quantité de protéines disponibles qu’une colonie qui récolte 2 kg de pollen à 30 % de protéines.

3. Acides aminés

Les acides aminés sont des petites molécules azotées qui se lient pour former les peptides (quand elles sont en petit nombre) ou les protéines (quand elles sont plus de 50). Il en existe 20 dans la nature.

L'abeille est capable d'en synthétiser 10 à partir de leurs composants (issus des protéines ingérées par l’alimentation), mais les 10 autres ne sont pas synthétisables et doivent être apportés tels quels par l'alimentation. Ce sont les acides aminés essentiels (la liste est donnée dans la figure 4).

Quelques plantes, comme par exemple l'eucalyptus, ne contiennent pas un ou plusieurs acides aminés essentiels (l'isoleucine dans ce cas). Si les abeilles consomment ce pollen en quantité et à long terme, la carence induite augmentera le risque d'apparition de maladies (Mendoza, 2013).

4. Lipides

Ce sont des sources importantes d’énergie qui sont utilisées pour la composition des réserves. Il est admis que les acides gras sont des composants nécessaires des phospholipides qui jouent un rôle important dans l’intégrité structurale et la fonction des membranes cellulaires des insectes.

Il n’y a pas beaucoup d’études sur les lipides en apidologie, mais nous savons que :

Les pollens avec une teneur élevée en lipides semblent attirer plus fortement les abeilles (Singh et el, 1999).
Dans les tissus de l’abeille, les lipides les plus fréquents sont les stérols (Somerville, 2005).
Le cholestérol et le 24-méthylène cholestérol semblent augmenter l’élevage (Somerville, 2005).
Le rôle des polyols (comme le glycérol) est en discussion pour l’abeille, à la lumière des autres insectes qui hibernent, où ils ont une fonction d’« antigel ».
Le pollen pourrait avoir un rôle sanitaire grâce à l’action antagoniste de certains acides gras sur les agents responsables de la loque européenne et américaine (Somerville, 2005).

5. Minéraux

Le bon fonctionnement de l’organisme de l’abeille nécessite un apport en minéraux. Ceux-ci sont impliqués dans de nombreuses réactions vitales. Les principaux sont donnés par Somerville (2005) : calcium, chlore, cobalt, cuivre, phosphore, fer, magnésium, manganèse, nickel, potassium, sodium, iode et zinc.

Il faut toutefois noter que les sels minéraux, en quantités importantes, augmentent la quantité d’eau retenue dans les fèces de l’abeille, donc leur volume, et nécessitent plus de vols de propreté pour leur évacuation. Il faut donc veiller à ne pas faire hiverner avec des aliments trop riches en minéraux, comme les miellats (nous avons également dit que certains sucres des miellats sont par ailleurs toxiques).

6. Eau

L’eau est indispensable pour maintenir les minéraux en dissolution, pour de nombreuses réactions chimiques vitales pour l’organisme de l’abeil

Elle sert aussi à augmenter l’humidité relative au niveau du couvain (70 %) pour permettre son développement. Le couvain est en effet sensible à la déshydratation (dessèchement corporel) et peut disparaître entièrement de la ruche s’il y a pénurie d’eau. L’eau sert également à réguler la température corporelle de la colonie (par la ventilation). Il faut cependant préciser que le métabolisme de l’abeille ne permet pas l’élimination de l’eau. L’abeille ne peut donc pas consommer régulièrement du nectar, très humide.

La quantité d’eau consommée par une colonie dépend beaucoup de l’élevage et de la température. D’après son expérience personnelle en Espagne, Antonio Pajuelo considère une consommation de 1 litre d’eau par colonie par semaine en période d’élevage (en ou hors période de miellée). De plus, elles ont une préférence pour les eaux riches en sels minéraux, ce qui explique pourquoi elles peuvent être attirées par les effluents d’élevage.

En hiver, les abeilles consomment l’eau résultant de la condensation de l’humidité ambiante de la ruche, par la différence de température entre le cœur de la grappe (chaud) et la périphérie de la colonie (froide).

7. Les réserves individuelles et collectives

Toutes les réserves corporelles d’une abeille se situent dans son dos, sous le 5e tergite (segment abdominal). Quand on observe une abeille, cela correspond au 3e segment visible. Une sorte de « bosse » est présente sous la cuticule (voir figure 6), formée d’un tissu spécial de stockage constitué de trophocytes : cellules qui accumulent les corps gras et d’autres nutriments (Paes de Oliveira 2003).

Ces réserves sont les réserves individuelles de l’abeille. Elles sont mobilisées quand l’abeille est enfermée dans la ruche sans pouvoir sortir (en hiver), ou pour survivre à une période d’absence de réserves dans la ruche et sans apport extérieur. Ces réserves sont complétées par les réserves « collectives » dans les cadres de la ruche. Quand elle le peut, l’abeille recharge ses réserves individuelles à partir des réserves de la ruche.

Ce phénomène d’accumulation est particulièrement visible chez les abeilles d’hiver, qui contiennent beaucoup de réserves adipeuses dans leurs trophocytes, qui vont faire grossir l’abdomen jusqu’à dépasser la longueur des ailes (voir figure 7). Ce phénomène existe également en saison, dans les périodes de floraisons intenses : voir des abeilles grasses dans les ruches est signe de bonnes floraisons. Au contraire, en période de disette les abeilles vont consommer leurs réserves corporelles.

Les réserves collectives de la colonie se trouvent donc sur les cadres :

Le miel sur la partie supérieure des cadres de couvain et dans les cadres de rive et de hausse.
Le pollen forme un arc autour du couvain et dans les cadres adjacents.

Attention, les réserves de la colonie continuent d’évoluer à l’intérieur de la ruche et sont périssables !

Il faut tenir compte du fait que le pollen, même s’il est fermenté pour augmenter sa conservation, possède une « date limite de consommation optimale » dans la ruche. Somerville (2005) et Vasquez (2009) indiquent qu’il commence à se détériorer significativement après deux mois. Il va progressivement perdre des composants (et donc ses propriétés), jusqu’à atteindre une forte détérioration à partir de laquelle les abeilles le sortent de la ruche. Ce phénomène est très visible à la sortie de l’hiver. Le développement de l’élevage au printemps, étape clé dans le redémarrage des colonies, se réalise donc conjointement avec l’arrivée du pollen frais.

Néanmoins, s’il n’y a pas d’apport de nouveau pollen, les abeilles continuent de consommer le vieux pain d’abeilles.

7.1 Qu’en est-il du miel ?

Les réserves en miel se conservent plus longtemps que le pollen. La conservation du miel en ruche va dépendre de la température de la zone de stockage (White, 1964). Nous pouvons considérer que, pour l’abeille, la « date limite de consommation optimale » du miel est de 4 ans.

En effet, au-delà de cette période, les HMF (hydroxyméthylfurfural) produits présentent un risque de toxicité pour l’abeille. Les HMF résultent de la déshydratation des sucres, en particulier le fructose. A température ambiante, la vitesse de formation des HMF est d’environ 1 mg/kg de miel par mois. Les températures élevées accélèrent la formation des HMF, ainsi que les miels plus acides ou récoltés depuis longtemps.

De plus, avec le temps, il y a une perte des propriétés nutritionnelles du miel qui correspond à la détérioration de composés organiques, flavonoïdes, arômes, etc.

Il n’y a pas de risque de fermentation si l’humidité du miel est correcte (inférieure à 18,5 %), ce qui est majoritairement le cas. Des exceptions existent sous nos climats, par exemple dans des miellées d’automne en jours courts et humides : les abeilles peuvent operculer du miel à environ 20,5 % d’humidité. De plus, pour qu’il y ait fermentation, la température doit être supérieure à 20 °C, ce qui limite le phénomène.

Les abeilles avalent directement leur nourriture. Elles ont un mode de préhension de type suceur. Les mandibules jouent le rôle de pinces et servent seulement à détacher et amalgamer la nourriture. Il est donc très important que les particules soient petites (maximum 0,2 mm de diamètre).

Les apiculteurs qui fabriquent leurs aliments doivent donc veiller à ce que particules soient correctement désagrégées ou dissoutes dans l’eau sans faire de grumeaux ou de trop grandes particules.

De plus, si du miel cristallise dans les réserves de la ruche, il ne sera pas consommable par l’abeille (sauf exception s’il y a une forte condensation d’eau dans la ruche qui puisse dissoudre les cristaux : très forte humidité ambiante et population élevée d’abeilles).

8. La malnutrition

Les effets de la malnutrition des abeilles sont connus. Il y a une interaction entre les abeilles et la colonie, et les problèmes individuels se répercutent sur la population d’adultes et l’élevage, qui se verront qualitativement et quantitativement réduit. Le cannibalisme sur les larves est possible et aura un effet sur la génération adulte suivante et sur la capacité de la colonie à constituer des réserves (Brodschneider, 2010).

La malnutrition des abeilles se traduit par des signes visibles (p.ex.) :

Arrêt de ponte de la reine
Diminution de la survie du couvain
Cannibalisme (les abeilles consomment les larves)
Mortalité d’ouvrières
Arrêt d’élevage de mâles
Abeilles de petite taille, à l’abdomen nettement plus court que les ailes
Mortalité de mâles

Un effets de la malnutrition est le cannibalisme (les abeilles consomment les larves)

9. La pratique

9.1 Début de saison (Entre sortie de l’hiver et première miellée)

D’après Antonio Pajuelo, dans la majorité des cas (selon les régions), 4 litres de nourrissement en début de saison (1,5 litre / semaine) représentent le minimum nécessaire pour « aider » les colonies avant la première miellée de printemps. Environ 20 % des apiculteurs utilisent ces doses là. Un nourrissement de plus de 8 litres ne peut se justifier que lorsqu’il y a production d’essaims/paquets d’abeilles/reines. Avec des quantités de sirop élevées (plus de 10 litres), le risque d'essaimage et de résidus dans le miel est élevé ! (Guler, 2014).

Ce nourrissement de stimulation (sirop léger (50/50) est donc adéquat en début de saison, mais peut l’être plus tard si une miellée est précédée d’une longue période (plus d’un mois) sans floraison.

Le nourrissement au miel est théoriquement idéal, cependant cette technique présente plusieurs inconvénients : le miel peut être le vecteur d’agents pathogènes, et notamment contenir des spores de loque américaine. Par ailleurs, sur le plan pratique, il peut favoriser le pillage à certaines périodes de l’année. Enfin, un tel nourrissement représente un coût non négligeable.

9.2 Fin de saison (Entre la fin des miellées et l’hivernage)

Il est important de bien évaluer les réserves de vos ruches avant l’hiver, en comptant les cadres de corps de ruche contenant des réserves. Cette estimation doit être réalisée pendant la visite d’hivernage, qui a généralement lieu sous nos climats entre le 15 et le 30 septembre.

Pouvreau (1981), reprenant les données de Beldame (1942), indique un besoin de 7 kg de miel par ruche entre début octobre et fin février : 2 kg/mois en octobre et février, et environ 1 kg/mois de novembre à janvier.

Cependant, il existe des différences entre les auteurs qui s’expliquent par la variabilité des conditions d’hivernage. On peut citer entre autres : la flore disponible (en automne et sortie d’hiver), la météorologie, le nombre d’abeilles dans les ruches (et la race d’abeilles éventuellement).

Le changement climatique actuel a pour conséquence une tendance de réchauffement des périodes automnales et hivernales, ce qui limite la période hors couvain (et implique donc plus de soins au couvain), et augmente l’activité des abeilles (grappe d’abeilles moins longtemps formée). Ces phénomènes augmentent l’activité des abeilles et la consommation d’énergie et de nourriture. Il faut donc en tenir compte et ajuster à la hausse le nourrissement hivernal (par rapport aux références citées plus haut).

En conclusion, nous pouvons généraliser et confirmer ce qui avait été indiqué dans la synthèse Parole d’apiculteur sur l’hivernage : une recommandation de 15 à 25 kg de réserves nécessaires pour l’hiver et le printemps : entre fin septembre et début mai.

Il est important ici de distinguer les périodes froides de celles qui le sont moins, et des objectifs en matière de population des colonies.

Si un apiculteur souhaite augmenter sa population d'abeilles avant l'hiver, il peut profiter d’une période de douceur avant le froid automnal et hivernal en apportant un sirop léger (50/50) qui aura pour effet de stimuler la ponte de la reine, et d'obtenir des colonies plus populeuses un mois plus tard.

Si la population est satisfaisante dans la ruche, ou si le nourrissement est réalisé tardivement, ou si la météo est incertaine, mieux vaut nourrir avec un sirop lourd (60/40 ou 70/30).

De manière générale, il convient mieux d’apporter majoritairement du sirop lourd en fin de saison, qui nécessitera moins de travail et d’énergie pour sa déshydratation et son stockage.

9.3 Et le candi dans tout ça ?

Les pratiques des apiculteurs sont assez diverses par rapport au candi. Globalement une majorité en utilise (dont 46 % entre 2 et 5 kg).

Le candi est l’aliment le plus adapté en cas de disette hivernale car il est placé directement à proximité de la grappe d’abeilles. Le candi présente aussi la caractéristique d’abaisser l’humidité de condensation qui se forme à l’intérieur de la ruche. Cette humidité provoque une dissolution du candi, qui va permettre sa consommation par les abeilles (pour rappel, leur appareil buccal est de type suceur). Nous pouvons considérer une consommation moyenne d’environ 1 kg de candi par mois.

Cette baisse de l’humidité est particulièrement intéressante en zones humides (zones pluvieuses, de brouillard, orientation au Nord…) afin d’améliorer les conditions d’hivernage. L’excès d’humidité en hiver peut en effet favoriser le développement de moisissures. De plus, le candi est très rarement stocké dans les cadres. Il évite tout risque d’adultération de la première récolte de miel (en cas de surdosage de sirop et s’il en reste au printemps dans les corps de ruche).

Il est possible de se passer du candi, mais il faut faire attention à ce risque d’adultération du miel en début de saison (risque faible en général, mais plus élevé dans le cas des miellées précoces, romarin par exemple).

10. Aliments complémentaires

Antonio Pajuelo considère un aliment complémentaire comme une assurance que l’alimentation des abeilles contiendra les composants apportés. Il existe un certain nombre de références sur les effets d’aliments complémentaires sur l’abeille domestique. On peut citer notamment des travaux concernant les algues (Roussel, 2015), la propolis (Antunez, 2008), les extraits végétaux (romarin, grenade, cannelle, pamplemousse...).

On peut faire un parallèle avec les contrats d’assurance que nous pouvons souscrire à titre personnel. Ils nous apportent un soutien en cas de problème.

Antonio Pajuelo témoigne de la situation en Espagne, où les aliments complémentaires sont fréquemment utilisés pour sécuriser la nutrition des colonies en période de sécheresse ou quand il y a une insécurité en termes de quantité ou qualité des apports de pollen, leurs floraisons étant globalement plus courtes qu’en France.

Dans un climat majoritairement océanique comme celui de la France, les aliments complémentaires sont recommandables en situation de flore et/ou de météorologie défavorable en fonction de la qualité et quantité des réserves disponibles. Ces aliments complémentaires sont mélangés au sirop ou aux pâtes protéinées.

11. Nourrissement protéiné

Avant toute chose, il est important de noter que la variabilité de valeur nutritionnelle est forte pour les pollens, selon les espèces végétales. On considère que l’alimentation pollinique est meilleure quand les colonies possèdent des réserves d’au moins 4 ou 5 couleurs différentes.

De la même façon que pour les aliments complémentaires, les substituts de pollen sont souvent utilisés en Espagne, bien plus qu’en France semble-t-il. Les apiculteurs espagnols utilisent en effet des pâtes protéinées en période de sécheresse ou quand les apports de pollen sont insuffisants qualitativement et quantitativement.

En pratique, on considère qu’il y a une insuffisance quantitative si les ruches ont moins d’un cadre de pollen en période d’élevage. Ce pollen est réparti sur la partie supérieure des cadres de couvain et sur les cadres en rive du couvain. Antonio Pajuelo considère un problème qualitatif quand il y a moins de 4 à 5 couleurs de pollen dans la ruche.

Ce seront des protéine d’origine végétale, comme la levure de bière lyophilisée que nous consommons habituellement et disponible en épicerie ou de la farine de soja déshuilée que l’on trouve chez les revendeurs de matériels apicoles.

L’appétence des pâtes protéinées est un point important pour leur utilisation. Notre abeille noire consomme sans problème des pâtes contenant environ 5 % de protéines. Au-delà de ce taux, l’appétence va baisser. De plus, il faut veiller à ne pas apporter trop de protéines dans l’alimentation de la colonie, la digestibilité s’en trouverait réduite.

Une question a été récemment soulevée quant à l’augmentation du risque nosémose par le nourrissement protéiné. Fleming (2015) a en effet publié une étude dans laquelle il a inoculé en laboratoire des spores de Nosema à des abeilles en cagettes. Les groupes ayant reçu une alimentation protéinée ont développé plus de spores de Nosema que les groupes alimentés seulement avec du sucre.

Selon Antonio Pajuelo, cette étude est critiquable, car elle concerne de jeunes abeilles qui n’ont pas bénéficié d’un « ensemencement » correct de leur flore intestinale (absence de trophallaxie), et, car les abeilles nourries avec des protéines vivent plus longtemps, ce qui augmente le risque d’un nombre plus élevé de spores de Nosema. De plus, d’après son expérience et Zheng (2014), la pathogénicité de la nosémose tient également à l’apparition d’un facteur de stress (froid, faim, intoxication). Ainsi, il continue de penser que les diètes protéinées présentent un intérêt dans de nombreuses situations.

Il est important de supplémenter les colonies si l’exploitation apicole est orientée vers la productivité, ou pour les raisons climatiques et floristiques que j’ai déjà énoncées (manque de pollen ou mauvaise qualité ou diversité de pollen). En effet, si les colonies ne sont pas préparées avant les miellées, le flux de nectar servira à produire des abeilles, et la récolte sera très limitée (voire nulle).

Il est important de nourrir avec des suppléments protéinés :

Avant la première floraison pour prévenir les risques météorologiques qui peuvent nuire au développement de la population des colonies.
Avant une floraison importante, s’il y a un manque de pollen et nectar qui pourrait causer une baisse de population.
Avant l’entrée en hiver, pour favoriser un renouvellement de population avec l’émergence d’abeilles bien pourvues en réserves, qui résisteront bien à l’hiver et seront suffisamment vigoureuses pour bien redémarrer au printemps suivant.

12. Questions et réponses

Comment évaluer l'effet réel du nourrissement ou des produits utilisés ?

En faisant un essai au préalable. Dans un rucher, il faut choisir au moins 20 ruches saines les plus homogènes possibles. Notez leur force par rapport au nombre de cadres d’abeilles, cadres de couvain, cadres de miel et de pollen. Réalisez le nourrissement sur la moitié des ruches en alternant, une ruche avec aliment et une ruche sans. Un mois plus tard, recommencez les mesures sur les colonies. Dans le cas du test de la plupart des aliments complémentaires, il est recommandé d’observer les colonies à plus long terme. Si vous souhaitez tester plusieurs produits, il est important de toujours constituer des groupes de plus de 10 ruches.

Quelle est l’importance des lipides pour l’immunité de l’abeille ?

Le système immunitaire des abeilles repose sur la production de peptides (chaînes de moins de 50 acides aminés) antimicrobiens. Les apports d’acides aminés et de protéines sont donc déterminants pour l’immunité. Les lipides sont plus importants dans le maintien de la température corporelle de l’abeille, et nous pensons aussi qu’ils sont présents dans des lipoprotéines et hormones.

Y a-t-il des données scientifiques sur les effets de probiotiques sur l’abeille ?

Oui, il y a des publications sur le sujet depuis la fin des années 70, de M. Guilliam, G. M. Loper, L. N. Standifer… et des plus récentes. En 2005 est paru : “The effects of probiotic supplementation on the content of intestinal microflora and chemical composition of worker honey bees (Apis mellifera)” de A. Kaznowski et al.

En conditions naturelles, les abeilles échangent leur nourriture par trophallaxie. Cette trophallaxie (de même que le pain d’abeille) a pour conséquence un échange de la microflore et de la microfaune intestinales (microbiote) des vieilles abeilles vers les jeunes abeilles (qui en sont quasiment dépourvues à l’émergence). Cette étude a été réalisée sur des abeilles émergentes en cagette. L’apport de probiotiques en alimentation a permis l’ensemencement du microbiote intestinal dans les jeunes abeilles en cagettes et a augmenté leur durée de vie. Dans une colonie saine, avec une bonne flore microbiotique, la trophallaxie permet de réaliser un ensemencement de qualité. Mais toutes les colonies ne possèdent pas le même microbiote intestinal, et toutes ne possèdent pas un microbiote de qualité. Ainsi, ajouter des probiotiques à un complément alimentaire à nos abeilles, comme nous le faisons dans l’alimentation humaine ou animale, peut-être une manière de sécuriser de bonnes conditions pour les colonies.

Est-ce que le nourrissement artificiel avec des compléments alimentaires peut diminuer l’immunité des abeilles, leur capacité de résistance aux problèmes (faibles températures ou aux carences alimentaires…) ?

Non. Il existe même des aliments extrêmement complets, développés pour élever des abeilles et des larves en conditions de laboratoire et sans aucun contact avec l’extérieur ni avec d’autres abeilles. Ces aliments sont homologués par l’INRA (français) depuis 2007, pour réaliser des tests sur les pesticides, les peptides du système immunitaire...

Leur coût très élevé n’est pas rentable et les rend inaccessibles pour les apiculteurs, mais ce n’est pas un problème. En effet, dans nos situations, les abeilles de nos exploitations ne sont pas des animaux enfermés, elles sortent butiner. Ainsi, les produits de nourrissement commerciaux complètent l’alimentation classique des colonies, en conditions de carences alimentaires (qui surviennent naturellement), à cause d’une mauvaise météo ou d’une mauvaise diver

Voir aussi :

Quelle eau pour nos abeilles ?

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

Comment les abeilles, dont la vue est plutôt basse, trouvent-elles l’eau qui leur est nécessaire ? Les abeilles sont sensibles à l’humidité de l’air, nous l’avons vu, grâce à certaines sensilles de leurs antennes spécialisées dans cette fonction. Cette humidité est fatalement plus forte aux alentours des points ou des courants d’eau. Elles n’ont donc pas de problème pour savoir s’il y a de l’eau, et où, aux alentours de leur rucher.

Malheureusement, elles sont surtout attirées par des eaux qui n’ont rien de propre : eaux croupies, flaques formées par les vaches et tintée de purin… L’eau de la piscine du voisin les tente aussi plus que celle de leur abreuvoir. Pourquoi ?

Le problème est ancien et a fait l’objet d’un article publié en 1940 déjà. L’auteur, C. G. Butler, a testé le goût des abeilles pour différentes type d’eaux par la méthode du carré latin. La plupart des eaux testées sont des solutions salines à différentes concentrations ; mais il a inclus dans son expérimentation l’eau de pluie, l’eau croupie provenant d’une gouttière bouchée par des feuilles, l’urine et le purin de vache, des distillats de ces dernier et des solutions reformées à partir du résidu de ses distillations. Il a pu ainsi établir une hiérarchie des préférences de nos princesses.

Les distillats d’eau de pluie, de purin et d’urine et le purin dilué lui-même, l’emportent largement sur l’eau distillée. Les solution salines de sel de cuisine et de chlorure d’ammonium sont aussi préférées, à condition d’être très diluées. Tous les autres sels sont soit moins appréciés que l’eau pure, soit franchement rejetés. Mais la question subsiste : pourquoi ?

Ce n’est que très récemment que des scientifiques ont remis la question à l’ordre du jour, et sous un angle intéressant. Selon certains entre eux (Bonoan et al, 2016), il faut envisager la question dans le contexte du régime alimentaire global de l’abeille. Nous savons tous que celle-ci a besoin de sucres (comme nutriment mais aussi comme combustible pour le vol et la production de chaleur) et de protéines (pour construire et faire fonctionner son organisme). On oublie trop souvent que l’abeille a aussi besoin de sels minéraux. Chez elle tout comme chez nous, le calcium joue un rôle dans la contraction musculaire ; ce même calcium et le magnésium font partie d’une foule d’enzymes indispensables au fonctionnement de l’organisme ; le sel de cuisine, ou plus exactement ses deux ions, le sodium et le chlorure, jouent un rôle clé dans la transmission de l’influx nerveux, et il en va de même du potassium ; ces mêmes ions permettent le maintien de l’équilibre des fluides dans les organismes animaux.

Or, si le pollen est généralement riche en potassium et en oligo-éléments tel le cuivre, le fer, le zinc et l manganèse, il est aussi, le plus souvent relativement pauvre en calcium et an magnésium, et sourtout en sodium (Orzaez-Villanueva et al., 2001 ; Kostié et al., 2015).

Quant aux nectars, ils contiennent du potassium en bonne quantité. Celui de l’avocatier, par exemple, est à ce point riche en potassium et phosphate, qu’il est répulsif pour l’abeille mellifère, ce qui a posé problème aux planteurs israéliens. Il faut dire que cette espèce est originaire d’Amérique centrale, où les abeilles indigènes sont des Mélipones, et ces dernières ne sont pas repoussées par les niveaux de sels présents dans ce nectar (Afik et al. 2014). Le nectar produit par la fleur d’ognon est également exceptionnellement riche en potassium, ce qui expliquerait qu’il soit peu butiné. Mais les nectars sont, tout comme le pollen, relativement pauvres en sodium, calcium et magnésium (Nicolson et Worswick, 1990), caractéristiques que l’on retrouve logiquement dans les miels (e.a. Alphandéry, R, 1992 ; Fernández-Torres et al., 2005 ; Conti, 2000).

Or, les fluides corporels de l’abeille sont proportionnellement plus riches en sodium qu’en potassium, ce qui reflète les besoins de l’insecte en ces deux éléments. Les abeilles tendent donc à se trouver chroniquement en déficit de sodium. Il en va de même, dans une moindre mesure, du calcium et du magnésium.

Les abeilles chercheraient donc un complément dans les eaux des boissons. C’est l’hypothèse de nos chercheurs (Bonoan et al. , 2016), et si cette hypothèse est juste, elles devraient logiquement préférer les eaux contenant les éléments qui leur manquent le plus, notamment le chlorure de sodium. C’est bien ce que les auteurs constatent ; et ils observent aussi que les préférences varient en fonction de la saison.

Le chlorure de potassium, qui n’est pas préféré à l’eau pure en été, l’est par contre en automne, ce qui tend à confirmer que l’abeille oriente ses préférences en matière d’eaux en fonction de la plus ou moins grande richesse, en éléments minéraux, de ses récoltes du moment.

Même son de cloche au Canada, où des chercheurs ont présenté aux abeilles de multiples colonies, et dans de multiples contextes (grandes cultures, canne-bergères, jardin botanique…), des abreuvoirs alimentés par sept types d’eaux différents : salée (0.5%, sucrée, avec compost, avec huile essentielle d’anis ou de citronnelle, salée avec compost et témoin (eau pure). L’eau salée est préférée entre toutes, et les abreuvoirs ont été intensément visités : la consommation a atteint 8 litres d’eau par colonie et par semaine dans les canne-bergères (Fournier et al., 2016) ! La recherche visait aussi à déterminer si la mise à disposition d’abreuvoirs diminuait la mortalité des abeilles ; sur ce point la réponse est négative, même si le nombre d’abeilles mortes par noyade est trois fois moins élevés dans les abreuvoirs que dans les sources naturelles comme les flaques.

Tout ceci implique aussi que les abeilles goûtent le sel. Elles disposent de sensilles spécialisées dans le sens du goût, sur la partie distale des antennes, sur les tarses, à la base des pattes, et sur les pièces buccales ; et ces sensilles incluent, entre autres, des récepteurs sensibles aux sels (de Brito-Sanchez, 2011). Cette sensibilité diffère selon les individus. Des chercheurs ont testé par la méthode de l’extension du proboscis 163 abeilles issues de 12 colonies différentes (Lau et al. 2016).

Les préférences vont une fois de plus au sel de cuisine – le chlorure de sodium, donc- ainsi qu’au chlorure de magnésium (ce que la plus ancienne des études citées, celle de Butler, ne confirmait pas : il semble que le besoin en magnésium soit plus occasionnel). Les concentrations ne peuvent toutefois pas être élevées : les solutions qui sont préférées oscillent entre 0.3% et 1.5% en poids ; mais certaines abeilles acceptent jusqu’à 10% de sel de cuisine dans l’eau qui leur est présentée. Car il y a des différences individuelles importantes en la matière, ce qui laisse à penser qu’il pourrait y avoir des « butineuses de sel » plus ou moins spécialisées au sein des colonies.

Surprenant ? Pas tant que ça : le déficit en sels minéraux est commun aux herbivores (ce que l’abeille est, d’une certaine façon), et les éleveurs de bétail ovin, caprin ou bovin fournissent couramment une pierre de sel à leurs animaux. Côté insectes, les abeilles ne sont d’ailleurs pas les seules à butiner le sel : les fourmis en font autant, et une espèce arboricole amazonienne, vivant dans un milieu ordinairement très peu saline, en est à ce point folle que certains individus en consomment jusqu’au suicide (Arcila Hernández et al., 2012)

Un dernier point : Bonoan et collègues (2016) trouvent une corrélation significative entre le butinage du sel et la santé des colonies, évaluée par la surface de couvain et l’importance de la population d’abeilles adultes dans la ruche. Corrélation ne veut pas dire causalité : s’il se peut que l’apport salin ait un effet sur la santé générale de la colonie, il se peut tout aussi bien que les colonies les plus fortes délèguent plus de butineuses à cet effet. Mais on peut imaginer que, si l’abeille recherche un complément minéral, c’est pour combler un déficit, de sorte que l’apport ainsi fourni devrait leur être favorable.

Et en pratique ?

Nous avons maintenant une petite idée des raisons qui poussent nos abeilles à fréquenter la piscine du voisin : celle-ci est désinfectée à l’eau de Javel, qui est un mélange d’hypochlorite de sodium (NaCIO) et de sel de cuisine. Si votre voisin en a assez de vos abeilles, et vous de ses plaintes, vous devriez donc pouvoir résoudre les problèmes de tous, et des abeilles en prime, en fournissant à celles-ci un petit abreuvoir d’eau salée, à la manière de nos amis canadiens.

Ceux-ci ont en effet testé différents types d’abreuvoirs, et le mieux aimé des abeilles est fort simple : un abreuvoir à volailles, remplis d’eau salée à 0.5% (soit 5 g par litre), dont la rigole est remplie de cailloux, ce qui facilite l’atterrissage aux abeilles et leur évite de se noyer.

Source: https://sante-de-l-abeille.apiservices.biz/

Voir aussi :

Médicaments / préparations autorisés en Suisse

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Médicaments / préparations autorisés en Suisse

Le message pratique est simple : lorsqu’un médicament vétérinaire contre le varroa est utilisé, il faut toujours suivre la notice officielle du produit. Si des hausses destinées à la récolte sont en place, elles doivent être retirées avant le traitement.

Situation : avril 2026

2. Aperçu rapide

Préparation	Substance active	Usage typique	Remarques officielles (notice)
Formicpro	Acide formique	Traitement contre varroa	Utilisation entre 10 et 29,5 °C. Ne pas utiliser sur des colonies trop faibles ; la notice mentionne moins de 10’000 abeilles.
Formivar 60% / 70% / 85%	Acide formique	Traitement contre varroa	Pas pendant la miellée. La notice prévoit un traitement après la récolte, puis un 2e traitement après une phase de nourrissement.
Thymovar	Thymol	Traitement contre varroa	Utilisation entre 15 et 30 °C. Première application au plus tard début août après la miellée de forêt, puis 2e application 3 à 4 semaines plus tard.
OXUVAR 5.7%	Acide oxalique	Traitement contre varroa hors couvain	Hors couvain et pas pendant la miellée. En traitement hivernal par dégouttement, la notice précise une seule application.
API-Bioxal	Acide oxalique	Traitement contre varroa hors couvain	Hors couvain. Traiter sans cadres de miel dans la ruche. La notice demande aussi de traiter toutes les colonies du rucher en même temps.
Varroxal	Acide oxalique	Traitement contre varroa hors couvain	Hors couvain, pas pendant la miellée et pas avec des cadres de miel en place. En hiver, la notice indique en pratique 2 à 10 °C.
Bayvarol	Fluméthrine	Traitement contre varroa	Après retrait de la hausse, de fin juillet à septembre. Laisser les strips 4 à 6 semaines dans la colonie.

3. Attention

Retirer les hausses avant un traitement médicamenteux.
Pour l’apiculteur, la règle pratique doit rester claire : lorsqu’un médicament vétérinaire contre le varroa est utilisé, les hausses destinées à la récolte doivent être retirées avant le traitement. Il faut toujours suivre la notice officielle du produit exact.

Ne pas utiliser de substances non autorisées.
Des substances comme l’amitraze ne sont pas autorisées en Suisse pour le traitement du varroa. Leur utilisation peut entraîner des résidus dans le miel et la cire. Certains anciens produits à base de coumaphos, de tau-fluvalinate ou de bromopropylate ne figurent plus parmi les préparations actuellement autorisées.

4. Liens utiles

Avant toute utilisation, vérifier la notice officielle la plus récente du produit exact.

Voir aussi :

Elevage des reines et génétique de l’abeille

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Tendance à l’essaimage et orphelinage

Fig. 1 : cellule d’essaimage. Elles se trouvent surtout le long des bords des rayons

1.1 Principes biologiques

La reine est l’unique femelle reproductrice fonctionnelle de la colonie. Elle assure non seulement la transmission du patrimoine génétique, mais également la régulation sociale par la production continue de phéromones. Ces phéromones royales exercent plusieurs fonctions essentielles :

inhibition du développement ovarien des ouvrières,
inhibition de la construction de cellules royales,
stabilisation de la cohésion sociale.

Lorsque la production phéromonale diminue — en raison du vieillissement de la reine ou de l’augmentation de la taille de la colonie — le signal inhibiteur devient insuffisant. Les ouvrières déclenchent alors la construction de cellules royales (Fig. 3). Ce mécanisme ne constitue pas une anomalie, mais un processus reproductif naturel de la colonie. La dynamique d’essaimage dépend donc :

de l’âge de la reine,
de la densité de population,
de la disponibilité en ressources,
de l’équilibre phéromonal interne.

1.2 Cellules d’essaimage

Les cellules d’essaimage se distinguent morphologiquement des cellules d’ouvrières. Elles sont allongées et orientées vers le bas. Elles se développent progressivement jusqu’à l’operculation (Fig. 1). Elles apparaissent principalement :

en bordure de rayon,
dans les zones périphériques du nid,
parfois dans des cadres à mâles.

La présence de cellules d’essaimage operculées indique une préparation active à la division de la colonie.

1.3 Orphelinage comme mécanisme d’élevage

L’orphelinage représente le second déclencheur biologique de l’élevage royal. En absence de phéromones royales :

les ouvrières sélectionnent des larves très jeunes,
elles élargissent les cellules,
elles modifient l’alimentation en distribuant exclusivement de la gelée royale.

Le développement différencié d’une reine ne dépend pas du matériel génétique initial, mais du régime alimentaire et du volume cellulaire. L’orphelinage contrôlé constitue ainsi le fondement technique de l’élevage dirigé.

1.4 Implication pour l’éleveur

L’élevage des reines repose sur la maîtrise de ces deux mécanismes naturels :

provoquer ou exploiter l’orphelinage,
contrôler la dynamique d’essaimage.

Sans compréhension de ces processus, toute tentative d’élevage reste aléatoire.

Pour en savoir plus :

2. Fécondation de la reine

Fig 2: vols de fécondation de la reine

2.1 Processus d’accouplement

Après son émergence, la jeune reine effectue plusieurs vols de fécondation. Ces vols ont lieu par conditions météorologiques favorables et se déroulent dans des zones de rassemblement de faux-bourdons.

Dans ces zones, des mâles issus de différentes colonies se concentrent. La reine s’accouple successivement avec plusieurs faux-bourdons (Fig 2). Ce phénomène de fécondation multiple (polyandrie) constitue une caractéristique essentielle de la biologie de l’abeille.

La polyandrie entraîne :

une diversité génétique élevée au sein de la colonie,
la formation de sous-familles d’ouvrières,
une meilleure stabilité fonctionnelle de la colonie.

Ces effets ne garantissent pas automatiquement une performance supérieure, mais augmentent la probabilité d’une meilleure stabilité fonctionnelle de la colonie. Après l’accouplement, le sperme est stocké dans la spermathèque et doit suffire pour toute la durée de vie de la reine. La qualité et la quantité du sperme conditionnent :

la longévité de la reine,
la régularité de la ponte,
la vigueur de la colonie.

Une fécondation insuffisante ou déficiente peut se traduire par une ponte irrégulière, une production excessive de mâles ou un remplacement précoce de la reine.

2.2 Rôle génétique des faux-bourdons

Les faux-bourdons proviennent d’œufs non fécondés. Ils sont haploïdes et transmettent exclusivement le patrimoine génétique de leur mère.

Ainsi :

chaque mâle représente génétiquement sa colonie d’origine,
la qualité génétique des colonies productrices de mâles influence directement la génération suivante.

Dans un programme d’élevage, la sélection des colonies à mâles revêt donc une importance équivalente à celle des colonies mères. L’absence de contrôle sur l’origine des mâles peut compromettre les efforts de sélection réalisés sur les reines.

2.3 Maîtrise de la fécondation

La fécondation ne peut jamais être totalement contrôlée dans des conditions naturelles. Toutefois, elle peut être orientée. Les stations de fécondation permettent d’isoler les jeunes reines et d’assurer que seuls des faux-bourdons issus de lignées sélectionnées participent à l’accouplement. Ce dispositif permet :

de stabiliser les caractères recherchés,
de limiter l’introduction de génétique non souhaitée,
de créer une base fiable pour l’évaluation ultérieure.

La densité et la qualité des colonies à mâles sont déterminantes pour garantir une fécondation complète.

2.4 Limites biologiques

Même en station de fécondation, certains paramètres échappent au contrôle :

conditions météorologiques,
réussite des vols nuptiaux,
quantité réelle de sperme stocké.

La fécondation reste un processus biologique soumis à variabilité. L’éleveur doit donc intégrer cette incertitude dans son programme et prévoir une évaluation rigoureuse des jeunes reines après leur introduction.

Pour en savoir plus :

3. Utilisation des reines

Fig 3 : cagette d’introduction

Fig 4: ruchette à nucléi

Fig 5: marquer la reine

3.1 Introduction des jeunes reines

L’introduction d’une jeune reine constitue une étape critique du processus d’élevage. Une reine génétiquement prometteuse peut être perdue si les conditions d’introduction ne sont pas maîtrisées. La colonie réceptrice doit être :

suffisamment forte,
réellement orpheline,
exempte de cellules royales résiduelles.

La reine est généralement placée dans une cagette d’introduction (Fig. 3). Cette cagette permet une acclimatation progressive. Les abeilles entrent en contact avec la reine à travers la grille, ce qui favorise son acceptation par échange de phéromones et de nourriture. L’acceptation dépend de plusieurs facteurs :

durée de l’orphelinage préalable,
état de tension de la colonie,
période de la saison,
présence ou non de miellée.

Une introduction mal préparée peut conduire au rejet ou à la destruction de la reine.

3.2 Formation de nucléi

Les nucléi servent à accueillir des reines fécondées dans un environnement contrôlé. La ruchette à nucléi contient en règle générale 4 - 6 rayons de couvain (Fig. 4). La présence de couvain ouvert et fermé stabilise la colonie et favorise l’acceptation. Les nucléi remplissent plusieurs fonctions :

contrôle de la qualité de ponte,
réserve stratégique de reines,
remplacement rapide de reines défaillantes,
hivernage de sécurité.

Une colonie trop faible ne permet pas une évaluation fiable de la reine. La performance observée dépend en partie de la force du nucléi.

3.3 Marquage et traçabilité

Le marquage des reines constitue un élément central du suivi d’élevage (Fig. 5). Chaque reine reçoit :

une pastille numérotée,
ou un marquage coloré conforme au code international annuel.

Le marquage permet :

d’identifier l’origine,
de vérifier la présence ultérieure de la reine,
d’assurer la traçabilité généalogique.

Il est recommandé de marquer les reines avant leur introduction, notamment pour éviter toute confusion après les vols de fécondation. Les reines fraîchement écloses sont plus faciles à manipuler. Il faut veiller à ne pas obstruer la base des ailes avec la colle. La reine ne doit être introduite qu’après un délai minimal d’environ dix minutes afin d’éviter une réaction agressive liée à l’odeur du marquage. Une reine d’origine inconnue ne peut être intégrée dans un programme d’élevage structuré.

3.4 Hivernage et validation différée

L’évaluation d’une reine ne peut être considérée comme définitive avant l’hivernage. Une jeune reine doit démontrer :

une ponte régulière,
une bonne dynamique de développement,
une capacité à conduire la colonie vers un hivernage stable.

Ce n’est qu’au printemps suivant que l’on peut juger :

de sa longévité,
de la stabilité de la colonie,
de la qualité globale de la descendance.

L’utilisation des reines constitue ainsi le lien entre production technique et validation génétique.

Pour en savoir plus :

4. Hérédité

Fig. 6 : L'haplo-diploïdie désigne une forme de détermination sexuelle dans laquelle un sexe ne porte qu'un seul jeu de chromosomes (haploïde, faux-bourdon) et l'autre sexe le double jeu de chromosomes (diploïde, reine). En général, le sexe masculin est haploïde.

4.1 Système haplodiploïde

Chez l’abeille, le système de détermination sexuelle est haplodiploïde (Fig. 6).

Les reines et les ouvrières sont diploïdes : elles proviennent d’œufs fécondés et possèdent deux jeux de chromosomes.
Les faux-bourdons sont haploïdes : ils proviennent d’œufs non fécondés et ne possèdent qu’un seul jeu de chromosomes.

Ce système a plusieurs conséquences majeures :

Les mâles transmettent à leur descendance le patrimoine génétique reçu de leur mère, sous forme haploïde et sans modification génétique ultérieure.
Il n’existe pas de « père de mâle ».
Chaque faux-bourdon représente génétiquement la colonie dont il est issu.

Ainsi, la sélection des colonies productrices de mâles est aussi déterminante que celle des colonies mères.

4.2 Diversité intra-colonie et polyandrie

La fécondation multiple de la reine entraîne la formation de plusieurs sous-familles d’ouvrières au sein d’une même colonie. Chaque sous-famille partage :

la même mère,
un père différent.

Cette diversité génétique interne contribue à :

la stabilité comportementale,
la résilience face aux maladies,
la flexibilité organisationnelle.

La variabilité observée au sein d’une colonie ne résulte donc pas d’un manque d’uniformité, mais d’une stratégie biologique.

4.3 Héritabilité

Tous les caractères ne sont pas transmis avec la même intensité. L’héritabilité exprime la proportion de variation d’un caractère qui est due à des facteurs génétiques, par opposition aux influences environnementales. Un caractère à forte héritabilité répond plus rapidement à la sélection. À l’inverse, un caractère fortement influencé par l’environnement nécessite :

une observation répétée,
des conditions comparables,
une sélection prolongée.

L’amélioration génétique dépend donc :

de la variabilité initiale,
de l’intensité de la sélection,
de la constance sur plusieurs générations.

L’héritabilité n’est pas une valeur absolue attachée à un caractère. Elle dépend de la population considérée et des conditions environnementales dans lesquelles les observations sont réalisées. Une modification des conditions d’élevage peut donc modifier la part relative attribuable aux facteurs génétiques.

4.4 Interaction génétique – environnement

Le phénotype observé d’une colonie résulte toujours de l’interaction entre :

le patrimoine génétique,
les conditions environnementales.

Une colonie performante dans un environnement favorable peut ne pas exprimer les mêmes performances dans un autre contexte. Cette interaction implique que les performances observées doivent être interprétées dans leur contexte. Une comparaison valable entre colonies suppose des conditions d’évaluation aussi homogènes que possible afin de limiter l’influence des facteurs externes.

Fig. 7 : Les microsatellites sont des segments sur les chromosomes; ils n’ont aucune influence sur les caractéristiques. Les individus, les groupes d’animaux apparentés et les races se distinguent par la longueur des microsatellites. Cela permet de contrôler les souches et l’appartenance raciale.

4.5 Microsatellites et contrôle des lignées

Les microsatellites sont des segments chromosomiques utilisés comme marqueurs génétiques (Fig. 7). Ils ne déterminent pas directement les caractéristiques, mais permettent :

d’identifier les souches,
de vérifier l’appartenance raciale,
de contrôler la pureté des lignées.

Ces outils contribuent à la conservation du patrimoine génétique et à la gestion des populations d’élevage.

4.6 Effets de croisement et hétérosis

Les croisements entre races génétiquement éloignées peuvent produire un effet d’hétérosis. Cet effet peut se traduire par :

une vigueur accrue,
une capacité de défense renforcée.

Toutefois, ces effets peuvent aussi s’accompagner de comportements indésirables, notamment une agressivité accrue. De plus, les effets observés lors de la première génération de croisement peuvent ne pas se maintenir avec la même intensité lors des générations suivantes, en raison de la recombinaison génétique. La gestion des croisements exige donc prudence et contrôle.

Pour en savoir plus :

5. Sélection

Fig 8 : La sélection consiste à choisir, au sein d’une population, les colonies présentant les caractéristiques recherchées

5.1 Fondements de la sélection

La sélection consiste à choisir, au sein d’une population, les colonies présentant les caractéristiques recherchées afin de les utiliser pour la reproduction. Elle repose sur trois éléments indissociables :

une définition claire des objectifs,
une évaluation objective des performances,
un contrôle de la reproduction.

Sans maîtrise de ces trois paramètres, le progrès génétique reste aléatoire. La sélection ne vise pas la perfection individuelle, mais l’amélioration progressive de la population.

5.2 Définition des critères

Les critères doivent être définis avant toute sélection. Parmi les critères principaux figurent :

la douceur,
la tenue au cadre,
la tendance à l’essaimage,
le rendement.

D’autres critères peuvent être intégrés selon les objectifs :

comportement hygiénique,
résistance aux maladies,
vitalité printanière.

Une sélection cohérente exige de hiérarchiser les critères. Tous ne peuvent être améliorés simultanément avec la même intensité.

5.3 Sélection des colonies mères

Les colonies mères sont choisies parmi celles présentant les meilleures performances globales. L’évaluation doit être réalisée :

sur une saison complète,
dans des conditions comparables,
à l’aide d’un système de pointage structuré.

Une performance exceptionnelle isolée ne suffit pas ; la stabilité des résultats est déterminante. Les reines sélectionnées comme mères doivent démontrer :

une régularité de ponte,
une dynamique équilibrée,
une aptitude à l’hivernage.

5.4 Sélection des colonies à mâles

La sélection des colonies productrices de mâles est tout aussi importante. Étant donné le système haplodiploïde :

les faux-bourdons transmettent directement le patrimoine de leur mère,
toute faiblesse génétique est immédiatement transmise.

Dans un programme structuré, seules des colonies évaluées positivement doivent produire les mâles destinés à la fécondation.

5.5 Testage et évaluation collective

Les reines issues de la sélection sont distribuées de manière anonymisée aux testeurs. Cette anonymisation permet :

d’éviter les biais d’évaluation,
de garantir l’objectivité.

Les performances sont observées selon des critères standardisés. Après la période de test, les résultats sont centralisés et comparés. Ce processus permet :

d’identifier les lignées supérieures,
d’écarter les lignées insuffisantes,
d’ajuster la stratégie de sélection.

5.6 Progrès et limites

Le progrès génétique est progressif et cumulatif. Il dépend :

de la pression de sélection,
de l’intensité du tri,
du contrôle de la fécondation,
de la constance sur plusieurs générations.

Une sélection irrégulière ou incohérente entraîne une stagnation, voire une régression. La sélection constitue ainsi le cœur stratégique de l’élevage dirigé.

Pour en savoir plus :

6. Patrimoine génétique des abeilles en Europe

Fig. 9 : une abeille de la race carnica

6.1 Diversité génétique et groupes raciaux

Les abeilles européennes appartiennent à différents groupes raciaux issus de lignées évolutives distinctes. Cette diversité constitue un patrimoine génétique important. À l’intérieur d’une même race, les caractères peuvent varier fortement. De plus, la sélection dirigée peut modifier sensiblement certaines caractéristiques.

Les comparaisons entre races doivent donc être interprétées avec prudence, car :

les conditions environnementales influencent l’expression des caractères,
les lignées sélectionnées peuvent différer du type racial initial.

Les analyses morphologiques, physiologiques et comportementales montrent que les abeilles carnica (Fig. 9) et ligustica sont relativement proches. Les abeilles mellifera et caucasica appartiennent à d’autres groupes raciaux.

6.2 Abeille mellifera (Apis mellifera mellifera)

L’abeille mellifera, ou abeille noire européenne, représente une lignée adaptée historiquement aux conditions d’Europe occidentale. Elle est aujourd’hui considérée comme menacée à l’échelle mondiale. En Suisse, sa conservation est assurée par des organisations spécialisées. La préservation de cette race vise :

le maintien d’une diversité génétique locale,
l’adaptation aux conditions climatiques régionales,
la sauvegarde d’un patrimoine apicole historique.

6.3 Abeille carnica (Apis mellifera carnica)

La carnica est largement répandue en Europe centrale et orientale. Elle est presque exclusivement élevée en Allemagne et en Autriche. Certaines lignées, telles que Sklenar, Troisek et Peschetz, sont issues de programmes de sélection structurés. La diffusion internationale de la carnica résulte en grande partie de ses qualités recherchées en apiculture moderne.

6.4 Abeille caucasica (Apis mellifera caucasica)

L’abeille caucasienne se distingue notamment par :

un indice cubital inférieur de 2,2,
une utilisation abondante de propolis,
des mâles présentant une toison thoracique foncée à noire.

Elle présente des caractéristiques morphologiques proches de la carnica, tout en appartenant à un groupe racial distinct.

6.5 Croisements et effets génétiques

Les croisements entre races génétiquement éloignées peuvent entraîner un effet d’hétérosis. Cet effet peut se traduire par :

une vigueur accrue,
une capacité de défense renforcée.

Cependant, des effets indésirables peuvent également apparaître, notamment une agressivité marquée. La gestion des croisements exige donc :

une planification rigoureuse,
un contrôle de la fécondation,
une évaluation attentive des descendants.

6.6 Enjeux pour l’éleveur

La gestion du patrimoine génétique ne concerne pas uniquement la performance individuelle des colonies. Elle implique :

la conservation de lignées adaptées,
la limitation des croisements incontrôlés,
la responsabilité collective dans le maintien de races structurées.

Le patrimoine génétique constitue la base sur laquelle s’appuie toute stratégie de sélection à long terme.

Pour en savoir plus :

7. Organisation des éleveurs de reines

Fig. 10 : La pyramide d’élevage Quelques apiculteurs très engagés sélectionnent les meilleures mères d’élevage possibles, fécondent les jeunes reines de manière ciblée dans les stations de fécondation A avec des faux-bourdons adaptés et soumettent les reines fécondées obtenues au contrôle des ruchers de testage.

7.1 L’élevage comme démarche collective

L’élevage dirigé ne peut produire des résultats durables que s’il est intégré dans une organisation structurée. Un travail isolé présente plusieurs limites :

absence de comparaison objective,
faible contrôle de la fécondation,
risque de dérive génétique,
stagnation du progrès.

L’organisation collective permet de dépasser ces limites en coordonnant :

les objectifs de sélection,
les méthodes d’évaluation,
le contrôle de la reproduction.

La sélection devient alors un projet commun plutôt qu’une initiative individuelle.

7.2 Définition commune des objectifs

Une organisation d’éleveurs établit des critères clairs et partagés. Ces critères peuvent inclure :

douceur,
stabilité comportementale,
faible tendance à l’essaimage,
rendement,
résistance aux maladies.

L’harmonisation des critères garantit la comparabilité des résultats entre exploitations. Sans définition commune, les évaluations restent subjectives et non cumulables.

7.3 Stations de fécondation et contrôle génétique

Les stations de fécondation constituent un pilier central du dispositif collectif. Elles permettent :

d’isoler géographiquement les reines en période de fécondation,
de contrôler l’origine des colonies à mâles,
d’éviter des croisements non désirés.

Le maintien de colonies à mâles sélectionnées assure la cohérence génétique du programme. La gestion d’une station exige :

une sélection rigoureuse des colonies productrices de mâles,
une coordination logistique,
une discipline collective.

7.4 Testage structuré et anonymisation

L’évaluation collective repose sur un système de testage. Les reines sont distribuées de manière anonymisée aux testeurs. Cette anonymisation garantit :

l’objectivité,
l’absence d’influence personnelle,
la fiabilité des notations.

Les données sont centralisées, comparées et analysées. Ce processus permet :

d’identifier les lignées supérieures,
d’écarter les lignées insuffisantes,
d’orienter les décisions futures.

7.5 Traçabilité et responsabilité

La traçabilité constitue un élément essentiel du système. Chaque reine doit pouvoir être reliée :

à sa lignée maternelle,
à sa station de fécondation,
à ses résultats de testage.

Cette transparence renforce :

la crédibilité du programme,
la qualité des décisions de sélection,
la conservation du patrimoine génétique.

Chaque éleveur participant assume une responsabilité collective :

respecter les critères établis,
maintenir la qualité des colonies,
éviter les croisements incontrôlés.

7.6 Continuité intergénérationnelle

Le progrès génétique ne s’observe pas sur une seule génération. Il exige :

une continuité des objectifs,
une constance méthodologique,
une coopération durable.

L’organisation institutionnelle garantit cette stabilité dans le temps. L’élevage dirigé devient ainsi un engagement collectif en faveur :

de la qualité des abeilles,
de la stabilité comportementale,
de l’adaptation aux conditions régionales.

8. Conclusion

L’élevage des reines repose sur des principes biologiques clairs : tendance naturelle à l’essaimage, réaction à l’orphelinage, fécondation multiple et transmission génétique particulière des abeilles. Ces mécanismes naturels constituent la base sur laquelle l’éleveur intervient de manière dirigée.

La compréhension de l’hérédité, la maîtrise de la fécondation et l’évaluation objective des performances permettent de transformer un processus biologique spontané en un programme de sélection structuré. Le progrès génétique ne résulte pas d’une mesure isolée, mais d’un travail cohérent et répété sur plusieurs générations.

La conservation du patrimoine génétique européen et le maintien de races adaptées aux conditions locales exigent une organisation collective et une collaboration étroite entre éleveurs. Les stations de fécondation, le testage et la traçabilité des lignées garantissent la continuité et la fiabilité du travail d’élevage.

L’élevage dirigé représente ainsi un engagement durable en faveur de colonies performantes, équilibrées et adaptées aux exigences actuelles de l’apiculture. Il associe biologie, rigueur méthodologique et responsabilité collective au service de la qualité des abeilles.

Voir aussi :

Source: Ce résumé s'inspire du livre « L'apiculture - Une Fascination » , Société Romande d'Apiculture

Hygiène de la cire : un levier central de la santé des colonies

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

0. Abstract

La cire d’abeille est traditionnellement considérée comme un simple matériau de construction des rayons. Les données scientifiques récentes montrent toutefois qu’elle constitue un compartiment biologique actif, capable d’influencer la santé des colonies par des mécanismes structurels, toxicologiques et épidémiologiques. Cette synthèse analyse les effets du vieillissement des rayons, l’accumulation de contaminants, la persistance d’agents pathogènes et les implications du circuit cireux.

Les études morphométriques démontrent que l’âge des rayons entraîne une réduction progressive du volume cellulaire et du poids des ouvrières émergentes, avec des corrélations observées sur la surface de couvain, la longévité et la performance coloniale. Parallèlement, la cire agit comme réservoir cumulatif de substances lipophiles (acaricides, pesticides) et de métaux lourds. Des effets sublétaux sur la longévité des ouvrières et la viabilité spermatique des mâles ont été documentés lors d’expositions développementales. Les rayons peuvent également constituer un compartiment de persistance pour des spores bactériennes hautement résistantes, telles que Paenibacillus larvae, si les procédures de stérilisation ne respectent pas des paramètres validés. Les données sur la présence virale dans la cire indiquent une contamination mesurable, bien que l’importance épidémiologique relative de cette voie de transmission reste à quantifier.

Le recyclage de la cire, pratique centrale en apiculture, apparaît ainsi comme un nœud stratégique de gestion du risque. Les systèmes ouverts favorisent la redistribution inter-exploitations de résidus et potentiellement d’agents pathogènes, tandis que les systèmes fermés limitent l’introduction externe mais n’éliminent pas l’accumulation interne. Les données disponibles soutiennent l’intérêt d’un renouvellement périodique des rayons afin de limiter l’accumulation cumulative de contraintes structurelles,chimiques et biologiques.

En conclusion, la gestion du circuit cireux constitue un levier stratégique majeur pour la santé des colonies et la qualité des produits apicoles. L’objectif réaliste n’est pas l’élimination totale des contaminants, mais la minimisation progressive des risques par une rotation contrôlée des rayons, une traçabilité du circuit et une distinction claire entre stérilisation biologique et décontamination chimique.

1. Fondements et état actuel du débat scientifique

La gestion de la cire en apiculture a longtemps été abordée sous un angle essentiellement technique et économique. Les rayons étaient considérés principalement comme des structures de soutien du couvain et de stockage des réserves, dont le renouvellement relevait d’une pratique empirique plus que d’un raisonnement biologique structuré.

Les travaux scientifiques des deux dernières décennies ont profondément modifié cette perception. Les rayons apparaissent aujourd’hui comme un compartiment dynamique où interagissent des facteurs structurels, chimiques, microbiologiques et épidémiologiques. Le vieillissement des rayons, l’accumulation progressive de contaminants, la persistance possible d’agents pathogènes et les réponses physiologiques induites chez les larves constituent des dimensions interdépendantes.

L’objectif de ce chapitre est d’examiner ces différents axes à la lumière des données expérimentales et observationnelles disponibles, afin de clarifier le rôle biologique de la cire dans la santé des colonies. Il ne s’agit pas d’identifier un facteur unique, mais de comprendre un système cumulatif dans lequel la cire agit comme matrice d’exposition et de transformation progressive du microenvironnement du couvain.

1.1 La cire comme compartiment biologique

Le consensus scientifique actuel converge vers une conclusion claire : la cire d’abeille ne constitue pas un simple matériau structurel inerte, mais un compartiment biologique actif, doté de propriétés physicochimiques et écologiques qui influencent directement la santé de la colonie.

Sur le plan physicochimique, la cire est une matrice hautement lipophile composée principalement d’esters d’acides gras et d’alcools à longue chaîne. Cette caractéristique lui confère une forte capacité d’adsorption et d’accumulation des substances liposolubles présentes dans l’environnement ou introduites dans la ruche, notamment les acaricides de synthèse (Calatayud-Vernich et al., 2018 ; Marti et al., 2022). Contrairement au miel, qui est renouvelé régulièrement, la cire persiste sur plusieurs années dans le nid à couvain et agit comme réservoir cumulatif.

Cependant, réduire la cire à un simple « stockage chimique » serait incomplet. Les rayons évoluent structurellement au fil des cycles de couvain. Meng et al. (2025), dans une revue systématique récente, décrivent ce processus comme une transformation progressive du matériau initial en une matrice composite associant cire, couches successives de cocons larvaires, débris organiques et résidus incorporés. Cette dynamique entraîne des modifications morphologiques mesurables :

assombrissement progressif lié à l’adsorption de pigments et de matières fécales larvaires,
augmentation significative de l’épaisseur des parois cellulaires,
accroissement du poids surfacique des rayons,
réduction du volume interne des cellules,
modification de la géométrie cellulaire et de la macroarchitecture du rayon.

Des données quantitatives illustrent l’ampleur du phénomène : une augmentation du poids surfacique de 0,26 g/cm² à 1,32 g/cm² après sept ans d’utilisation, une augmentation de l’épaisseur des parois de 88 µm à près de 300 µm en deux ans, et une réduction du volume cellulaire de 0,31 ml à 0,18 ml en six ans (Meng et al., 2025).

Ces modifications ne sont pas uniquement esthétiques. Elles modifient le microclimat du couvain, la diffusion des gaz, la capacité thermique locale et potentiellement la distribution des signaux chimiques dans la colonie. Elles influencent également la surface de contact entre la larve et son environnement immédiat, ce qui peut moduler l’exposition aux résidus accumulés.

Des travaux antérieurs confirment que l’âge des rayons s’accompagne d’une diminution progressive du diamètre interne des cellules (Berry & Delaplane, 2001 ; Al-Kahtani, 2021). La cohérence de ces résultats à travers différents contextes géographiques et expérimentaux renforce la robustesse de cette observation.

Au-delà de l’aspect structural, la cire constitue également un micro-habitat biologique. L’analyse des microbiotes spécifiques associés aux différents compartiments de la ruche montre que les rayons présentent un profil distinct de celui du miel, du pollen ou de la propolis (Grubbs et al., 2015). Les échantillons se regroupent principalement selon le type de compartiment plutôt que selon la colonie ou le site, ce qui suggère l’existence d’une signature écologique propre aux rayons. Bien que ces analyses basées sur des biomarqueurs lipidiques ne permettent pas d’identifier précisément les espèces microbiennes impliquées, elles démontrent que la cire participe à l’écologie microbienne interne de la colonie.

La dimension épidémiologique renforce encore cette interprétation. Les manuels sanitaires internationaux reconnaissent explicitement que les spores de Paenibacillus larvae (agent de la loque américaine) peuvent survivre pendant des années dans les produits de la ruche, y compris la cire, et que la fabrication de feuilles de cire gaufrée à partir de cire contaminée peut contribuer à la propagation de la maladie si les procédures de stérilisation ne sont pas adéquates (WOAH, 2023a). Même en l’absence de sporulation, la loque européenne peut persister via la contamination mécanique des rayons (WOAH, 2023b). Ainsi, le rayon n’est pas seulement un support passif : il peut devenir un compartiment de persistance pathogène.

Il est également démontré que des spores fongiques, notamment Ascosphaera apis (agent du couvain calcifié ), présentes dans des feuilles de cire contaminées, peuvent infecter le couvain construit sur ces fondations (Flores et al., 2005). Cette observation expérimentale confirme que la cire peut constituer un vecteur de transmission lorsque des agents infectieux y sont incorporés.

Concernant les virus, plusieurs études ont détecté la présence d’ARN viral dans la cire (De Guzman et al., 2019 ; Colwell et al., 2024). Bien que la détection d’ARN ne démontre pas nécessairement la présence de particules infectieuses actives, ces travaux suggèrent que les rayons peuvent contenir du matériel viral et potentiellement contribuer à l’écologie des infections, même si l’importance relative de cette voie par rapport à la transmission via Varroa destructor ou les nourrices reste à quantifier.

Enfin, la cire joue un rôle dans la dynamique parasitaire. Des comparaisons expérimentales ont montré que les rayons anciens peuvent présenter des taux d’infestation par Varroa destructor significativement plus élevés que les rayons neufs, indépendamment de la simple largeur des cellules (Piccirillo & De Jong, 2004). Cela suggère que des facteurs chimiques ou structurels associés à l’âge des rayons pourraient influencer l’attractivité ou la reproduction du parasite.

De plus, les synthèses consacrées à la biologie de Galleria mellonella indiquent que la fausse teigne se développe préférentiellement dans des rayons anciens, foncés et riches en cocons larvaires ainsi qu’en résidus organiques (Kwadha et al., 2017). Les vieilles cires offrent non seulement une matrice structurellement plus favorable au creusement des galeries, mais également une valeur nutritive accrue liée à l’accumulation de protéines et de débris issus des cycles de couvain (Kwadha et al., 2017). Si les colonies fortes parviennent généralement à limiter le développement des larves par leur activité de nettoyage et de défense, le matériel stocké — notamment les cadres de corps anciens — demeure particulièrement vulnérable aux infestations massives (Charrière & Imdorf, 1999 ; Ellis et al., 2013). Le renouvellement régulier des vieux cadres contribue ainsi non seulement à réduire la charge chimique et microbiologique, mais également à diminuer la pression exercée par la fausse teigne.

Pris ensemble, ces éléments conduisent à considérer la cire comme une matrice biologique intégrée, où interagissent structure, chimie et microbiologie. Elle ne constitue pas un simple support matériel du couvain, mais un environnement évolutif influençant durablement les équilibres physiologiques et sanitaires de la colonie.

Cette évolution conceptuelle transforme la perspective apicole : la gestion des rayons devient un paramètre biologique stratégique, et non plus seulement une décision technique ou économique.

1.2 Vieillissement structurel des rayons et impacts sur les ouvrières

Le vieillissement des rayons ne se limite pas à une modification visuelle ou à une simple accumulation de résidus. Il correspond à une transformation progressive du microenvironnement dans lequel se développe le couvain, avec des conséquences mesurables sur la morphologie et la performance des abeilles adultes.

Les données morphométriques issues de séries expérimentales contrôlées montrent que la réduction du volume cellulaire associée à l’âge des rayons se traduit par des différences mesurables chez les ouvrières émergentes. Meng et al. (2025) rapportent que les abeilles élevées dans des rayons anciens présentent un poids de naissance significativement plus faible que celles issues de rayons récents (par exemple 114,9 mg contre 88,0 mg selon les séries comparées). Cette diminution du poids corporel s’accompagne de modifications morphologiques telles qu’un raccourcissement de la langue (proboscis), une réduction des dimensions thoraciques et abdominales, ainsi qu’une diminution de la taille des tarses et de certains paramètres alaires.

Ces résultats sont cohérents avec des travaux antérieurs ayant démontré une corrélation négative entre l’âge des rayons et le poids des ouvrières nouvellement émergentes (Berry & Delaplane, 2001 ; Al-Kahtani, 2021). Dans l’étude de Berry et Delaplane (2001), les colonies placées sur des rayons neufs ont produit des abeilles plus lourdes et des surfaces de couvain plus importantes que celles placées sur des rayons anciens. L’étude met toutefois en évidence une complexité importante : à certains moments d’échantillonnage, la survie à court terme du couvain pouvait être légèrement plus élevée dans les rayons anciens, suggérant que les effets ne sont ni uniformes ni strictement linéaires.

La diminution du poids et des dimensions corporelles ne constitue pas un simple paramètre morphologique isolé. Elle peut influencer la physiologie individuelle et les capacités fonctionnelles des ouvrières. Meng et al. (2025) rapportent des associations entre le vieillissement des rayons et :

une réduction de la fréquence de retour avec du pollen,
une diminution de la surface totale de couvain,
une réduction de la longévité des ouvrières,
une baisse de l’accumulation de miel et de pollen à l’échelle de la colonie.

Ces corrélations suggèrent que la modification du microenvironnement larvaire peut se répercuter sur la performance collective.

Il convient toutefois de souligner que l’attribution causale précise reste complexe. Plusieurs mécanismes peuvent coexister :

Contraintes géométriques : la réduction du diamètre et de la profondeur des cellules limite potentiellement l’espace de développement larvaire (Al-Kahtani, 2021).
Accumulation de résidus chimiques : la présence croissante de substances lipophiles dans la matrice cire-cocon peut modifier l’exposition chronique des larves (Wu et al., 2011).
Modification du microclimat : l’épaississement des parois et la densification organique peuvent influencer les propriétés thermiques et la circulation gazeuse.
Facteurs comportementaux : les préférences de ponte de la reine et les comportements d’entretien des ouvrières peuvent être affectés par l’état des rayons.

L’étude expérimentale de Wu et al. (2011) apporte un élément important en montrant que les ouvrières élevées dans des rayons fortement contaminés par des résidus de pesticides présentent une longévité adulte réduite d’environ quatre jours en moyenne, ainsi qu’une altération du développement larvaire. Bien que cette étude porte spécifiquement sur la contamination chimique, elle souligne que le rayon peut agir comme vecteur d’exposition chronique durant toute la période larvaire.

Il est également notable que la structure vieillissante des rayons peut interagir avec la dynamique parasitaire. Piccirillo et De Jong (2004) ont observé que les rayons anciens présentaient des taux d’infestation par Varroa destructor significativement plus élevés que les rayons neufs, indépendamment de la simple largeur cellulaire. Cette observation suggère que l’âge du rayon peut influencer des signaux chimiques ou structurels qui affectent l’attractivité ou la reproduction du parasite, ce qui pourrait indirectement moduler la pression virale au sein de la colonie.

Ainsi, le vieillissement des rayons doit être compris comme un processus multifactoriel impliquant :

des modifications géométriques mesurables,
une accumulation progressive de composés organiques et inorganiques,
une transformation du microenvironnement larvaire,
des effets potentiels sur la physiologie individuelle et la dynamique collective.

Il serait scientifiquement imprécis d’affirmer que « les vieux rayons sont toujours néfastes ». Les données disponibles montrent plutôt un ensemble d’effets interconnectés dont l’ampleur dépend du contexte (sous-espèce, conditions environnementales, pression parasitaire, historique de traitements). Néanmoins, la convergence des résultats morphométriques et fonctionnels renforce l’idée que le renouvellement périodique des rayons constitue un levier biologique cohérent pour limiter l’accumulation des contraintes structurelles et chimiques.

En résumé, le rayon ancien n’est pas simplement une structure usée : il devient progressivement un microenvironnement transformé dont les propriétés physiques, chimiques et biologiques peuvent influencer la qualité des abeilles produites et, par extension, la performance de la colonie.

1.3 Contaminants environnementaux, résidus et accumulation dans la cire

La cire d’abeille constitue l’un des principaux compartiments d’accumulation des contaminants au sein de la colonie. Sa nature lipophile favorise l’adsorption et la rétention de nombreuses substances hydrophobes, notamment les acaricides utilisés contre Varroa destructor, ainsi que divers pesticides d’origine environnementale (Calatayud-Vernich et al., 2018 ; Marti et al., 2022). Contrairement au miel, qui est récolté et renouvelé régulièrement, la cire du nid à couvain peut rester en place plusieurs années, ce qui en fait un réservoir cumulatif à long terme.

Les études de surveillance confirment la fréquence élevée des résidus dans la cire commerciale. Dans une analyse de cires gaufrées suisses collectées auprès de neuf fabricants (98 échantillons), Marti et al. (2022) ont détecté entre 7 et 14 substances actives par échantillon, incluant des acaricides couramment utilisés en apiculture tels que le coumaphos et le tau-fluvalinate. De manière similaire, des analyses en Allemagne ont mis en évidence jusqu’à 16–20 substances simultanément présentes dans des feuilles de cire du commerce, avec une prédominance d’acaricides lipophiles persistants (Alkassab et al., 2020). Ces résultats illustrent que la cire du circuit commercial est fréquemment exposée à des mélanges complexes de résidus.

Il est important de distinguer deux dimensions analytiques :
(1) la présence de résidus, qui est empiriquement bien documentée ;
(2) l’impact biologique de ces résidus, qui dépend de la concentration, de la combinaison des substances, de la voie d’exposition et du stade de développement.

Concernant les effets biologiques, Wu et al. (2011) ont démontré expérimentalement que des ouvrières élevées dans des rayons de couvain présentant des charges élevées en résidus de pesticides montraient une réduction significative de la longévité adulte (environ quatre jours en moyenne) ainsi qu’une modification du développement larvaire. Fait particulièrement important, les auteurs ont observé un transfert de résidus vers des rayons initialement propres introduits ultérieurement, ce qui confirme que la cire peut agir non seulement comme source d’exposition directe, mais aussi comme vecteur de redistribution interne.

Toutefois, l’existence de résidus n’implique pas nécessairement des effets létaux immédiats. Une étude dose-réponse réalisée dans des conditions de ruche réelle a montré que des concentrations de coumaphos jusqu’à 62 mg/kg dans la cire de fondation n’augmentaient pas significativement la mortalité du couvain par rapport aux témoins, tandis qu’une concentration plus élevée (132 mg/kg) réduisait fortement le taux d’émergence (Kast et al., 2023). Cette étude apporte un ancrage quantitatif essentiel : toutes les concentrations détectées dans la cire ne produisent pas automatiquement des effets létaux. Les effets sublétaux et les interactions entre substances constituent cependant une zone d’incertitude majeure.

La problématique des mélanges (« cocktails » de résidus) est centrale. Les expositions multiples sont la règle plutôt que l’exception dans les circuits commerciaux (Marti et al., 2022). Des travaux sur la reproduction mâle montrent que l’exposition développementale à des mélanges d’acaricides peut réduire significativement la viabilité du sperme des faux-bourdons (Fisher & Rangel, 2018). Bien que ces résultats ne démontrent pas formellement une synergie au sens toxicologique strict, ils indiquent que les combinaisons de substances peuvent affecter des paramètres reproductifs sensibles.

Les effets sur les reines sont plus nuancés. McAfee et al. (2021) ont montré que l’exposition topique adulte à des pesticides couramment retrouvés dans la cire, même à des concentrations supérieures aux niveaux typiques, n’altérait pas la masse corporelle ni la viabilité spermatique des reines dans leur protocole expérimental. En revanche, Rangel et Tarpy (2015) ont démontré que des reines élevées dans des cupules de cire contaminée par des acaricides présentaient une diminution significative du nombre de spermatozoïdes stockés et de leur viabilité. Ces résultats soulignent une distinction fondamentale entre exposition adulte par contact et exposition développementale durant la phase larvaire, cette dernière pouvant impliquer des mécanismes physiologiques différents.

Au-delà des pesticides organiques, l’accumulation de métaux lourds constitue une dimension complémentaire. Meng et al. (2025) ont observé une augmentation significative des concentrations de Cd, Cr, Ni, Pb et Mn dans des rayons âgés comparativement à des rayons récents. Les métaux s’accumulent notamment dans les couches de cocons successives. Les larves élevées dans ces environnements présentent une activation accrue de gènes impliqués dans la détoxification, notamment ceux de la famille CYP450. Cette réponse moléculaire indique une exposition physiologiquement pertinente, même si elle ne préjuge pas automatiquement d’un effet clinique mesurable.

Ainsi, la cire ne doit pas être envisagée comme un simple substrat passif, mais comme un compartiment d’exposition chronique. Elle concentre progressivement des substances issues :

des traitements vétérinaires appliqués dans la colonie,
des pesticides environnementaux transportés par les butineuses,
des contaminants inorganiques atmosphériques ou agricoles,
des mélanges issus du recyclage industriel.

Un point crucial, souvent mal compris, concerne la distinction entre stérilisation et décontamination. Les traitements thermiques efficaces pour inactiver les spores bactériennes, notamment dans le cadre de la loque américaine (≥121 °C, pendant 30 minutes, à une pression de 2 bars, selon les recommandations officielles suisses), ne suppriment pas les résidus lipophiles persistants (Kast et al., 2023 ; Swiss Federal Food Safety and Veterinary Office, 2016). La chaleur détruit les agents pathogènes biologiques mais ne « réinitialise » pas la composition chimique de la cire native élaborée par les cirières.

En synthèse, les données disponibles permettent d’affirmer avec un niveau de confiance élevé que :

la cire est fréquemment contaminée par des mélanges de résidus ;
certaines expositions développementales peuvent affecter la longévité, la reproduction ou des paramètres morphologiques ;
les effets dépendent de la dose, du mélange et du contexte biologique ;
la cire agit comme réservoir cumulatif à long terme ;
les procédures thermiques usuelles n’éliminent pas les contaminants chimiques.

La question n’est donc pas uniquement celle de la présence de résidus, mais celle de leur gestion dans le temps. La dynamique d’accumulation transforme progressivement la cire en compartiment d’exposition chronique, ce qui confère au renouvellement des rayons et à la gestion du circuit cireux une importance stratégique dans une approche de santé intégrée de la colonie.

1.4 Adaptation moléculaire et réponse physiologique : adaptation ne signifie pas absence de risque

L’exposition chronique aux contaminants présents dans les rayons anciens ne se limite pas à des effets morphologiques ou reproductifs observables à l’échelle de l’individu ou de la colonie. Elle induit également des réponses moléculaires mesurables qui traduisent une activation des systèmes de détoxification et de régulation du stress.

Meng et al. (2025) rapportent que les larves élevées dans des rayons anciens présentent une augmentation significative de l’expression de gènes impliqués dans la détoxification, notamment ceux de la famille des cytochromes P450 (CYP450), des glutathion-S-transférases (GST) et des carboxylestérases. Ces enzymes jouent un rôle central dans la biotransformation des composés xénobiotiques, y compris les acaricides lipophiles et certains pesticides environnementaux.

L’activation de ces systèmes est régulée par plusieurs voies de signalisation moléculaire, notamment les axes AhR/ARNT, MAPK et CncC/Keap1, connus pour intervenir dans la réponse au stress oxydatif et aux contaminants organiques persistants. L’induction de ces voies constitue un indicateur biologique d’exposition, même en l’absence d’effets cliniquement visibles à court terme.

La mobilisation métabolique qu’elle implique peut engendrer des coûts physiologiques indirects, susceptibles d’affecter la performance individuelle ou collective à moyen terme. Ainsi, l’adaptation moléculaire reflète une interaction biologique réelle avec l’environnement cireux, mais ne garantit pas l’absence d’effets différés. De ce fait, l’observation d’une activation des voies de détoxification doit être interprétée comme un signal biologique d’exposition, et non comme une preuve d’innocuité. Elle indique que le compartiment cire agit comme source de contrainte environnementale mesurable au niveau cellulaire.

En résumé, les données moléculaires renforcent l’idée que les rayons anciens et/ou contaminés constituent un environnement biologiquement actif. La réponse adaptative des larves démontre une interaction physiologique réelle avec les contaminants présents. Toutefois, adaptation ne signifie pas neutralisation complète des risques. La mobilisation constante des mécanismes de détoxification peut engendrer des coûts biologiques subtils, susceptibles d’affecter la performance individuelle et la dynamique de la colonie sur le long terme.

1.5 Qualité du miel et de la cire : implications du vieillissement des rayons

Les effets du vieillissement des rayons ne concernent pas uniquement la biologie des abeilles et la dynamique sanitaire de la colonie. Ils s’étendent également à la qualité des produits de la ruche, en particulier le miel et la cire elle-même. Cette dimension est souvent sous-estimée dans la pratique apicole, alors qu’elle présente une pertinence à la fois économique, sensorielle et toxicologique.

Meng et al. (2025) rapportent que le miel stocké dans des rayons anciens présente des modifications mesurables de certains paramètres physicochimiques. Parmi les différences observées figurent une augmentation significative du taux de hydroxyméthylfurfural (HMF) dans le miel issu de rayons âgés (28,8 mg/kg contre 18,4 mg/kg dans des rayons récents), ainsi que des modifications du profil glucidique. Le HMF est un indicateur classique de dégradation thermique ou de vieillissement du miel ; son augmentation dans des rayons anciens suggère que le microenvironnement du stockage pourrait influencer la stabilité chimique du produit.

Il est important de souligner que ces valeurs restent dépendantes du contexte environnemental, des pratiques de récolte et des conditions de stockage. Néanmoins, la corrélation observée entre l’âge des rayons et certains paramètres qualitatifs du miel indique que la matrice cireuse ne constitue pas un simple contenant neutre, mais un environnement susceptible d’interagir avec le produit stocké.

Les mêmes travaux signalent également des concentrations plus élevées de métaux lourds dans le miel provenant de rayons anciens (Meng et al., 2025). Bien que les mécanismes exacts de transfert ne soient pas entièrement élucidés, la proximité physique prolongée entre le miel et une matrice cire-cocon enrichie en contaminants pourrait contribuer à ces différences. Ces observations doivent être interprétées avec prudence, mais elles soulignent que la gestion des rayons peut avoir des implications indirectes sur la qualité alimentaire.

En ce qui concerne la cire elle-même, le vieillissement entraîne une modification progressive de sa composition chimique. Meng et al. (2025) décrivent une augmentation relative de composants à chaîne plus courte et une altération du profil lipidique global dans les rayons anciens. Ces changements peuvent influencer les propriétés mécaniques, la stabilité thermique et la plasticité du matériau. Ils peuvent également modifier l’interaction entre la cire et les substances lipophiles qui y sont adsorbées.

La problématique de l’adultération de la cire commerciale constitue un élément distinct mais étroitement lié à la qualité du produit. Alkassab et al. (2020) ont démontré expérimentalement que l’ajout de stéarine à la cire d’abeille pouvait provoquer des perturbations significatives du couvain. À environ 20 % d’adultération, les colonies présentaient une adoption retardée des feuilles de cire, un comportement répété d’élimination des jeunes larves et une réduction marquée du couvain operculé. Ces effets diffèrent qualitativement des impacts observés pour des résidus d’acaricides à des concentrations réalistes, qui se manifestent davantage par des effets chroniques et sublétaux.

Cette distinction est essentielle :
– l’adultération représente un problème aigu lié à la qualité du matériau ;
– l’accumulation de résidus correspond plutôt à un phénomène progressif de charge chronique.

Dans les circuits ouverts de recyclage, ces deux dimensions peuvent se combiner : mélange de cires issues de multiples exploitations, présence de résidus persistants et risque d’introduction de cires adultérées. Les analyses de surveillance (Marti et al., 2022) confirment que les feuilles de cire du commerce peuvent contenir des profils de résidus complexes. La traçabilité et la transparence des circuits deviennent ainsi des éléments déterminants de la qualité finale.

Un autre aspect souvent négligé concerne la perception sensorielle. Meng et al. (2025) mentionnent une détérioration organoleptique du miel stocké dans des rayons anciens. Bien que ces observations nécessitent des validations complémentaires et puissent dépendre du terroir floral, elles renforcent l’idée que la qualité du produit final ne dépend pas uniquement des ressources florales et des techniques d’extraction, mais également de l’état structural du support de stockage.

En résumé, les données disponibles suggèrent que :

l’âge des rayons peut influencer certains paramètres physicochimiques du miel ;
des contaminants accumulés dans la cire peuvent potentiellement interagir avec le produit stocké ;
la composition chimique de la cire évolue avec le temps ;
l’adultération de la cire représente un risque distinct des résidus mais tout aussi pertinent ;
la gestion du circuit cireux a des implications non seulement sanitaires mais aussi qualitatives.

Ces éléments indiquent que l’état structural du rayon peut influencer certains paramètres physicochimiques du miel. La cire ne doit donc pas être envisagée uniquement comme un contenant passif, mais comme un environnement susceptible d’interagir avec le produit stocké.

La gestion du renouvellement des rayons acquiert ainsi une portée élargie : elle concerne non seulement la biologie de la colonie, mais également la qualité des produits apicoles.

2. Le cycle optimal de cirage

Les analyses précédentes ont montré que la cire évolue dans le temps sous l’effet combiné de modifications structurelles, d’accumulations chimiques et de possibles persistances biologiques. La question centrale devient dès lors celle de la gestion de cette dynamique.

Le circuit cireux ne représente pas un simple flux logistique, mais un système d’organisation qui peut soit limiter, soit amplifier ces processus. Recyclage, mélange des lots, traçabilité et paramètres de stérilisation influencent directement la trajectoire d’accumulation.

Ce chapitre examine les différentes configurations possibles du circuit — ouvert, fermé ou intermédiaire — afin d’en évaluer les implications sanitaires et toxicologiques à la lumière des données scientifiques disponibles.

2.1 Problématique du recyclage de la cire

Le recyclage de la cire constitue historiquement un pilier de l’apiculture. Toutefois, à la lumière des connaissances actuelles, il doit être analysé comme un mécanisme de redistribution des charges accumulées. Sur le plan économique et écologique, la récupération des vieux rayons et leur transformation en nouvelles feuilles gaufrées apparaît comme une pratique rationnelle et durable. À la lumière des connaissances actuelles, le recyclage doit être analysé comme un mécanisme de redistribution. Les substances adsorbées dans les rayons anciens ne disparaissent pas lors de la fusion ; elles sont incorporées dans la nouvelle matrice cireuse et peuvent être réparties homogènement dans le lot transformé.

La première dimension du problème concerne l’accumulation cumulative des résidus lipophiles. Comme démontré précédemment, la cire agit comme un compartiment d’adsorption pour de nombreux acaricides et pesticides environnementaux (Calatayud-Vernich et al., 2018 ; Marti et al., 2022). Lorsque des rayons anciens sont fondus puis réintégrés dans le circuit sous forme de nouvelles feuilles gaufrées, les substances accumulées ne disparaissent pas. Au contraire, elles peuvent être redistribuées de manière homogène dans le lot recyclé.

Meng et al. (2025) soulignent explicitement que le recyclage de rayons anciens entraîne la réintroduction de métaux lourds, d’acaricides persistants et de polluants organiques dans la nouvelle matrice cireuse. Cette dynamique crée un phénomène de « mémoire chimique » du circuit cireux : même si les pratiques de traitement évoluent, les résidus historiques peuvent persister pendant plusieurs cycles de recyclage.

Les analyses de cires commerciales corroborent cette réalité. Marti et al. (2022) ont montré que des feuilles de cire du commerce contenaient régulièrement plusieurs résidus d’acaricides, parfois à des concentrations non négligeables. Alkassab et al. (2020) ont également mis en évidence la présence simultanée de nombreux résidus dans des échantillons de cire du commerce allemand. Ces observations indiquent que le mélange de cires issues de multiples exploitations amplifie mécaniquement la diversité des résidus présents dans le produit final.

Cette problématique est accentuée dans les systèmes dits « ouverts », où les cires provenant de différents apiculteurs sont collectées, fondues ensemble et redistribuées sans séparation de lots strictement traçable. Dans un tel système, la contamination d’une seule exploitation peut théoriquement être diluée, mais aussi diffusée à grande échelle.

La seconde dimension concerne la persistance d’agents pathogènes. Les normes sanitaires internationales reconnaissent que les spores de Paenibacillus larvae peuvent survivre pendant de longues périodes dans la cire (WOAH, 2023a). En l’absence de stérilisation adéquate (≥121 °C pendant 30 minutes, sous pression, selon les recommandations suisses), la transformation thermique standard de la cire ne garantit pas l’inactivation complète des spores (Swiss Federal Food Safety and Veterinary Office, 2016). Ainsi, le recyclage sans contrôle thermique validé peut constituer un vecteur de dissémination.

Il est essentiel de distinguer ici deux niveaux :

la simple fusion de la cire (élimination des impuretés solides),
la stérilisation validée (inactivation des spores résistantes).

La confusion entre ces deux processus demeure fréquente dans la pratique (voir ch. 3.5).

La problématique du recyclage ne se limite pas aux résidus et aux spores. L’adultération constitue un troisième facteur de risque. Alkassab et al. (2020) ont démontré que l’ajout de stéarine à la cire pouvait provoquer des perturbations aiguës du couvain, incluant des retards d’acceptation des feuilles et des pertes larvaires importantes. Dans des circuits ouverts à forte pression économique, la tentation d’adultérer la cire pour en réduire le coût représente un risque supplémentaire.

Il convient toutefois de nuancer l’analyse. Le recyclage en tant que tel n’est pas intrinsèquement problématique. Dans un système fermé, avec traçabilité stricte, séparation des lots et contrôle sanitaire validé, la recirculation de la cire peut être maîtrisée. Le problème apparaît lorsque :

la provenance des cires est hétérogène,
la traçabilité est absente,
les traitements thermiques ne sont pas validés,
aucune analyse de résidus n’est effectuée.

Meng et al. (2025) insistent sur le fait que le recyclage intensif sans renouvellement suffisant favorise l’augmentation progressive de la charge en contaminants. Il s’agit d’un phénomène cumulatif plutôt que d’un événement ponctuel.

Enfin, il convient de souligner que le recyclage peut également influencer la structure physique des nouvelles feuilles si la cire d’origine est fortement dégradée. Bien que la fonte homogénéise le matériau, certaines propriétés mécaniques et compositionnelles peuvent évoluer avec le temps, modifiant la plasticité ou la stabilité thermique.

En synthèse, le recyclage de la cire représente un nœud stratégique dans la gestion sanitaire des colonies. Il peut être :

un outil de valorisation circulaire maîtrisée,
ou un vecteur de recirculation cumulative de contaminants.

La question n’est donc pas « recycler ou ne pas recycler », mais « comment recycler ». La réponse dépend de la structure du circuit cireux, du niveau de contrôle sanitaire, de la traçabilité et des procédures de stérilisation mises en œuvre.

2.2 Systèmes ouverts et systèmes fermés : architectures de risque du circuit cireux

La question du recyclage ne peut être dissociée de la structure organisationnelle du circuit cireux. La distinction entre systèmes ouverts et systèmes fermés ne relève pas d’une simple préférence logistique. Elle correspond à deux architectures de risque fondamentalement différentes en matière de contaminants chimiques et biologiques.

Un système ouvert se caractérise par la collecte et la fusion de cires provenant de multiples exploitations, suivies d’une redistribution sous forme de feuilles gaufrées standardisées. Ce modèle est historiquement répandu en Europe et économiquement efficient. Il permet une mutualisation des volumes et l’accès à des équipements industriels de transformation, y compris des autoclaves capables d’atteindre les températures requises pour l’inactivation des spores de Paenibacillus larvae (Swiss Federal Food Safety and Veterinary Office, 2016).

Cependant, du point de vue épidémiologique et toxicologique, le système ouvert introduit un phénomène de mélange inter-colonies. Chaque lot final devient la résultante d’un ensemble hétérogène d’historiques sanitaires et chimiques. Si un seul apport initial contient une charge élevée en résidus ou en spores non inactivées, cette charge peut être redistribuée à grande échelle.

Les données analytiques confirment que les feuilles de cire du commerce contiennent fréquemment des mélanges complexes de résidus (Marti et al., 2022 ; Alkassab et al., 2020). Ce constat ne signifie pas nécessairement que les concentrations atteignent des seuils toxiques, mais il démontre que le système ouvert tend structurellement à homogénéiser et redistribuer les charges présentes.

Du point de vue microbiologique, les standards internationaux reconnaissent explicitement que la cire contaminée peut constituer un vecteur de dissémination de la loque américaine si elle n’est pas correctement stérilisée (WOAH, 2023a). La transformation thermique simple (fusion) ne garantit pas l’inactivation des spores, qui nécessitent des paramètres validés (≥121 °C pendant 30 minutes, sous pression, dans les recommandations suisses). L’efficacité réelle dépend de la maîtrise des processus industriels, de la calibration des équipements et du contrôle documentaire.

Un système fermé, en revanche, repose sur la séparation stricte des flux de cire à l’échelle de l’exploitation. La cire d’opercules et les rayons retirés sont fondus et réutilisés exclusivement au sein du même rucher ou d’un groupe d’exploitations partageant un historique sanitaire contrôlé. Ce modèle présente plusieurs avantages structurels :

traçabilité complète des lots,
limitation des mélanges inter-exploitations,
maîtrise directe des pratiques de traitement,
cohérence entre historique d’exposition et réutilisation.

Dans un système fermé, la contamination éventuelle reste confinée à l’unité de production. Il n’y a pas d’amplification interrégionale. En revanche, un système fermé n’élimine pas automatiquement les problèmes d’accumulation interne. Si les rayons anciens sont systématiquement recyclés sans renouvellement suffisant, la charge en résidus peut continuer à augmenter progressivement (Meng et al., 2025).

Autrement dit, le système fermé réduit le risque d’introduction externe, mais ne neutralise pas le risque d’accumulation interne.

La comparaison entre systèmes ouverts et fermés doit donc être formulée en termes d’architecture de risque :

le système ouvert présente un risque plus élevé de diffusion horizontale (entre exploitations) ;
le système fermé concentre le risque à l’intérieur d’une unité mais offre une meilleure traçabilité et une meilleure capacité de gestion ciblée.

Un troisième modèle intermédiaire, parfois qualifié de système semi-fermé ou contrôlé, consiste à recourir à un transformateur externe tout en exigeant :

séparation stricte des lots,
documentation des paramètres de stérilisation,
analyses périodiques de résidus,
garantie contractuelle d’absence d’adultération.

Ce modèle cherche à combiner les avantages techniques de l’infrastructure industrielle avec les principes de traçabilité du système fermé.

Il convient également d’intégrer la dimension temporelle. Dans les circuits ouverts, la dilution peut parfois réduire ponctuellement la concentration d’un contaminant spécifique, mais elle augmente la diversité globale des résidus présents. Dans les circuits fermés, la diversité peut être plus faible, mais la concentration d’un composé historiquement utilisé peut rester stable ou augmenter si aucun renouvellement n’est mis en œuvre.

Ainsi, aucune architecture n’est intrinsèquement « parfaite ». L’évaluation dépend :

du niveau de prévalence régionale des maladies,
des pratiques historiques de traitement,
du degré de contrôle industriel,
de la capacité analytique disponible.

La littérature scientifique actuelle permet d’affirmer avec un degré de confiance élevé que :

la cire peut transporter des spores persistantes si elle n’est pas correctement stérilisée (WOAH, 2023a) ;
la cire commerciale contient fréquemment des mélanges de résidus (Marti et al., 2022 ; Alkassab et al., 2020) ;
le recyclage intensif favorise l’accumulation cumulative (Meng et al., 2025).

En conséquence, le choix du modèle de circuit cireux doit être envisagé comme une décision stratégique de gestion du risque, et non comme une simple question logistique.

2.3 Intervalles de renouvellement et seuils biologiques

La question des intervalles d’échange des rayons constitue l’un des points les plus sensibles de la gestion du circuit cireux. Historiquement, les recommandations de renouvellement reposaient principalement sur des considérations empiriques ou pratiques (assombrissement, solidité mécanique, esthétique du rayon). Les travaux récents permettent désormais d’aborder cette question sous un angle biologique plus structuré.

Le vieillissement des rayons correspond à un processus cumulatif impliquant des modifications structurelles, chimiques et microbiologiques. Les données morphométriques et toxicologiques suggèrent que ces modifications suivent une trajectoire progressive plutôt qu’un seuil abrupt. Toutefois, certaines études tentent d’identifier des points de rupture fonctionnelle.

Meng et al. (2025), dans leur revue systématique, proposent des repères temporels issus de la littérature comparative : pour Apis mellifera, un renouvellement au-delà de trois années d’utilisation serait biologiquement justifié ; pour Apis cerana, le seuil proposé est beaucoup plus court (plus de six mois ou au-delà de huit cycles de couvain). Ces valeurs sont spécifiques aux contextes étudiés et ne doivent pas être transposées mécaniquement à toutes les conditions européennes. Elles indiquent cependant qu’il existe des seuils biologiquement pertinents liés à l’accumulation cumulative des contraintes.

Les travaux de Berry et Delaplane (2001) démontrent que des différences significatives de surface de couvain et de poids des abeilles apparaissent lorsque l’on compare des colonies placées sur des rayons neufs versus anciens. Bien que ces travaux ne définissent pas un seuil temporel précis, ils confirment que les modifications deviennent fonctionnellement détectables.

Al-Kahtani (2021) montre que la réduction du diamètre interne des cellules et du poids des ouvrières suit une progression quasi monotone avec l’âge du rayon. Cette continuité suggère qu’il ne s’agit pas d’un phénomène binaire (neuf vs vieux), mais d’un gradient biologique.

La question centrale devient donc : à partir de quel niveau d’accumulation les effets cumulés deviennent-ils suffisamment significatifs pour justifier un renouvellement ?

Plusieurs dimensions doivent être prises en compte :

1. Accumulation structurelle
L’épaississement des parois et la réduction du volume cellulaire progressent avec chaque cycle de couvain (Meng et al., 2025). Même si une colonie peut tolérer ces modifications sur plusieurs cycles, l’accumulation successive peut altérer durablement le microenvironnement larvaire.

2. Accumulation chimique
Les métaux lourds et les acaricides persistants augmentent avec le temps dans les rayons (Meng et al., 2025 ; Marti et al., 2022). Le recyclage sans renouvellement externe entretient cette accumulation. Même en l’absence d’effet létal immédiat, l’exposition chronique constitue une contrainte physiologique continue.

3. Dynamique parasitaire
Piccirillo et De Jong (2004) ont observé des taux d’infestation par Varroa destructor significativement plus élevés dans les rayons anciens que dans les rayons récents. Bien que le mécanisme exact ne soit pas entièrement élucidé, cela suggère que l’âge du rayon peut influencer indirectement la pression parasitaire.

4. Résilience de la colonie
Les effets sublétaux documentés (Wu et al., 2011 ; Fisher & Rangel, 2018) montrent que l’exposition développementale peut affecter la longévité ou la qualité reproductive sans provoquer d’effondrement immédiat. La question devient alors celle de la résilience cumulative : une colonie soumise à des contraintes modérées mais persistantes peut présenter une vulnérabilité accrue face à des stress supplémentaires.

Il est important de souligner qu’aucune étude ne permet actuellement de définir un seuil universellement valide applicable à toutes les régions et toutes les pratiques. Les conditions environnementales, la pression parasitaire, l’historique des traitements et la sous-espèce d’abeille influencent fortement la dynamique.

Ainsi, plutôt qu’un seuil rigide, la littérature suggère une logique de gestion progressive :

plus le rayon vieillit, plus les contraintes structurelles et chimiques augmentent ;
ces contraintes interagissent potentiellement entre elles ;
le renouvellement régulier réduit mécaniquement l’accumulation cumulative.

Dans cette perspective, l’intervalle de trois ans souvent mentionné pour Apis mellifera apparaît comme un repère biologiquement cohérent plutôt qu’une norme absolue (Meng et al., 2025). Il correspond à un compromis entre faisabilité pratique et limitation de l’accumulation.

Il convient également de distinguer les types de rayons. Les rayons du nid à couvain, soumis à des cycles répétés de ponte et de cocons successifs, accumulent plus rapidement les modifications structurelles et chimiques que les rayons de hausse principalement utilisés pour le stockage du miel. Une gestion différenciée peut donc être scientifiquement justifiée.

En résumé, la question des intervalles de renouvellement doit être comprise comme un mécanisme de régulation temporelle du compartiment cireux. Le renouvellement périodique n’a pas pour objectif d’atteindre une pureté absolue, mais de limiter l’accumulation cumulative de contraintes structurelles, chimiques et biologiques.

Aucun seuil universel ne peut être fixé, les dynamiques variant selon le contexte environnemental et sanitaire. Néanmoins, les données convergent pour montrer que le renouvellement périodique réduit mécaniquement la charge cumulative et constitue un levier rationnel de gestion.

3. Recommandations pratiques

Les sections précédentes ont montré que la cire évolue sous l’effet combiné de transformations structurelles, d’accumulations chimiques et de possibles persistances biologiques. Les recommandations suivantes découlent directement de ces constats. Elles visent à réduire de manière cohérente les risques progressifs identifiés, sans prétendre atteindre une pureté absolue.

3.1 Gestion active de l’âge des rayons

Le vieillissement des rayons est associé à :

une réduction progressive du volume cellulaire (Al-Kahtani, 2021 ; Meng et al., 2025),
une diminution du poids des ouvrières émergentes (Berry & Delaplane, 2001 ; Meng et al., 2025),
une accumulation croissante de métaux lourds et de résidus lipophiles (Meng et al., 2025 ; Marti et al., 2022).

Au-delà de ces effets structuraux et toxicologiques, les cires anciennes présentent également une vulnérabilité accrue vis-à-vis de certains ravageurs du matériel apicole. Les synthèses consacrées à Galleria mellonella montrent que les rayons foncés, riches en cocons et résidus organiques, constituent un substrat particulièrement favorable au développement larvaire. Le renouvellement régulier des cadres contribue ainsi aussi à limiter la pression de fausse teigne, notamment lors du stockage du matériel. Ces observations justifient une gestion active de l’âge des rayons.

En pratique :

Mettre en place une rotation systématique des cadres de couvain (p. ex. 3 à 5 cadres par an), correspondant approximativement à un renouvellement annuel d’environ un tiers des cadres de corps et d’une fraction des cadres de hausse.
Évaluer de manière critique les rayons ayant dépassé environ trois années d’utilisation pour Apis mellifera (Meng et al., 2025), en tenant compte du contexte sanitaire et environnemental.
Retirer en priorité les rayons fortement assombris, épaissis ou présentant une densification marquée des parois.

L’objectif n’est pas esthétique, mais biologique : limiter l’accumulation cumulative de contraintes structurelles et chimiques.

3.2 Gestion des résidus et des métaux lourds

La cire agit comme compartiment d’accumulation pour les acaricides et contaminants environnementaux (Calatayud-Vernich et al., 2018 ; Marti et al., 2022). Les résidus peuvent exercer des effets sublétaux sur la longévité ou le développement (Wu et al., 2011), tandis que des concentrations élevées peuvent affecter l’émergence du couvain (Kast et al., 2023).

En pratique :

Éviter l’utilisation répétée et prolongée d’acaricides lipophiles persistants sans renouvellement concomitant des rayons.
Intégrer le renouvellement des cadres dans la stratégie globale de lutte contre Varroa destructor.
Considérer la cire comme bioindicateur potentiel de l’environnement : des charges élevées peuvent refléter des pressions externes.

Il convient de rappeler que les traitements thermiques visant l’inactivation biologique n’éliminent pas les résidus chimiques persistants (Kast et al., 2023). Cette distinction est développée en détail au point 3.5.

3.3 Différencier résidus et adultération

Les problèmes liés aux résidus et ceux liés à l’adultération de la cire doivent être distingués.

Les résidus d’acaricides, aux concentrations habituellement observées dans les circuits commerciaux, sont associés principalement à des effets chroniques ou sublétaux (Wu et al., 2011 ; Fisher & Rangel, 2018).

En revanche, l’adultération par ajout de stéarine peut provoquer des effets aigus sur le couvain, incluant un comportement d’élimination larvaire et une réduction du couvain operculé (Alkassab et al., 2020).

En pratique :

En cas de couvain fortement lacunaire sans cause infectieuse ou parasitaire évidente, envisager la qualité de la cire comme facteur possible.
Exiger une transparence et une traçabilité accrues lors de l’achat de feuilles gaufrées.

3.4 Choix du circuit cireux

La configuration du circuit cireux influence directement la gestion des risques chimiques et microbiologiques.

Les systèmes ouverts impliquent un mélange de cires d’origines multiples, avec redistribution potentielle de résidus et, en cas de contrôle thermique inadéquat, de spores (WOAH, 2023a ; Marti et al., 2022).

Les systèmes fermés offrent une meilleure traçabilité et limitent les apports externes, tout en nécessitant un renouvellement régulier pour éviter l’accumulation interne.

Dans un système fermé, il est biologiquement pertinent de privilégier, lorsque cela est possible, la réintroduction prioritaire de cire d’opercules issue des hausses. Cette cire, n’ayant pas subi de cycles répétés de couvain ni d’accumulation successive de cocons larvaires, présente généralement une charge structurelle et chimique plus faible que les rayons du nid à couvain. Son utilisation préférentielle pour la fabrication de nouvelles feuilles contribue à limiter l’accumulation cumulative interne.

En pratique :

Privilégier, lorsque possible, un circuit fermé ou semi-fermé avec séparation des lots.
Si recours à un transformateur externe, vérifier la documentation des paramètres de stérilisation et la séparation des flux.

3.5 Stérilisation versus décontamination

Il est fondamental de distinguer deux objectifs techniquement et biologiquement différents :
l’inactivation des agents pathogènes et la réduction des contaminants chimiques.

L’inactivation fiable des spores de Paenibacillus larvae requiert, selon les recommandations officielles suisses, un traitement d’au moins 121 °C pendant 30 minutes sous pression contrôlée (Swiss Federal Food Safety and Veterinary Office, 2016 ; Agroscope, 2018). Ce paramètre correspond à une stérilisation en autoclave utilisant de la vapeur saturée sous pression.

Les dispositifs apicoles classiques de fonte — cérificateurs solaires, bains-marie, chaudières à vapeur ouvertes — ne dépassent pas 100 °C à pression atmosphérique normale. Ils permettent la liquéfaction et la clarification de la cire, mais ne garantissent pas l’inactivation des spores hautement résistantes. La fonte prolongée ne constitue donc pas une stérilisation validée.

Un autocuiseur domestique (cocotte-minute) peut atteindre des températures proches de 120 °C. Toutefois, il ne garantit ni un contrôle précis de la température au sein de la masse cireuse ni une homogénéité thermique comparable à un autoclave professionnel. En raison des propriétés thermiques spécifiques de la cire fondue, des zones insuffisamment chauffées peuvent subsister. L’efficacité sporicide ne peut donc être considérée comme validée.

Il convient également de rappeler qu’une stérilisation correctement réalisée n’élimine pas les résidus chimiques persistants. Les acaricides lipophiles et certains contaminants environnementaux demeurent présents après traitement thermique (Kast et al., 2023). L’inactivation biologique et la décontamination chimique relèvent de mécanismes distincts.

Ainsi, la gestion sanitaire de la cire repose sur une compréhension claire :

Ne pas assimiler « cire fondue » à « cire stérilisée ».
Ne pas assimiler « cire stérilisée » à « cire chimiquement propre ».

3.6 Intégrer la dynamique parasitaire

Les rayons anciens peuvent présenter des taux d’infestation par Varroa destructor plus élevés que les rayons récents (Piccirillo & De Jong, 2004).

En pratique :

Intégrer le renouvellement des rayons dans une stratégie globale de réduction de la pression parasitaire.
Considérer que la gestion du circuit cireux peut indirectement influencer la dynamique virale, même si l’ampleur exacte de cet effet reste à quantifier (De Guzman et al., 2019 ; Colwell et al., 2024).

3.7 Objectif stratégique

L’objectif stratégique n’est pas l’élimination totale des contaminants, mais la réduction progressive des contraintes structurelles, chimiques et biologiques.

Une gestion cohérente repose sur la rotation régulière des rayons, la maîtrise du circuit cireux, la distinction entre stérilisation biologique et décontamination chimique, ainsi que la vigilance concernant la qualité des feuilles gaufrées.

5. Conclusion

Les données scientifiques convergent vers une reconnaissance claire du rôle des rayons comme compartiment biologiquement actif au sein de la colonie. Le vieillissement des rayons modifie la structure du nid, influence le développement des ouvrières et s’accompagne d’une augmentation cumulative des contaminants. À cela s’ajoutent des implications sanitaires indirectes, notamment en matière de pression parasitaire et de gestion du matériel stocké.

La question n’est donc pas esthétique, mais systémique : la gestion du circuit cireux constitue un levier central de biosécurité et de durabilité apicole. Un renouvellement planifié des cadres, associé à un circuit de cire contrôlé, représente aujourd’hui l’approche la plus cohérente au regard des connaissances disponibles.

Voir aussi:

Bibliographie

Agroscope. (2018). Leitfaden Bienengesundheit – Zentrum für Bienenforschung (Agroscope Transfer Nr. 245/2018). Agroscope, Bern, Switzerland.

Al-Kahtani, S. N. (2021). Effect of comb age on cell measurements and worker body size of the honey bee (Apis mellifera). Journal of King Saud University – Science, 33(6), 101567. https://doi.org/10.1016/j.jksus.2021.101567

Meilleures pratiques en apiculture (Méta-étude)

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Objectif et cadre méthodologique

L’analyse repose sur 191 études de terrain évaluées par les pairs, publiées à partir de 1995 et menées en conditions apicoles réelles, avec comparaison entre groupes traités et groupes témoins. Au total, 744 enregistrements de pratiques ont été identifiés, chaque enregistrement correspondant à l’application documentée d’une intervention spécifique et à son effet observé sur la santé ou la productivité d’une colonie.

Les pratiques ont été classées en deux grandes catégories : bonnes pratiques apicoles (gestion courante des colonies) et mesures de biosécurité (prévention et contrôle des agents pathogènes et parasites). Les résultats sont présentés de manière descriptive, les fréquences reflétant la proportion de pratiques associées à certains effets, sans recalcul d’indicateurs statistiques ou d’ampleur d’effet.

2. Répartition géographique et saisonnalité des interventions

La majorité des études analysées proviennent d’Europe et d’Amérique du Nord, suivies par l’Asie, l’Afrique, l’Amérique du Sud et l’Océanie. L’espèce étudiée est presque exclusivement Apis mellifera. Cette répartition met en évidence une sous-représentation relative de certaines régions du Sud global, ce qui limite la généralisation des résultats à tous les contextes écologiques.

La saisonnalité montre un pic d’interventions entre juillet et octobre, période correspondant notamment à la gestion post-récolte et à la pression accrue de Varroa. Les mesures contre la loque américaine sont davantage concentrées au printemps et au début de l’été, en lien avec la dynamique du couvain.

3. Gestion générale du rucher

Les pratiques de gestion générale représentent 17,2 % des enregistrements. La gestion des colonies au sens large (division, constitution d’essaims artificiels, type de ruche, contrôle de l’essaimage) constitue la sous-thématique la plus fréquente. Certaines pratiques, comme la création de noyaux, les divisions, la gestion des cires ou l’utilisation de reines locales, sont associées à une réduction des pertes annuelles ou hivernales.

La densité des colonies dans le rucher et l’environnement floral sont également liés aux niveaux d’infestation parasitaire et aux performances. Les résultats suggèrent qu’une gestion adaptée au contexte climatique et paysager peut influencer la survie et la productivité, sans qu’une pratique isolée puisse être considérée comme déterminante dans tous les cas.

4. Varroose : diversité des stratégies et efficacité saisonnière

La varroose représente 57 % des enregistrements de pratiques. Les acaricides dits « doux » (notamment acide oxalique, acide formique et thymol) dominent les études, suivis des acaricides de synthèse. Des méthodes biotechnologiques telles que l’encagement de la reine, la suppression du couvain mâle ou l’interruption de ponte sont également documentées.

L’efficacité rapportée dépend fortement de la période d’application et de la présence ou non de couvain. Les traitements à l’acide oxalique montrent plus fréquemment des résultats positifs en période sans couvain. Des effets indésirables ont cependant été signalés pour certaines substances, incluant des pertes de couvain ou des résidus dans la cire et le miel pour certains produits de synthèse. Les données soulignent l’importance du suivi régulier de l’infestation et de l’adaptation des traitements au contexte saisonnier.

5. Loque américaine et autres menaces émergentes

Concernant la loque américaine, les antibiotiques constituent la sous-thématique la plus étudiée, avec des effets positifs sur l’évolution clinique de la maladie, mais un risque de résidus dans le miel est mentionné. Des méthodes alternatives, comme l’essaim secoué (« shook swarm ») ou l’élimination des colonies cliniquement atteintes, sont également documentées.

Les infestations par Tropilaelaps spp. et par le petit coléoptère des ruches (Aethina tumida) sont moins représentées dans la littérature analysée. Pour Tropilaelaps, les acides organiques sont les plus étudiés. Pour le petit coléoptère, les pièges internes à la ruche constituent la mesure la plus fréquemment évaluée, bien que le nombre total d’études reste limité.

6. Recommandations pratiques

Les pratiques combinant surveillance régulière et traitements adaptés à la saison sont associées à une meilleure maîtrise de la varroose.
Les méthodes biotechnologiques peuvent compléter les traitements chimiques, en particulier lorsqu’elles sont intégrées dans une stratégie cohérente.

La gestion des reines (âge, origine locale, moment du remérage) influence la performance et la survie des colonies.
La densité des colonies et la qualité des ressources florales sont liées aux niveaux d’infestation et aux performances.
Les interventions contre la loque américaine doivent tenir compte du risque de résidus et du cadre réglementaire local.
Aucune pratique isolée ne constitue une solution universelle ; l’efficacité dépend du contexte climatique, sanitaire et réglementaire.

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Voir aussi :

Fondements scientifiques (sélection)

Gratzer, K., Musalkova, V., Brodschneider, R., 2025, How Science Supports Honey Bees: Identification of Research on Best Practices in Beekeeping, Insects. :contentReference[oaicite:0]{index=0}

Rivera-Gomis, J. et al., 2019, Good farming practices in apiculture, Rev. Sci. Tech.

Pietropaoli, M. et al., 2020, Biosecurity measures in European beekeeping, Rev. Sci. Tech.

Jack, C.J., Ellis, J.D., 2021, Integrated pest management control of Varroa destructor, Journal of Insect Science.

Locke, B. et al., 2019, Integrated management strategy to prevent outbreaks of American foulbrood, Preventive Veterinary Medicine.

Développement et dynamique des abeilles et du varroa au cours de l'année

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

Abstract

Le développement saisonnier d'une colonie d'Apis mellifera en climat tempéré suit une dynamique annuelle structurée : une phase hivernale de survie avec population réduite et thermorégulation en grappe, une reprise printanière conditionnée par la température et la disponibilité en pollen, un maximum estival de couvain et d'abeilles adultes, puis une transition progressive vers la production d'abeilles d'hiver de longue durée de vie. C'est précisément cette dernière phase qui détermine la capacité de la colonie à traverser l'hiver suivant.

Varroa destructor s'inscrit directement dans cette dynamique. Le parasite ne se reproduit que dans le couvain operculé, avec une affinité marquée pour le couvain de mâles dont l’émergence intervient au 24e jour après l’operculation. Sa population totale, largement cachée dans le couvain en été, est structurellement sous-estimée par les indicateurs habituels que sont la phorésie sur abeilles adultes et la chute naturelle. Le moment biologiquement le plus critique se situe en fin d'été et en automne, lorsqu'une charge parasitaire élevée coïncide avec la production des abeilles d'hiver. À cette pression interne s'ajoute la réinfestation depuis l'environnement apicole, documentée aussi bien en Suisse qu'en Allemagne. En l'absence de maîtrise suffisante, la dégradation qui s'ensuit est souvent silencieuse : la colonie peut paraître encore fonctionnelle alors que sa capacité à hiverner est déjà compromise. Les seuils pratiques de chute naturelle proposés par le Service sanitaire apicole constituent des outils d'intervention utiles, à condition de les interpréter en fonction de la saison et de ne pas les confondre avec des seuils biologiques universels.

1. Développement saisonnier d'une colonie d'abeilles

Dans un climat tempéré comme celui de la Suisse et d'une grande partie de l'Europe centrale, le développement d'une colonie d'abeilles suit une dynamique annuelle assez régulière, même si son intensité varie selon l'année, les ressources florales, l'altitude, la génétique et la conduite apicole.

En hiver, la colonie n'est pas inactive, mais elle fonctionne dans un mode de survie. Sa population est réduite, la ponte est nulle ou très faible, et les abeilles se regroupent en grappe lorsque la température extérieure descend en dessous de 10 à 14 °C. Cette grappe n'est pas une simple masse d'abeilles immobiles : elle permet de limiter les pertes de chaleur, tandis que le cœur du nid à couvain, dès qu'il existe, doit être maintenu autour de 33 à 36 °C. Toute la stratégie hivernale de la colonie repose donc sur cette coexistence entre un environnement froid, une grappe resserrée et, au centre, une zone thermiquement stable indispensable au couvain (Imdorf et al., 2010 ; Stabentheiner et al., 2010).

Pour une colonie de production en contexte suisse ou centre européen, les ordres de grandeur proposés par Agroscope sont particulièrement utiles. À l'entrée de l'hiver, une colonie compte en général 8 000 à 15 000 abeilles. Après les pertes hivernales normales, la population de sortie d'hiver se situe typiquement autour de 5 000 à 13 000 abeilles. Cette phase de bas niveau démographique est suivie d'une croissance printanière rapide, puis d'un maximum estival qui atteint en général 25 000 à 40 000 abeilles. Sur l'ensemble de la saison, une colonie peut ainsi élever environ 130 000 à 200 000 jeunes abeilles. Ces valeurs ne doivent pas être lues comme des normes rigides, mais comme des ordres de grandeur robustes pour décrire la dynamique d'une colonie typique dans le contexte suisse (Imdorf et al., 2010).

La reprise de la ponte intervient souvent entre la fin janvier et le début du printemps, donc avant même que les conditions extérieures deviennent franchement favorables. Elle peut commencer alors que la colonie est encore en grappe. Les travaux expérimentaux montrent que la température agit ici comme moteur principal, tandis que la photopériode joue plutôt un rôle de modulation. Il est donc plus juste de parler d'une fenêtre de reprise que d'une date fixe. Dans les conditions suisses, cette reprise reste fortement dépendante de l'état des réserves, de la température et des possibilités de récolte précoce de pollen (Imdorf et al., 2010 ; Nürnberger et al., 2018).

Au printemps, la colonie entre dans une phase d'expansion rapide. Le couvain d'ouvrières augmente d'abord, puis la population adulte suit avec le décalage imposé par la durée de développement. Les observations de Liebefeld illustrent bien cette logique : dans les colonies suivies, le volume de couvain atteint au moment du maximum environ 34 000 à 36 000 cellules, avant de diminuer nettement vers l'automne. En parallèle, la population adulte augmente jusqu'au maximum estival. Cette croissance ne dépend pas seulement de la ponte de la reine, mais aussi de la longévité des ouvrières. C'est pourquoi deux colonies avec un volume de couvain assez proche peuvent néanmoins présenter des effectifs adultes différents (Imdorf et al., 1987 ; Imdorf et al., 2010).

La croissance printanière repose en grande partie sur l'offre en pollen. Le miel et le nectar apportent l'énergie, mais le pollen fournit les protéines indispensables au développement du couvain, aux nourrices et à la constitution des jeunes abeilles. Les estimations disponibles indiquent qu'une colonie produit environ 130 000 à 200 000 abeilles par saison, ce qui correspond à un besoin de l'ordre de 17 à 34 kg de pollen par an. Rapporté à l'individu, cela représente environ 160 à 180 mg de pollen par abeille sur l'ensemble du cycle. Ces chiffres restent des estimations de bilan, mais ils montrent clairement que la dynamique printanière du peuple dépend étroitement de la disponibilité en pollen, bien plus qu'on ne le perçoit parfois en observant seulement l'activité au trou de vol (Imdorf et al., 2010 ; Keller et al., 2005).

Dans cette phase d'expansion apparaissent aussi les mâles. En climat tempéré, ils sont surtout présents du printemps à l'été, typiquement de mai à août, et restent minoritaires dans la population adulte (généralement moins de 10 % de la population adulte, (Czekońska et al. ,2015)). Leur présence accompagne la phase reproductive de la colonie. À l'inverse, lorsque les ressources diminuent en fin d'été et en automne, les ouvrières cessent progressivement de tolérer leur présence : les drones sont moins nourris, plus souvent expulsés, et les colonies tempérées entrent ensuite dans l'hiver sans eux. Ce phénomène de chasse aux mâles, lié à l'arrêt progressif de l'élevage du couvain, est bien documenté et forme un pendant utile au cycle des ouvrières : apparition au printemps, maintien pendant la saison reproductive, puis éviction à l'approche de l'hivernage (Winston, 1987 ; Bogaert et al., 2020, citant Langowska & Zduniak, 2019).

Pendant la saison active, les ouvrières d'été ont une durée de vie relativement courte, de l'ordre de 3 à 6 semaines. La colonie fonctionne alors dans une logique de renouvellement rapide : beaucoup de naissances, beaucoup d'activité, mais aussi une mortalité importante liée à l'intensité du travail. Cette logique change progressivement en fin de saison. Le solstice d'été peut servir de repère pratique pour situer le basculement, car on observe souvent qu'après la fin juin la croissance n'a plus la même intensité. Mais il ne faut pas lui attribuer à lui seul un rôle causal trop simple. Le mécanisme le mieux étayé expérimentalement est plutôt la raréfaction du pollen, qui réduit progressivement l'investissement dans l'élevage du couvain et favorise la transition vers des ouvrières de longue durée de vie (Imdorf et al., 2010 ; Mattila & Otis, 2007 ; Nürnberger et al., 2018).

Cette transition ne relève pas seulement d'un ralentissement quantitatif de la ponte. Elle correspond aussi à une réorganisation physiologique. Quand l'élevage du couvain diminue, les nourrices ont moins de larves à alimenter et consomment donc moins leur stock de vitellogénine pour la production de gelée royale. Cette protéine clé peut alors s'accumuler dans les corps gras des ouvrières, ce qui constitue précisément l'une des bases physiologiques de la longévité accrue des abeilles d'hiver. Celles-ci vivent beaucoup plus longtemps que les abeilles d'été, généralement 3 à 6 mois, parfois davantage selon les conditions. La fin de saison ne correspond donc pas simplement à une baisse du nombre d'abeilles, mais à la production d'une population spécialisée, capable de traverser l'hiver et de permettre la reprise du développement au printemps suivant (Amdam & Omholt, 2002 ; Mattila et al., 2001 ; Mattila & Otis, 2007).

On peut ainsi résumer le développement saisonnier d'une colonie d'abeilles comme une succession de phases liées entre elles : une population hivernale réduite, mais spécialisée, une reprise de ponte encore sous contrainte thermique, une croissance printanière fortement dépendante du pollen, un maximum de couvain et d'abeilles adultes au printemps tardif ou au début de l'été, puis une transition progressive vers la production d'abeilles d'hiver. Cette trame générale est robuste. En revanche, les dates exactes, l'amplitude du pic et la rapidité du ralentissement varient selon le climat local, l'altitude, les ressources et la conduite par l’apiculteur. Pour cette raison, il est plus juste de raisonner en ordres de grandeur et en tendances saisonnières qu'en chiffres mensuels figés (Imdorf et al., 2010 ; Keller et al., 2005 ; Mattila & Otis, 2007).

2. Développement saisonnier de Varroa destructor

Le développement saisonnier de Varroa destructor est étroitement lié à celui de la colonie d’abeilles. Le parasite ne se multiplie pas librement sur les abeilles adultes, mais se reproduit dans le couvain operculé.

La phase phorétique sur les abeilles adultes permet sa dispersion et son maintien dans la colonie, mais la croissance de la population dépend avant tout de la quantité de couvains disponible. C’est pourquoi l’évolution annuelle du varroa ne peut pas être comprise indépendamment de celle du couvain d’ouvrières et, au printemps, du couvain de mâles (Rosenkranz et al., 2010).

La différence entre couvain d’ouvrières et couvain de mâles est centrale. Les cellules de mâles sont non seulement plus attractives pour le varroa, mais elles offrent aussi de meilleures conditions de reproduction. Dans l’expérience de Boot et al. (1995), les femelles de varroa ont envahi les cellules de mâles 11,6 fois plus souvent que les cellules d’ouvrières dans les conditions testées. En outre, la descendance viable par fondatrice est plus élevée dans le couvain de mâles que dans le couvain d’ouvrières : les ordres de grandeur classiquement repris dans la littérature sont d’environ 1,3 à 1,45 fille viable par fondatrice en couvain d’ouvrières, contre 2,2 à 2,6 en couvain de mâles (Boot et al., 1995; Rosenkranz et al., 2010). Cette différence explique en grande partie pourquoi la phase printanière, marquée par la présence de couvain de mâles, favorise une accélération de la dynamique du parasite (Fig. 1).

Fig. 1 — Le cycle de vie de Varroa destructor dans une cellule de couvain operculé
Seules les femelles adultes fécondées quittent la cellule avec l'abeille hôte; le mâle et les femelles immatures ne survivent pas hors de la cellule. La durée d'operculation, plus longue dans le couvain de mâles que dans le couvain d'ouvrières, explique en partie le meilleur succès reproducteur du parasite dans le premier.

Source : Animal and Plant Health Agency (APHA). Managing Varroa. York Biotech Campus, Sand Hutton, York.

Au printemps, la population totale de varroas reste encore relativement modérée, mais elle peut déjà croître rapidement. Cette phase est souvent trompeuse pour l’apiculteur, car l’augmentation de la population d’abeilles et du couvain peut produire un effet de dilution apparente : la proportion de varroas phorétiques sur les abeilles adultes peut sembler modérée alors que la population totale du parasite augmente déjà. Le signal donné par la phorésie ne doit donc jamais être interprété seul, surtout lorsque le couvain devient abondant. Cette dissociation entre population totale et infestation phorétique est un point méthodologique essentiel (Dietemann et al., 2013; Rosenkranz et al., 2010).

En été, la reproduction du varroa atteint son potentiel maximal, car les cellules operculées sont nombreuses. Dans cette phase, une grande partie de la population parasitaire se trouve cachée dans le couvain. La littérature rapporte qu’en pleine saison, la majorité des varroas peut se trouver dans le couvain, avec des valeurs pouvant aller jusqu’à environ 90 % dans certaines situations. Cela a une conséquence directe pour le monitoring : ni la phorésie ni la chute naturelle ne reflètent à elles seules la population totale présente dans la colonie. Une même valeur mesurée en été et en automne n’a donc pas du tout la même signification biologique (Rosenkranz et al., 2010; Dietemann et al., 2013).

Le moment biologiquement le plus critique se situe généralement en fin d’été et en automne. Ce n’est pas seulement parce que la population de varroas est alors élevée, mais surtout parce que cette phase coïncide avec la production des abeilles d’hiver. Une forte pression parasitaire à ce moment-là affecte la qualité physiologique de ces abeilles de longue durée de vie et accroît le risque de mortalité hivernale. Dans l’étude suisse de Hernandez et al. (2022), les infestations ont été mesurées en août et en octobre sur des échantillons d'abeilles adultes prélevés dans la zone du couvain, selon un protocole standardisé de lavage. Dans ce contexte de comparaison entre colonies conformes, presque conformes et non conformes au schéma de traitement recommandé, les auteurs rapportent qu’en cas de non-conformité, un niveau de 10 acariens pour 100 abeilles adultes en octobre correspondait à une probabilité d’environ 50 % de mortalité hivernale. Ce résultat ne doit donc pas être lu comme un seuil biologique universel, mais comme une relation de risque observée dans un cadre de terrain précis (Hernandez et al., 2022). Des résultats du monitoring allemand vont dans le même sens : le risque d’effondrement augmente fortement avec l’infestation phorétique automnale, sans toutefois se comporter comme un seuil absolu, mais plutôt comme un gradient de risque (Genersch et al., 2010).

À cette dynamique interne s’ajoute un second phénomène, particulièrement important en fin de saison : la réinfestation. La croissance observée à la fin de l’été ne provient pas uniquement de la reproduction au sein de la colonie. Des flux de varroas peuvent arriver depuis l’extérieur, par dérive, pillage ou échanges entre colonies voisines. En Allemagne, Frey et Rosenkranz (2014) ont montré que l’invasion tardive pouvait atteindre en moyenne 126 ± 16 à 462 ± 74 acariens par colonie sur environ trois mois et demi, selon les sites. En Suisse, Guichard et al. (2024) ont montré que 17 à 48 % des varroas présents au moment du traitement estival final pouvaient provenir d’une réinfestation inter-colonies depuis le milieu du printemps. Cela signifie qu’en fin de saison, l’augmentation de la charge parasitaire ne doit pas être attribuée uniquement à la reproduction interne : la colonie subit aussi une pression venue de l’environnement apicole.

En hiver, la logique change de nouveau. Lorsque le couvain disparaît, la reproduction s’arrête et la population de varroas devient pratiquement entièrement phorétique. Cette situation explique l’intérêt des traitements en absence de couvain, mais elle montre aussi pourquoi les valeurs mesurées à cette période ne sont pas comparables à celles de l’été. En l’absence de couvain, le parasite ne se cache plus dans les cellules ; en revanche, la population d’abeilles est plus faible, ce qui peut faire apparaître des pourcentages phorétiques élevés sans que la population totale soit forcément au maximum annuel (Rosenkranz et al., 2010; Dietemann et al., 2013).

La chute naturelle constitue dans ce contexte un outil pratique important, notamment en Suisse. Le Service sanitaire apicole (Apiservice) recommande de la mesurer sur une sous-couche protégée par une grille (tiroir), à l’abri des fourmis, pendant au moins sept jours, en ne comptant que les varroas adultes foncés. Le résultat s’exprime en varroas par jour. Cette méthode est utile pour la pratique, mais il faut rappeler clairement qu’il s’agit d’un indicateur d’intervention, non d’une mesure directe de la population totale ni d’un seuil biologique de dommage. Dans le système suisse actuel, les valeurs proposées sont les suivantes : plus de 3 varroas /jour à fin mai, plus de 10 varroas /jour à fin juin–début juillet, plus de 5 varroas/jour à fin octobre, et plus de 10 varroas /jour pendant le reste de la saison comme signal d’action immédiate (BGD/apiservice, fiche 1.5.1, version V2401).

plus de 3 varroas par jour à fin mai,
plus de 10 varroas à fin juin–début juillet,
plus de 5 varroas à fin octobre,
et plus de 10 varroas pendant le reste de la saison comme signal d’action rapide.

Ces valeurs sont utiles pour décider d’intervenir, mais elles doivent rester ce qu’elles sont : des seuils pratiques d’intervention saisonniers, et non des seuils biologiques universels.

Ces valeurs sont cohérentes du point de vue biologique, même si elles peuvent sembler contre-intuitives. Le fait que le seuil d’intervention de fin octobre (>5 varroas/jour) soit plus bas que celui du début de l’été (>10 varroas/jour) ne signifie pas qu’octobre serait une période moins dangereuse. Au contraire, ce seuil plus strict reflète le fait qu’à ce moment-là, le temps de correction avant l’hiver est très court, que la réinfestation peut avoir renforcé la charge parasitaire, et qu’une forte population résiduelle peut encore compromettre la survie du peuple. Les seuils de chute naturelle doivent donc être compris comme des seuils d’intervention pratiques, interprétés saison par saison, et non comme des équivalents simples de la population totale ni comme des seuils biologiques universels.

On peut ainsi résumer le développement saisonnier de Varroa destructor en climat tempéré de la manière suivante : une phase de croissance au printemps, une accélération marquée en été grâce à l’abondance du couvain et au rendement élevé dans le couvain de mâles, un moment biologiquement critique en fin d’été et en automne lorsque la production des abeilles d’hiver coïncide avec une forte charge parasitaire, puis une phase hivernale où la population devient phorétique et cesse de se reproduire. Cette trame générale est robuste. En revanche, les chiffres de monitoring ne prennent sens que s’ils sont toujours rapportés à leur niveau de mesure — population totale, phorésie, couvain infesté, chute naturelle ou réinfestation — et à la saison à laquelle ils ont été obtenus (Rosenkranz et al., 2010; Dietemann et al., 2013; Hernandez et al., 2022).

3. Deux trajectoires possibles au cours de la saison

À l'échelle d'une saison, deux colonies peuvent sembler comparables au printemps, puis suivre ensuite des trajectoires très différentes face à Varroa destructor.

Cette divergence ne dépend pas d'un seul chiffre, mais d'un ensemble de processus biologiques et pratiques : vitesse de reproduction du parasite dans le couvain, moment du traitement, efficacité réelle de ce traitement, pression résiduelle après intervention et, en fin de saison, importance de la réinfestation venue de l'environnement apicole (Rosenkranz et al., 2010; Frey & Rosenkranz, 2014; Guichard et al., 2024).

Les schémas proposés dans cette partie doivent donc être lus comme des trajectoires didactiques plausibles, et non comme des courbes universelles ou des séries de mesures directes. La courbe de varroa représente ici une population totale estimée dans la colonie. Elle ne doit pas être confondue avec la phorésie mesurée sur abeilles adultes, avec le taux d'infestation du couvain, avec la chute naturelle exprimée en varroas par jour, ni avec la part de réinfestation provenant d'autres colonies. Ces indicateurs décrivent des réalités différentes et n'ont de sens qu'en fonction de la saison à laquelle ils sont observés (Dietemann et al., 2013; Rosenkranz et al., 2010; Hernandez et al., 2022).

La logique générale reste cependant robuste. Au printemps, la présence de couvain de mâles favorise en particulier une accélération de la dynamique parasitaire, alors même que la pression apparente peut sembler encore modérée (Boot et al., 1995; Rosenkranz et al., 2010).

La divergence entre les trajectoires apparaît surtout à partir de l'été. Dans un premier cas, la colonie est traitée et la population de varroas recule, sans pour autant disparaître. La maîtrise est donc partielle: une reproduction résiduel reste possible tant qu'il y a du couvain, et un rebond peut ensuite se produire sous l'effet combiné de cette reproduction persistante et de la réinfestation. Dans le second cas, l'absence de maîtrise suffisante laisse la population parasitaire poursuivre sa croissance jusqu'au moment le plus sensible de la saison, c'est-à-dire la période où la colonie produit ses abeilles d'hiver (Hernandez et al., 2022; Genersch et al., 2010).

C'est en effet en fin d'été et en automne que la lecture des trajectoires devient biologiquement la plus importante. Une forte charge parasitaire à ce moment-là n'implique pas seulement "plus de varroas"; elle signifie surtout que les abeilles destinées à vivre plusieurs mois sont produites dans un contexte sanitaire dégradé. Le risque ne fonctionne donc pas comme un interrupteur binaire avec un seuil universel unique, mais plutôt comme un gradient : plus la charge parasitaire et l'infestation automnale augmentent, plus la probabilité de dommages sur les abeilles d'hiver et de pertes hivernales s'élève (Genersch et al., 2010; Hernandez et al., 2022).

3.1 Scénario A : colonie traitée, avec maîtrise partielle

Dans ce premier scénario, la colonie est traitée, mais la pression du varroa diminue sans disparaître.

C'est un point central pour la lecture du schéma : après un traitement estival, la population totale estimée de varroas peut reculer nettement, tout en laissant subsister une charge résiduelle biologiquement plausible. Tant qu'il reste du couvain, une partie de la population parasitaire échappe aux traitements qui n'atteignent que la phase phorétique, et la reproduction peut donc se poursuivre à un certain niveau. Une baisse après traitement ne signifie donc ni éradication ni retour à une situation sans risque (Fig. 2).

Fig. 2 — Scénario A : colonie traitée, avec maîtrise partielle
Trajectoire didactique plausible de la population totale estimée de varroas (axe gauche) et de la colonie (axe droit) dans un scénario avec maîtrise partielle. La ligne pointillée horizontale représente une valeur de référence orientative de 2 000 varroas — voir texte pour l'interprétation.

Au printemps et en début d'été, la population totale de varroas progresse avec l'extension du couvain. La présence de couvain de mâles favorise une accélération précoce de cette dynamique. La hausse observée jusqu'en juillet traduit simplement le fait que la reproduction du parasite accompagne la cinétique de maximum biologique de la colonie — une colonie encore forte en juillet n'est pas, en soi, le signe d'une pression parasitaire faible.

Le point de bascule se situe après le traitement estival. La population totale estimée recule, mais une pression résiduelle persiste. Elle peut provenir de plusieurs mécanismes cumulés : efficacité incomplète du traitement, maintien d'une partie des varroas dans le couvain au moment de l'intervention, reprise de la reproduction dans le couvain encore présent après traitement. Le léger rebond automnal est lui aussi biologiquement plausible : il reflète cette reproduction résiduelle prolongée, à laquelle peut s'ajouter une réinfestation venue de l'environnement apicole. En contexte suisse et centre européen, ce phénomène est documenté — une part non négligeable des varroas présents lors du traitement estival final peut provenir d'une réinfestation inter-colonies (Guichard et al., 2024; Frey & Rosenkranz, 2014).

Dans ce scénario, la colonie entre dans l'automne avec une probabilité de dommage plus faible qu'une colonie fortement infestée — mais elle ne doit pas être considérée comme hors danger. Le point décisif reste la qualité sanitaire des abeilles d’hiver : une pression résiduelle trop élevée en fin d'été peut encore compromettre la physiologie de ces abeilles de longue durée de vie.

3.2 Scénario B : colonie sans maîtrise suffisante

Dans ce second scénario, la colonie est décrite comme une colonie chez laquelle la maîtrise du varroa est absente ou insuffisante pour freiner réellement la dynamique parasitaire.

La courbe doit donc être lue comme une trajectoire de pression croissante. Au début de la saison, ce scénario peut paraître trompeusement proche du scénario A — la population totale de varroas reste encore modérée en valeur absolue, tandis que la colonie augmente rapidement son couvain et sa population adulte (Fig. 3).

Fig. 3 — Scénario B : colonie sans maîtrise suffisante
Même représentation que la Fig. 2, pour un scénario sans maîtrise suffisante. La baisse de novembre–décembre ne reflète pas une amélioration.

La divergence devient nette à partir de la fin du printemps. Sans maîtrise suffisante, le varroa profite d'une grande quantité de couvains operculés et, plus tôt dans la saison, d'un rendement de reproduction particulièrement favorable dans le couvain de mâles. La population parasitaire s'accumule de mois en mois et atteint en été un niveau qui constitue déjà un facteur de risque biologique majeur. C'est aussi la période où une grande partie des varroas se trouve dans le couvain : la charge réelle de la colonie peut donc être largement sous-estimée si l'on ne raisonne qu'à partir d'un seul indicateur.

Le point critique se situe en fin d'été et en automne, lorsque cette pression élevée coïncide avec la production des abeilles d'hiver. Une infestation automnale forte est associée à un risque important de mortalité hivernale — non comme un seuil biologique universel, mais comme une relation de risque documentée dans des contextes suisses et allemands précis (Hernandez et al., 2022; Genersch et al., 2010). À cette dynamique interne s'ajoute la réinfestation : dans un contexte suisse ou centre européen dense en ruchers, une colonie déjà insuffisamment maîtrisée peut encore voir sa situation aggravée par des réinfestations de varroas en provenance de l'environnement apicole. La hausse de fin d'été ne doit donc pas être attribuée mécaniquement à une seule cause (Guichard et al., 2024; Frey & Rosenkranz, 2014).

Les derniers points de la courbe demandent une lecture particulièrement prudente. Si la population totale estimée baisse en novembre et décembre, cette baisse ne doit surtout pas être interprétée comme un retour spontané à une situation saine. Elle peut au contraire correspondre à une colonie déjà fortement dégradée : diminution du couvain, réduction du nombre d'abeilles, perturbation du fonctionnement de la colonie, voire entrée dans une trajectoire d'effondrement. La fin descendante de la courbe ne décrit pas une amélioration — elle peut refléter un système biologique qui a déjà perdu une partie de sa capacité de renouvellement. C'est précisément pour cette raison que cette trajectoire doit être lue non pas comme une évolution normale, mais comme un pire scénario plausible.

3.3 Du déséquilibre au pire scénario : jusqu'à l'effondrement possible

Le passage d'une colonie encore fonctionnelle à un syndrome d'effondrement ne se produit pas en un point de bascule unique.

Il se construit comme une dégradation progressive — souvent silencieuse. Ce qui rend cette situation particulièrement délicate, c'est que la dégradation peut être bien avancée avant que les signes extérieurs ne deviennent visibles.

Le point décisif n'est pas seulement le nombre total estimé de varroas, mais le moment biologique auquel cette pression s'exerce. En été, une grande partie de la population parasitaire se trouve dans le couvain operculé et échappe aux indicateurs habituels. À cette dynamique interne peut encore s'ajouter la réinfestation: en fin de saison, des flux de varroas en provenance de colonies voisines peuvent accroître la pression au moment le plus critique, accélérant un déséquilibre déjà engagé.

Cela n'implique pas que toute colonie fortement infestée s'effondre mécaniquement. Entre une colonie encore viable et une colonie en trajectoire d'effondrement, il existe une zone de dégradation progressive, modulée par la force initiale de la colonie, la chronologie de l'infestation, la conduite apicole et l'intensité de la réinfestation. Mais lorsque la pression parasitaire reste élevée au moment de la production des abeilles d'hiver, ces facteurs modérateurs ne suffisent souvent plus à compenser les dommages accumulés. Le passage du déséquilibre à l'effondrement doit donc être présenté non comme une fatalité instantanée, mais comme une trajectoire possible, biologiquement cohérente, lorsque plusieurs facteurs défavorables se combinent.

Certains mécanismes biologiques — toilettage, comportement hygiénique, interruption du couvain lors d'un essaimage — peuvent partiellement freiner la progression du parasite et expliquer pourquoi toutes les colonies ne suivent pas exactement la même trajectoire (Mondet et al., 2020b; Nazzi & Le Conte, 2016). Ces traits de résistance partielle sont réels, mais ils ne constituent pas une alternative à une maîtrise suffisante : lorsque la pression parasitaire devient trop forte au moment de la production des abeilles d'hiver, ils ne suffisent généralement plus à compenser les dommages accumulés (Rosenkranz et al., 2010; Genersch et al., 2010; Hernandez et al., 2022) (vue d'ensemble : Fig. 4).

Fig. 4 — Vue d'ensemble : trajectoires comparées de la colonie et de Varroa destructor au cours de l'année
Cette figure synthétise les dynamiques présentées séparément dans les figures 2 et 3. Les trois courbes de varroa (axe gauche) représentent des populations totales estimées : la courbe rouge continue (avec maîtrise) correspond au scénario A ; la courbe rouge-brun continue (sans maîtrise) correspond au scénario B ; la courbe rouge pointillée (sans arrêt de ponte) illustre la trajectoire théorique en l'absence d'interruption de couvain en fin de saison. Le nombre d'ouvrières adultes, le couvain d'ouvrières et le couvain de mâles sont exprimés sur l'axe droit. La ligne pointillée horizontale indique la valeur de référence orientative de 2 000 varroas discutée dans le texte — elle ne constitue pas un seuil biologique universel. Les lignes verticales indiquent les moments d'intervention apicole typiques dans le système suisse, ainsi que le solstice d'été comme repère saisonnier. Toutes les courbes sont des trajectoires didactiques plausibles, non des séries de mesures directes (©S.Imboden).

4 Conséquences pratiques pour la conduite du rucher

La logique pratique qui découle des chapitres précédents est simple dans son principe, mais exigeante dans son exécution : il ne suffit pas de « traiter contre le varroa ».

Il faut raisonner l’ensemble de la saison, distinguer les différents indicateurs, et surtout ne pas manquer la période où se forment les futures abeilles d’hiver. C’est à ce moment-là que se joue une grande partie de la survie du peuple jusqu’au printemps suivant.

4.1 Suivre la pression du varroa tout au long de la saison

La première conséquence pratique est qu’un rucher ne doit pas être conduit à partir d’une impression générale de « colonies fortes » ou « colonies faibles », mais à partir d’un suivi régulier de la pression parasitaire. En Suisse, le Service sanitaire apicole recommande de mesurer la chute naturelle sur une sous-couche protégée par une grille, à l’abri des fourmis, pendant au moins sept jours, en ne comptant que les acariens adultes foncés. Le résultat s’exprime en varroas par jour. Les repères proposés dans le système standard actuel sont les suivants :

plus de 3 varroas par jour à fin mai,
plus de 10 varroas à fin juin–début juillet,
plus de 5 varroas à fin octobre,
et plus de 10 varroas pendant le reste de la saison comme signal d’action rapide.

Ces valeurs sont utiles pour décider d’intervenir, mais elles doivent rester ce qu’elles sont : des seuils pratiques d’intervention saisonniers, et non des seuils biologiques universels.

Voir aussi :

4.2 Freiner tôt la dynamique printanière

La deuxième conséquence pratique est qu’il faut commencer à freiner la dynamique du varroa avant l’été. Dans le cadre du concept suisse, cela passe notamment par le cadre à mâles. Le Service sanitaire apicole recommande de l’introduire dès que les colonies entrent en développement et que le merisier est en fleur, puis de retirer ou découper le couvain de mâles operculé deux à trois fois. Selon la fiche apiservice, cette mesure peut réduire la charge de varroa de jusqu’à 50 % au printemps. Ce chiffre ne doit pas être lu comme une promesse universelle, mais comme un ordre de grandeur pratique qui rappelle une chose essentielle : ralentir tôt la multiplication du parasite améliore la trajectoire de la saison.

Voir aussi :

4.3 Après le solstice : protéger sans délai les futures abeilles d’hiver

Le solstice d’été peut servir de repère pratique. Il ne constitue pas à lui seul un interrupteur biologique, mais il rappelle qu’à partir de la fin juin la colonie entre progressivement dans une autre phase : la croissance n’a plus la même dynamique, le rôle du pollen devient encore plus déterminant, et l’enjeu n’est plus seulement de soutenir la saison en cours, mais déjà de protéger la cohorte d’abeilles qui devra vivre jusqu’au printemps suivant. C’est pourquoi la première intervention estivale ne doit pas être retardée. Dans le concept suisse actuel, le premier traitement d’été commence en juillet : pendant la première quinzaine de juillet avec des méthodes sans acide formique fondées sur une rupture de couvain, ou, avec acide formique, avant la fin juillet. Plus cette baisse de pression intervient tôt, plus les futures abeilles d’hiver ont de chances d’être élevées dans des conditions sanitaires acceptables.

Voir aussi :

4.4 Nourrir sans perdre la logique sanitaire de fin d’été

Après la récolte d’été, le nourrissement doit être pensé avec la lutte contre le varroa, et non séparément. La fiche suisse sur le nourrissement rappelle qu’une colonie de production a besoin d’environ 16 - 20 kg de réserves hivernales, à constituer après la récolte sous forme de nourriture liquide adaptée. Dans la pratique, un stockage progressif des réserves est souvent plus cohérent qu’un remplissage trop brutal : il s’agit d’aider la colonie à reconstituer ses réserves sans interrompre trop tôt la dynamique résiduelle du nid à couvain. L’idée centrale reste que nourrir et traiter doivent servir le même objectif : amener la colonie vers l’automne avec des réserves suffisantes, mais aussi avec une pression parasitaire déjà abaissée.

Cette phase demande aussi d’intégrer explicitement la réinfestation. Une hausse tardive du varroa ne provient pas nécessairement de la seule reproduction interne. Dans l’étude de Frey et Rosenkranz, l’invasion cumulée sur 3,5 mois variait de 266 à 1 171 varroas par colonie dans un site à forte densité de colonies voisines, contre 72 à 248 dans un site à faible densité ; dans les colonies non traitées, l’infestation finale moyenne en novembre atteignait 2 082 varroas sur un site à forte densité contre 340 sur un site à faible densité. Plus récemment, Guichard et al. ont montré que ces flux intercoloniaux peuvent aussi biaiser l’évaluation de l’infestation individuelle des colonies. En pratique, cela signifie qu’un rucher correctement conduit n’est pas pour autant « à l’abri » en fin d’été : il faut encore vérifier ce qui se passe réellement.

Voir aussi :

4.5 Sécuriser l’automne et l’hiver

La deuxième intervention de fin d’été n’est pas un complément facultatif : elle fait partie de la protection des abeilles d’hiver. Dans le concept suisse actuel, le deuxième traitement d’été commence au plus tard à mi-septembre. Le but n’est pas seulement de faire baisser un chiffre, mais de réduire encore la charge parasitaire à un moment où le temps de correction avant l’hiver devient court. Cette logique se prolonge ensuite par le traitement d’hiver à l’acide oxalique lorsque la colonie est sans couvain, en novembre ou décembre. Le contrôle du traitement reste indispensable : si plus de 500 varroas tombent dans les deux semaines qui suivent le traitement d’hiver, le Service sanitaire apicole recommande de le répéter.

Voir aussi :

5. Conclusion

La dynamique saisonnière d'une colonie d'abeilles et celle de Varroa destructor sont indissociables.

Comprendre l'une sans l'autre conduit inévitablement à des erreurs d'interprétation — notamment à sous-estimer la pression parasitaire réelle en été, ou à mal lire la signification d'une valeur de monitoring selon la saison à laquelle elle est obtenue.

Deux points méritent d'être retenus comme fil conducteur pour la pratique apicole. Le premier est que les indicateurs de terrain — phorésie, chute naturelle, infestation du couvain — ne mesurent pas la même réalité et ne sont interprétables qu'en fonction du moment de la saison. Le second est que la fenêtre critique n'est pas l'été, mais la fin de l'été et l'automne : c'est à ce moment que la qualité des abeilles d'hiver se joue, et c'est là que les conséquences d'une maîtrise insuffisante deviennent irréversibles avant l'hivernage.

Ces mécanismes de résistance partielle sont réels, mais structurellement insuffisants dans la grande majorité des contextes apicoles européens. La maîtrise de Varroa destructor reste donc une nécessité biologique, non une option de gestion. Elle doit être conduite en cohérence avec la biologie saisonnière du parasite et de la colonie, et non à partir de seuils fixes décontextualisés.

Au total, la conduite pratique qui ressort de cet article n’est pas celle d’un calendrier rigide, mais celle d’un enchaînement cohérent : freiner tôt la dynamique printanière, suivre la pression avec des indicateurs correctement interprétés, ne pas manquer la première baisse de charge avant la fin juillet, tenir compte de la réinfestation en fin d’été, puis sécuriser l’automne et l’entrée en hiver. C’est cette cohérence saisonnière — plus qu’un chiffre isolé ou qu’un traitement prit séparément — qui protège réellement la colonie.

Voir aussi :

Bibliographie

Amdam, G. V., & Omholt, S. W. (2002). The regulatory anatomy of honeybee lifespan. Journal of Theoretical Biology, 216(2), 209–228. https://doi.org/10.1006/jtbi.2002.2545

BGD/apiservice. (n.d.). 1.5.1 Natürlichen Milbenfall messen (Version V2401). Bienengesundheitsdienst/apiservice. https://bienen.ch/wp-content/uploads/2023/04/1.5.1_natuerlichen_milbenfall_messen.pdf

Bogaert, J.-B., Coppée, A., Misson, C., Defrance, T., & Verheggen, F. (2020). The honey bee (Apis mellifera L., 1758) and the seasonal adaptation of productions. Livestock Science, 235, 104023. https://doi.org/10.1016/j.livsci.2020.104023

Boot, W. J., Schoenmaker, J., Calis, J. N. M., & Beetsma, J. (1995). Invasion of Varroa jacobsoni into drone brood cells of the honey bee, Apis mellifera. Apidologie, 26(2), 109–118. https://doi.org/10.1051/apido:19950204

Czekońska, K., Chuda-Mickiewicz, B., & Samborski, J. (2015). Quality of honeybee drones reared in colonies with limited and unlimited access to pollen. Apidologie, 46(1), 1–9. https://doi.org/10.1007/s13592-014-0296-z

Dietemann, V., Nazzi, F., Martin, S. J., Anderson, D. L., Locke, B., Delaplane, K. S., Wauquiez, Q., Tannahill, C., Frey, E., Ziegelmann, B., Rosenkranz, P., & Ellis, J. D. (2013). Standard methods for varroa research. Journal of Apicultural Research, 52(1), 1–54. https://doi.org/10.3896/IBRA.1.52.1.09

Frey, E., & Rosenkranz, P. (2014). Autumn invasion rates of Varroa destructor (Mesostigmata: Varroidae) into honey bee (Hymenoptera: Apidae) colonies and the resulting increase in mite populations. Journal of Economic Entomology, 107(2), 508–515. https://doi.org/10.1603/EC13381

Genersch, E., von der Ohe, W., Kaatz, H., Schroeder, A., Otten, C., Büchler, R., Berg, S., Ritter, W., Mühlen, W., Gisder, S., Meixner, M., Liebig, G., & Rosenkranz, P. (2010). The German bee monitoring project: A long term study to understand periodically high winter losses of honey bee colonies. Apidologie, 41(3), 332–352. https://doi.org/10.1051/apido/2010014

Guichard, M., von Virag, A., Droz, B., & Dainat, B. (2024). Do Varroa destructor (Acari: Varroidae) mite flows between Apis mellifera (Hymenoptera: Apidae) colonies bias colony infestation evaluation for resistance selection? Journal of Insect Science, 24(4), 3. https://doi.org/10.1093/jisesa/ieae068

Hernandez, J., Hattendorf, J., Aebi, A., & Dietemann, V. (2022). Compliance with recommended Varroa destructor treatment regimens improves the survival of honey bee colonies over winter. Research in Veterinary Science, 144, 1–10. https://doi.org/10.1016/j.rvsc.2021.12.025

Imdorf, A., Bühlmann, G., Gerig, L., Kilchenmann, V., & Wille, H. (1987). Examination of the method for estimating the brood area and number of worker bees in free-flying bee colonies. Apidologie, 18(2), 137–146. https://doi.org/10.1051/apido:19870204

Imdorf, A., Ruoff, K., & Fluri, P. (2010). Le développement des colonies chez l'abeille mellifère (ALP forum, 68). Agroscope Liebefeld-Posieux.

Keller, I., Fluri, P., & Imdorf, A. (2005). Pollen nutrition and colony development in honey bees: Part I. Bee World, 86(1), 3–10. https://doi.org/10.1080/0005772X.2005.11099641

Mattila, H. R., Harris, J. L., & Otis, G. W. (2001). Timing of production of winter bees in honey bee (Apis mellifera) colonies. Insectes Sociaux, 48(1), 88–93. https://doi.org/10.1007/PL00001764

Mattila, H. R., & Otis, G. W. (2007). Dwindling pollen resources trigger the transition to broodless populations of long-lived honey bees each autumn. Ecological Entomology, 32(5), 496–505. https://doi.org/10.1111/j.1365-2311.2007.00904.x

Mondet, F., Rau, A., Klopp, C., Working Group Behavioural Genetics of Apis mellifera, Vautrin, S., Le Conte, Y., & Alaux, C. (2020). Transcriptome profiling of natural Varroa resistant honeybees shows differential expression of immune, neural, and chemical signaling genes. Scientific Reports, 10, 7279. https://doi.org/10.1038/s41598-020-64144-6

Mondet, F., Beaurepaire, A., McAfee, A., Locke, B., Alaux, C., Blanchard, S., Danka, B., & Le Conte, Y. (2020b). Honey bee survival mechanisms against the parasite Varroa destructor: A systematic review of phenotypic and genomic research efforts. International Journal for Parasitology, 50(6–7), 433–447. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2020.03.005

Nazzi, F., & Le Conte, Y. (2016). Ecology of Varroa destructor, the major ectoparasite of the western honey bee, Apis mellifera. Annual Review of Entomology, 61, 417–432. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-010715-023731

Nürnberger, F., Härtel, S., & Steffan-Dewenter, I. (2018). The influence of temperature and photoperiod on the timing of brood onset in hibernating honey bee colonies. PeerJ, 6, e4801. https://doi.org/10.7717/peerj.4801

Rosenkranz, P., Aumeier, P., & Ziegelmann, B. (2010). Biology and control of Varroa destructor. Journal of Invertebrate Pathology, 103(Suppl. 1), S96–S119. https://doi.org/10.1016/j.jip.2009.07.016

Stabentheiner, A., Kovac, H., & Brodschneider, R. (2010). Honeybee colony thermoregulation — Regulatory mechanisms and contribution of individuals in dependence on age, location and thermal stress. PLoS ONE, 5(1), e8967. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0008967

Winston, M. L. (1987). The biology of the honey bee. Harvard University Press.

Frelon asiatique : comment le reconnaître et que faire au rucher ?

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

En cas de doute : 4 gestes immédiats

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1. Pourquoi le frelon asiatique mérite toute l’attention des apiculteurs

Fig. 1 : Distribution potentielle du frelon asiatique en Suisse selon le modèle bioclima-tique CLIMEX. Rouge : risque élevé, jaune : risque moyen de propagation. Source : CABI, L. Seehausen.

Objectif
Comprendre pourquoi le frelon asiatique représente une menace croissante pour les ruchers suisses, et pourquoi la détection précoce par les apiculteurs reste aujourd’hui un levier central.

Le frelon asiatique (Vespa velutina) n’est plus une curiosité lointaine. En Suisse, il fait partie des espèces exotiques envahissantes dont les dommages environnementaux sont considérés comme avérés. Introduit en Europe en 2004, il a été détecté en Suisse dès 2017 dans le canton du Jura, puis dans un nombre croissant de cantons : en 2023, il était déjà signalé dans 14 cantons. Les zones les plus exposées à sa propagation comprennent le Plateau, l’Arc jurassien et certaines vallées alpines.

Pour l’apiculteur, l’enjeu est direct. Le frelon asiatique est un prédateur actif des abeilles mellifères : il capture les butineuses en vol stationnaire devant le trou de vol. À partir d’août, la pression s’intensifie généralement au fur et à mesure que les colonies de frelons atteignent leur maximum de développement. En fin de saison, une prédation directe à l’intérieur des ruches peut aussi apparaître. Son impact ne se limite pas aux abeilles mellifères : abeilles sauvages, syrphides et autres insectes sont également chassés.

Chaque nid détecté et signalé tôt dans la saison peut contribuer à limiter la pression locale dans les mois suivants et à améliorer la surveillance régionale. Dans la pratique, les premières observations dans une région sont souvent faites par des apiculteurs, des naturalistes ou des personnes attentives à leur environnement. Au rucher, la réponse la plus utile ne consiste pas à vouloir tout résoudre soi-même, mais à adopter les bons réflexes au bon moment : reconnaître, documenter, annoncer, puis laisser les suites opérationnelles aux personnes compétentes.

C’est l’objectif de cet article : aider l’apiculteur à reconnaître le frelon asiatique, à réagir correctement en cas de doute, à protéger le rucher avec des mesures réalistes, et à éviter les faux pas les plus fréquents.

2. Comment reconnaître le frelon asiatique ?

Objectif
Donner des repères d’identification concrets pour distinguer le frelon asiatique des espèces indigènes, reconnaître son comportement au rucher et identifier ses nids selon la saison.

L’identification est plus fiable lorsqu’on combine trois niveaux d’indice : l’aspect de l’insecte, son comportement au rucher et le type de nid observé. En pratique, il ne faut jamais conclure à partir du nid seul : documenter l’observation avec une image montrant clairement un individu reste essentiel.

2.1. Reconnaître l’insecte

Le plus utile sur le terrain est de comparer directement le frelon asiatique au frelon européen (Vespa crabro), espèce indigène.

Critère	Frelon asiatique (vespa velutina)	Frelon européen (vespa crabro)

Impression générale	Corps globalement sombre, brun-noir	Plus jaune et roux dans l’ensemble
Tête	Face orangée vue de face	Tête plus rousse, face plus jaune
Abdomen	Majoritairement sombre, avec une bande orangée marquée	Largement jaune avec bandes brunes
Pattes	Extrémités nettement jaunâtres	Plus uniformément brunes
Activité hors du nid la nuit	Cesse dès la tombée de la nuit	Peut encore voler de nuit

Repère de terrain : un insecte globalement sombre, avec une face orangée, des extrémités de pattes jaunâtres et un abdomen moins jaune que celui du frelon européen mérite une vérification attentive. Aucun critère isolé ne suffit toujours : il faut raisonner par indices convergents.

Fig 2 : Identifier le frelon asiatique,Source www.frelonasiatique.ch (photo: Carine Vogel)

2.2. Reconnaître son comportement au rucher

Au rucher, l’indice comportemental le plus fort est le vol stationnaire devant le trou de vol : un insecte qui reste face à l’entrée pendant plusieurs secondes, puis repart ou tente de saisir une butineuse. Pour l’apiculteur, c’est un repère de terrain majeur, surtout lorsqu’il est observé de manière répétée. Les observations sont plus probables les jours chauds et ensoleillés, et plus rares par temps froid ou pluvieux.

Période	Ce que vous observez	Rythme de surveillance
Mars – juillet	Jeunes reines, nids primaires dans les lieux abrités	Occasionnelle, lors des visites au rucher
À partir de juillet	Individus aux abreuvoirs, sur les sources de nourriture et devant le trou de vol	Attention croissante
Août – fin novembre	Vol stationnaire, captures de butineuses en vol	1 fois par semaine minimum, 30 min, entre 9 h et 19 h
Novembre – début décembre	Risque de prédation directe à l’intérieur des ruches	Vigilance accrue
Présence confirmée à moins de 2 km	Tout comportement de chasse devant les ruches	Renforcée si possible

Signal clé au rucher : une répétition de vols stationnaires devant le trou de vol renforce fortement la suspicion.

2.3 Cycle annuel du frelon asiatique

Fig 3 : Cycle annuel du frelon asiatique. Source: MNHN (Frankreich) Foto: JH = J. Haxaire, MD = M. Duret, QR = Q. Rome, CV = C. Villemant.

Période	Ce qui se passe
Mars – avril	Les jeunes reines fécondées sortent de l’hivernage, selon la région et les conditions climatiques, lorsque les températures atteignent environ 12 à 15 °C. Elles cherchent un lieu abrité pour construire un nid primaire.
Printemps	La reine construit les premières cellules, pond quelques œufs et élève seule les premières larves.
Après 4 à 6 semaines	Les premières ouvrières émergent. Elles prennent en charge le nid et le soin au couvain, tandis que la reine se consacre ensuite à la ponte.
Dès juillet	Dans environ 70 % des cas, la colonie se déplace vers un nid secondaire, le plus souvent situé dans la couronne d’un arbre, souvent à plus de 10 m du sol.
Été	La colonie croît fortement. Le nid secondaire peut devenir nettement plus grand que le nid primaire.
Début d’automne	La colonie produit des mâles et des femelles sexuées, futures reines.
Octobre – novembre	Les jeunes reines fécondées quittent le nid pour hiverner.
Fin d’automne – hiver	Les ouvrières, les mâles et les dernières larves meurent. Seules les jeunes reines hivernent. Le nid n’est jamais réutilisé.
De mai à fin novembre, parfois décembre	La période de vol s’étend globalement sur cette durée. L’espèce est principalement diurne et cesse ses activités hors du nid à la tombée de la nuit.

2.3. Reconnaître un nid

Il faut distinguer clairement nid primaire et nid secondaire : ils ne se cherchent ni au même moment ni aux mêmes endroits. Dans environ 70 % des cas, la colonie migre dès juillet vers un nid secondaire. Tout nid devrait être annoncé, quelle que soit la saison : même un nid vide en hiver reste utile pour documenter l’expansion de l’espèce.

Critère	Nid primaire	Nid secondaire

Quand	Mars – juillet	Dès juillet, puis jusqu’à l’automne
Où	Lieu abrité, souvent accessible : avant-toit, garage, cabane, encadrement de fenêtre, parfois buisson	Couronne d’un arbre, souvent > 10 m ; parfois buisson ou sol
Aspect général	Petit, souvent sphérique, gris clair	Beaucoup plus volumineux
Visibilité	Souvent repérable à vue d’œil ou par hasard	Souvent difficile à voir en feuillage ; plus facile après la chute des feuilles
Quoi faire	Signaler rapidement	Signaler, ne pas approcher

Fig 4 : Règle de terrain : un nid souvent en forme de poire, librement suspendu dans la couronne d’un arbre, souvent à plus de 10 m du sol, parfois aussi dans un buisson ou plus rarement au sol, évoque plutôt le frelon asiatique ; il devient souvent beaucoup plus volumineux qu’un nid primaire et reste difficile à repérer en feuillage, puis plus visible après la chute des feuilles. Un nid caché dans une cavité (tronc, mur, toiture) évoque plutôt le frelon européen ; au printemps, les petits nids peuvent toutefois se ressembler, donc il ne faut pas conclure à partir du nid seul.

2.4. Les confusions à éviter

Deux confusions sont particulièrement fréquentes et importantes :

Le frelon européen : espèce indigène, plus jaune et plus rousse dans son apparence générale.
Le nid de frelon européen : morphologie très similaire, surtout en début de saison. Sans individu photographié, il peut être impossible de distinguer les deux à distance.

Règle absolue : ne jamais conclure à partir du nid seul. Toujours essayer de photographier un individu avant d’agir.

Fig 5: Toutes les espèces indigènes sont à protéger absolument ! Il est donc indispensable de ne pas les piéger ni détruire les nids qui ne dérangent pas. Source: BAFU

3. Que faire en cas de suspicion ?

Objectif
Transformer l’observation en conduite correcte : observer sans risque, documenter efficacement, annoncer rapidement et comprendre ce qui se passe ensuite.

Face à un insecte ou à un nid suspect, l’objectif n’est pas de gérer le problème soi-même, mais de documenter correctement la situation, rester en sécurité et transmettre rapidement l’information. Plus l’annonce est précoce et exploitable, plus les chances de réaction efficace sont élevées.

3.1. Observer sans se mettre en danger

Ne pas s’approcher à moins de 5 m d’un nid suspect.
Ne pas vibrer le support, ne pas souffler en direction du nid, éviter les gestes brusques.
Ne pas tenter de capturer l’insecte à la main.
Au rucher, observer sobrement : présence répétée devant le trou de vol, comportement de chasse, fréquentation d’un abreuvoir.

Si les frelons commencent à voler en votre direction de manière agitée, éloignez-vous immédiatement, sans courir.

Réflexe pratique : observer, reculer, documenter. Pas intervenir.

3.2. Documenter correctement le cas

Photo ou vidéo : critère minimum

Au moins un individu clairement visible et exploitable.
Une photo trop floue ou prise de trop loin rend souvent l’identification impossible.
Un smartphone suffit : il n’est pas nécessaire d’avoir un appareil professionnel.
Ne pas attendre une image parfaite : une photo imparfaite mais utile vaut mieux qu’aucune image.

Informations à noter

Date et heure
Lieu précis : commune, lieu-dit ou coordonnées GPS si possible
Contexte : rucher à proximité, bâtiment, lisière de forêt, point d’eau, hauteur approximative du nid

3.3. Annoncer le cas

La procédure est publique, gratuite et réalisable avec un smartphone. Elle s’applique aussi bien à l’observation d’un insecte qu’à la découverte d’un nid primaire ou d’un nid secondaire.

Plateformes officielles

Informations demandées : nom, prénom, adresse e-mail, numéro de téléphone, photos et localisation.

Il n’est pas nécessaire de confirmer seul à 100 % avant d’annoncer : un cas plausible et correctement documenté vaut mieux qu’une annonce trop tardive.

3.4. Ce qui se passe après l’annonce

En règle générale, les annonces sont traitées rapidement. Si le cas n’est pas retenu, vous en êtes informé. Si la présence du frelon asiatique est confirmée, l’information est transmise aux acteurs compétents afin d’organiser la suite de la prise en charge.

Ce qui reste attendu de l’apiculteur après confirmation :

Renforcer la surveillance du rucher dans le secteur concerné
Signaler tout nouveau cas
Laisser les suites opérationnelles aux personnes compétentes

4. Protéger le rucher : ce qui est étayé, ce qui ne l’est pas, ce qui reste en test

Objectif
Distinguer clairement les mesures de protection les mieux étayées, celles qui ne sont pas recommandées à ce stade, et celles qui restent encore en cours d’évaluation.

Protéger un rucher contre le frelon asiatique ne consiste pas à multiplier les dispositifs, mais à choisir des mesures proportionnées à la pression réelle. Le tableau suivant résume l’état actuel des connaissances.

Statut actuel	Mesure	Message pratique
Le plus étayé	Surveillance renforcée du rucher et des abreuvoirs	Mesure de base, à intensifier en cas de présence confirmée
Le plus étayé dans les zones fortement touchées	Grille de protection (muselière) devant le trou de vol	Option concrète lorsque la pression devient forte et confirmée
Non recommandé à ce stade	Piégeage autour des ruches ou piégeage massif de printemps	Aucune efficacité convaincante démontrée, nombreuses prises accessoires
En cours d’évaluation	Volières, harpes électriques, détection automatisée	Pistes intéressantes, mais pas encore solution standard pour tous

4.1. Les mesures aujourd’hui les plus étayées

La première protection reste la surveillance renforcée. Elle permet de détecter plus tôt une présence, d’évaluer la pression sur le rucher et d’adapter la suite de la réponse.

Période	Fréquence	Ce que vous observez
Juillet	Occasionnelle	Premiers individus aux abreuvoirs et aux abords du rucher
Août – novembre	1 fois par semaine, jours ensoleillés, 9 h–19 h, 30 min	Vol stationnaire devant le trou de vol, captures en vol
Présence confirmée à moins de 2 km	Renforcée si possible	Tout comportement de chasse devant les ruches

Dans les zones fortement touchées, les colonies peuvent aussi être protégées par une grille de protection (muselière) devant le trou de vol. C’est aujourd’hui la mesure matérielle la plus clairement mise en avant. Elle peut gêner la capture en vol stationnaire, sans remplacer pour autant l’annonce des cas, la recherche des nids ou la coordination des interventions.

Lecture pratique : surveillance d’abord, muselière lorsque la pression le justifie.

4.2. Les mesures non recommandées à ce stade

Les pièges-bouteilles ne constituent pas une solution standard pour protéger les ruches.

Aucune étude n’a montré de manière convaincante qu’ils réduisent la pression de prédation sur les colonies.
Ils capturent aussi de nombreuses espèces non ciblées : abeilles sauvages, syrphides, guêpes indigènes.
Dans certains cantons, la capture d’insectes peut être soumise à autorisation.

Les pièges vendus comme « sélectifs » ne peuvent pas non plus être recommandés à ce stade. Leur efficacité et leur sélectivité restent insuffisamment quantifiées.

Le piégeage massif de reines au printemps n’a pas, à ce jour, démontré une réduction convaincante du nombre de nids.

La conclusion la plus robuste reste donc la suivante : les pièges ne constituent pas aujourd’hui une mesure de protection standard du rucher.

4.3. Les dispositifs encore en évaluation

Plusieurs pistes paraissent prometteuses, mais relèvent encore de l’évaluation plutôt que de la pratique courante.

Dispositif	Statut
Volières ou filets de protection	Résultats prometteurs, mais contraintes pratiques importantes
Harpes électriques	Étudiées, mais résultats à confirmer selon les contextes
Détection automatisée et outils de suivi	En développement ou en test, surtout pour la détection et la recherche de nids

Ces dispositifs méritent d’être suivis, mais ils ne constituent pas encore des recommandations généralisées pour tous les ruchers.

5. Éviter les faux pas : sécurité, annonces et fausses bonnes idées

Objectif
Identifier les erreurs les plus fréquentes face au frelon asiatique et donner la ligne de conduite simple qui permet de les éviter.

En cas de suspicion : les erreurs à éviter

Ne pas approcher un nid à moins de 5 m
Ne pas tenter de détruire un nid soi-même
Ne pas se fier aux « solutions miracles »
Ne pas retarder l’annonce en voulant tout vérifier seul
Documenter, annoncer, puis laisser la suite aux personnes compétentes ►frelonasiatique.ch

Avec le frelon asiatique, l’erreur classique consiste à vouloir agir vite et seul. Or, la ligne la plus sûre n’est pas l’improvisation, mais une séquence simple : reconnaître, documenter, annoncer, puis laisser la recherche du nid et la lutte aux personnes compétentes.

5.1. Ne pas intervenir seul sur un nid

Le premier faux pas est de vouloir approcher, manipuler ou détruire soi-même un nid. En présence d’un nid suspect, il faut rester à au moins 5 m, éviter de le déranger et l’annoncer.

Ne pas approcher inutilement ni tenter d’agir seul.
Ne pas secouer, vibrer ou ouvrir l’environnement immédiat du nid.
Laisser l’évaluation et l’élimination aux personnes compétentes.

Le rôle de l’apiculteur est central pour la surveillance et le signalement, pas pour l’élimination technique du nid.

5.2. Ne pas se fier aux solutions miracles

De nombreuses informations erronées circulent, en particulier au sujet des méthodes de lutte. Une méthode séduisante n’est pas forcément une méthode valable.

Trois questions à se poser avant d’adopter une méthode

A-t-elle été testée sérieusement ?
Est-elle recommandée par les acteurs compétents ?
Est-elle autorisée en Suisse ?

Si la réponse à l’une de ces questions est non ou inconnue, mieux vaut ne pas l’utiliser.

À éviter concrètement

Recettes circulant sur les réseaux sociaux ou sur YouTube
Offres commerciales sans référence scientifique vérifiable
Usage du feu contre un nid
Usage d’armes à feu
Substances chimiques non autorisées ou utilisées hors cadre

Il ne faut pas confondre « faire quelque chose » avec « faire juste ». Une méthode inefficace, dangereuse ou non autorisée peut aggraver la situation au lieu de la résoudre.

5.3. Ne pas retarder l’annonce en voulant tout vérifier soi-même

Un autre faux pas fréquent consiste à attendre trop longtemps, soit parce qu’on veut confirmer l’espèce avec une certitude absolue, soit parce qu’on espère régler le problème sans passer par la plateforme. En pratique, mieux vaut transmettre un cas plausible et correctement documenté que différer l’annonce jusqu’à ce qu’il soit trop tard.

Cela vaut aussi pour les nids découverts tardivement. Même en hiver, un nid secondaire vide reste utile à signaler : il documente l’expansion régionale et aide à préparer la saison suivante.

La ligne simple à garder

Reconnaître — insecte sombre, bande orangée, vol stationnaire devant le trou de vol
Observer — sans s’approcher à moins de 5 m, sans déranger
Documenter — photo avec individu visible, lieu, date, contexte
Annoncer — via ►frelonasiatique.ch
Protéger le rucher — surveillance renforcée, muselière si la pression le justifie
Ne pas intervenir sur le nid — laisser la suite aux personnes compétentes

En cas de question, il reste utile de se référer aux informations actualisées des plateformes officielles et des acteurs compétents de la filière apicole.

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Voir aussi :

Bibliographie sélective (liste complète dans l'article)

Bonnefond, L., Paute, S., & Andalo, C. (2021). Testing muzzle and ploy devices to reduce predation of bees by Asian hornets. Journal of Applied Entomology, 145(1–2), 145–157.

Groupe de travail Frelon asiatique. (2024). Frelon asiatique (Vespa velutina) : Recommandations (mise à jour du 6 mai 2024).

Herrera, C., Williams, M., Encarnação, J., Roura-Pascual, N., Faulhaber, B., Jurado-Rivera, J. A., & Leza, M. (2023). Automated detection of the yellow-legged hornet (Vespa velutina) using an optical sensor with machine learning. Pest Management Science, 79(3), 1225–1233.

O’Shea-Wheller, T. A., Corbett, A., Osborne, J. L., Recker, M., & Kennedy, P. J. (2024). VespAI: a deep learning-based system for the detection of invasive hornets. Communications Biology, 7(1), 354.

Pérez-Granados, C., Bas, J. M., Artola, J., Sampol, K., Bassols, E., Vicens, N., ... & Roura-Pascual, N. (2024). Testing the selectiveness of electric harps: a mitigation method for reducing Asian hornet impact at beehives. Journal of Apicultural Research, 63(2), 360–366.

Le sommeil des abeilles (Apis mellifera)

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Du mythe de l’abeille infatigable à la découverte du sommeil

Depuis l’Antiquité, l’abeille incarne le symbole du travail sans relâche : organisée, disciplinée, infatigable. Les fables, les manuels scolaires et les discours sur la « société idéale » en ont fait l’image d’une population entièrement vouée à l’activité. Pourtant, cette vision héroïque s’est révélée inexacte.

Les progrès récents de l’éthologie et de la neurobiologie ont bouleversé ce mythe : l’abeille domestique (Apis mellifera) dort bel et bien (Kaiser, 1988 ; Klein & Busby, 2020 ; Carcaud et al., 2023). Ce sommeil n’est ni accidentel ni marginal, mais constitue un processus vital pour l’équilibre de la colonie. Il s’accompagne de critères comportementaux précis : posture immobile, relâchement des antennes, respiration ralentie, réactivité sensorielle diminuée (Eban-Rothschild & Bloch, 2008 ; Kaiser, 1988). Pendant longtemps, ces périodes de repos passaient inaperçues, car elles survenaient dans l’obscurité de la ruche, à des heures où l’observateur humain était absent.

Les premières preuves objectives ont été apportées dans les années 1980 par Walter Kaiser : grâce à des enregistrements électromyographiques, il a distingué différents niveaux d’activité musculaire, du simple repos au sommeil profond (Kaiser, 1988). Ces observations ont permis de définir le premier cadre scientifique du sommeil chez Apis mellifera. Elles montrent que, tout comme les vertébrés, les abeilles disposent d’un mécanisme de régulation interne : après une privation de sommeil, elles dorment plus longtemps pour compenser le déficit, phénomène appelé « rebond homéostatique » (Eban-Rothschild & Bloch, 2008).

Le sommeil ne se limite donc pas à une pause énergétique. Il soutient la mémoire, la coordination et la stabilité du groupe. Une abeille reposée navigue mieux, danse plus précisément et communique plus efficacement (Klein et al., 2010 ; Zwaka et al., 2015). À l’échelle de la colonie, ces différences individuelles se traduisent par une amélioration mesurable de la performance collective : orientation, butinage, thermorégulation (Yaniv et al., 2022 ; Stabentheiner et al., 2021).

Ce renversement de perspective a des implications profondes. Il rappelle que la ruche n’est pas une machine à produire, mais un organisme vivant soumis à des cycles physiologiques. Comprendre le sommeil des abeilles, c’est comprendre comment la nature équilibre l’activité et le repos, la veille et le silence. Dans un monde où les ruchers sont souvent exposés à la lumière artificielle, aux vibrations et aux interventions fréquentes, redécouvrir ce besoin fondamental revient à redonner aux abeilles leur droit au calme (Carcaud et al., 2023 ; Zwaka et al., 2015).

2. Signes comportementaux et physiologiques du sommeil

Si l’existence du sommeil chez Apis mellifera ne fait plus de doute, sa manifestation concrète reste fascinante. Les chercheurs distinguent plusieurs niveaux de repos, du simple relâchement musculaire à un sommeil profond comparable à celui des vertébrés (Kaiser, 1988 ; Eban-Rothschild & Bloch, 2008 ; Klein & Busby, 2020).

Une abeille endormie adopte une posture typique : tête inclinée, antennes pendantes, ailes abaissées, pattes avant faiblement agrippées au support. Les antennes, d’ordinaire en mouvement constant, deviennent immobiles – signe d’une vigilance sensorielle réduite et d’un ralentissement métabolique (Kaiser, 1988 ; Klein et al., 2010).

Illustration 1: Abeille endormie (tête inclinée, antennes pendantes, ailes abaissées, pattes avant faiblement agrippées) Souce : généré par IA

Les mesures thermographiques révèlent une baisse d’un à deux degrés de la température thoracique durant le sommeil : une économie d’énergie collective analogue à celle observée chez les mammifères (Stabentheiner et al., 2021). Ces cycles veille-sommeil se répètent plusieurs fois par jour, synchronisés par l’alternance lumière-obscurité et par les signaux internes de la colonie (Yaniv et al., 2022).der Text

Certaines ouvrières dorment à l’intérieur même des alvéoles : ce « sommeil cellulaire », découvert par Klein & Busby (2020), représente environ 15 % du temps passé dans la cire. Les alvéoles offrent un microclimat stable, propice à la récupération, et démontrent que la ruche n’est pas un espace d’activité continue, mais un organisme rythmé par le repos et le silence (Carcaud et al., 2023).

Illustration 2 : (A) Vue claire de l'extrémité postérieure de l'abdomen d'une ouvrière, au centre. Il s'agit de la vue typique d'une abeille adulte à l'intérieur d'une alvéole lorsque l'on retire les cadres d'une ruche ou, dans le cas présent, lorsque l'on regarde à travers la vitre d'une ruche d'observation (Würzburg, Allemagne, 2006). (B-D) Vues exceptionnellement claires d'abeilles dormant à l'intérieur de cellules construites sur les fenêtres d'une ruche d'observation

Illustration 2: Visibilité des abeilles ouvrières au fond des alvéoles dans les ruches d'observation. Photos de Barrett Klein.

Le sommeil varie selon la caste et la fonction sociale. Les nourrices, jeunes ouvrières au service du couvain, dorment peu, mais souvent : leurs micro-siestes sont fragmentées sur l’ensemble des 24 heures, modulées par les phéromones larvaires qui stimulent leur éveil (Eban-Rothschild & Bloch, 2008 ; Traynor et al., 2014).

Les butineuses, plus âgées, présentent un sommeil nocturne consolidé ; sa profondeur augmente avec la fatigue et conditionne la précision de la danse frétillante du lendemain (Klein et al., 2010). Certaines butineuses, trop éloignées du nid au crépuscule, s’endorment à l’extérieur. Accrochées à une fleur ou une tige, elles abaissent leurs antennes et se figent complètement. Ce sommeil de substitution, bien que risqué, leur permet de récupérer avant le vol de retour. Ces observations rappellent la flexibilité comportementale d’Apis mellifera : même le repos s’adapte aux contraintes environnementales (Klein et al., 2014).

La reine, dont l’activité est quasi continue, alterne des phases de repos métabolique brèves et peu circadiennes ; les phéromones royales qu’elle émet stabilisent les rythmes collectifs (Johnson et al., 2010 ; Cardoso-Junior et al., 2020). Des enregistrements comportementaux suggèrent que ces pauses, souvent de quelques secondes à quelques minutes, correspondent à de véritables phases de relâchement musculaire et de baisse métabolique – une forme de micro-sommeil fragmenté plutôt que d’endormissement consolidé.

Illustration 3 : Si nécessaire, les butineuses dorment aussi dans les fleurs. générée par l'IA.

Quant aux faux-bourdons, de leur côté, dorment longuement en dehors de leurs vols nuptiaux, souvent regroupés dans les zones périphériques plus fraîches de la ruche. Leur repos dépend fortement de la température ambiante (Fahrenholz et al., 1989). Leur cycle veille-sommeil suit un rythme circadien bien marqué : la majorité des mâles s’activent simultanément en milieu d’après-midi pour les vols de reproduction, puis demeurent inactifs le reste du temps (Neubauer et al., 2023).

Enfin, en hiver, le sommeil devient collectif : les abeilles du centre de la grappe dorment par épisodes tandis que celles de la périphérie produisent la chaleur nécessaire à la survie (Oliver, 2016 ; Minaud et al., 2024). Ce ballet permanent entre repos et activité incarne la thermorégulation vivante du superorganisme.

Ainsi, le sommeil des abeilles n’est pas un simple état de torpeur, mais un mécanisme intégré de la physiologie et de la cohésion sociale : chaque individu se repose un peu pour que la ruche, elle, reste toujours éveillée à la vie. (Seeley, 2019).

3. Bases neuronales et fonctions cognitives du sommeil

Derrière l’immobilité apparente d’une abeille endormie se cache une activité cérébrale étonnamment ordonnée. Les avancées récentes en neurobiologie ont permis d’observer pour la première fois les signatures neuronales du sommeil chez Apis mellifera (Carcaud et al., 2023 ; Kaiser, 1988 ; Klein & Busby, 2020). Grâce à des microélectrodes et à l’imagerie calcique à deux photons, les chercheurs ont identifié des cycles d’activité cérébrale distincts, comparables à ceux observés lors du sommeil lent des vertébrés (Carcaud et al., 2023).

Le cerveau de l’abeille, bien que minuscule, possède des structures spécialisées : les lobes antennaires, dédiés au traitement des odeurs, et les corps pédonculés, véritables centres de la mémoire et de l’apprentissage (Giurfa, 2015). Pendant le sommeil, ces régions ne s’éteignent pas : elles se synchronisent. L’activité neuronale devient plus cohérente, la réponse sensorielle s’atténue, et le métabolisme se stabilise. Carcaud et al. (2023) ont montré qu’il est possible de distinguer les états de veille et de repos avec plus de 90 % de fiabilité en analysant la dynamique du lobe antennaire. Pendant le repos, les neurones communiquent de façon plus harmonieuse, comme si le cerveau « recalibrait » ses circuits après l’agitation de la journée.

Le neurotransmetteur GABA joue un rôle central dans ce processus. En réduisant l’excitabilité des circuits moteurs et sensoriels, il induit une inhibition douce du système nerveux, permettant aux réseaux de se rééquilibrer (Kaiser, 1988 ; Klein & Busby, 2020). Ce mécanisme, appelé homéostasie neuronale, est essentiel pour la stabilité du comportement et de la cognition. L’abeille ne dort pas pour s’arrêter, mais pour maintenir la justesse de ses connexions neuronales.

Les expériences de privation de sommeil confirment cette fonction : après plusieurs heures d’activité continue, les abeilles montrent une baisse de précision dans la danse frétillante et des erreurs de navigation (Klein et al., 2010). Une nuit de repos suffit à restaurer la performance. Le sommeil agit donc comme un outil de maintenance cognitive. Il consolide la mémoire, renforce les apprentissages olfactifs et améliore la coordination sociale (Eban-Rothschild & Bloch, 2008 ; Beyaert et al., 2012 ; Klein & Busby, 2020).

Illustration 4 : abeille équipée d'un dispositif d'identification par radiofréquence (RFID). Selon Beyaert et al., 2012, générée par l’IA

L’étude de Zwaka et al. (2015) a même montré que le cerveau de l’abeille rejoue, pendant le sommeil, les expériences olfactives apprises la veille : les abeilles exposées à une odeur familière durant le repos s’en souvenaient mieux le lendemain. Ce phénomène de « réactivation mnésique » rappelle celui observé chez l’homme et d’autres animaux supérieurs (Zwaka et al., 2015 ; Yaniv et al., 2022). Ainsi, le sommeil apparaît comme un état actif et réparateur du cerveau, où se tissent les liens entre apprentissage, mémoire et stabilité comportementale.

4. Régulation sociale et mémoire collective du sommeil

Dans la ruche, le sommeil n’est jamais une affaire individuelle. Chaque abeille dort au cœur d’un environnement dense de signaux thermiques, vibratoires et chimiques qui influencent directement la qualité et la durée de son repos (Eban-Rothschild & Bloch, 2008 ; Klein & Busby, 2020). Les recherches menées par Eban-Rothschild et Bloch (2012) ont montré que les abeilles isolées dorment moins et de manière plus fragmentée que celles intégrées à une colonie. Il suffit parfois de les exposer à l’air de la ruche – saturé de phéromones – pour restaurer un rythme normal de sommeil. Le repos des abeilles est donc socialement synchronisé.

Les phéromones royales, diffusées en continu par la reine et transmises par contact entre ouvrières, exercent un effet apaisant sur l’ensemble du groupe (Pankiw, 2004). Elles stabilisent le comportement collectif et contribuent à une forme de cohérence sociale. À l’inverse, les phéromones larvaires stimulent les nourrices et réduisent temporairement leur sommeil, garantissant une attention constante au couvain (Traynor et al., 2014). Les phéromones ne se contentent pas de transmettre des informations comportementales : elles modulent aussi la physiologie. Certaines influencent l’expression de gènes liés au rythme circadien et à la plasticité neuronale, illustrant la profondeur du lien entre communication sociale et biologie du repos (Yaniv et al., 2022).

Outre les signaux chimiques, les abeilles échangent des informations par vibrations. Les battements d’ailes, les mouvements des pattes et la danse frétillante génèrent des ondes mécaniques qui se propagent dans la cire (Tautz, 2008). Ces vibrations structurent la vie de la ruche : elles coordonnent la thermorégulation, la distribution des tâches et même les phases d’éveil et de repos (Seeley, 2019 ; Stabentheiner et al., 2021). Dans une colonie calme, les vibrations sont faibles et régulières. Lorsqu’un danger survient – coup sur la ruche, intrusion, prédateur –, un signal vibratoire plus fort provoque un réveil collectif quasi instantané. Ce mécanisme garantit que la ruche reste toujours partiellement vigilante, même pendant la nuit. On parle alors d’une « veille partielle », où certaines voies sensorielles demeurent actives, notamment celles liées aux phéromones d’alarme (Kirchner, 1993).

Cette organisation rythmique illustre le caractère émergent de la cognition collective : les cycles veille-sommeil individuels s’entrelacent pour produire une cohérence à l’échelle du superorganisme (Seeley, 2019 ; Yaniv et al., 2022). Une colonie bien reposée communique plus efficacement, partage mieux les informations de butinage et conserve une mémoire spatiale plus stable (Klein & Busby, 2020 ; Zwaka et al., 2015).

Le sommeil devient ainsi un phénomène de groupe, comparable à une respiration commune. Pendant que certaines ouvrières dorment, d’autres assurent la garde, la ventilation ou le soin du couvain, maintenant une vigilance minimale (Eban-Rothschild & Bloch, 2008). L’alternance entre activité et silence n’est pas un hasard, mais une stratégie adaptative : elle permet à la ruche d’être toujours prête sans jamais s’épuiser.

Les perturbations d’origine humaine – lumière artificielle, vibrations mécaniques, bruit continu – désorganisent cette synchronisation (Zwaka et al., 2015 ; Yaniv et al., 2022). Les abeilles deviennent arythmiques, dorment moins, communiquent moins bien. À long terme, cette fragmentation du sommeil affaiblit la cohésion du groupe et diminue sa résilience. Préserver la nuit de la ruche, c’est donc aussi préserver la mémoire collective du vivant.

5. Sommeil hivernal et thermorégulation

Quand l’hiver s’installe et que les fleurs disparaissent, la colonie d’abeilles se replie : les individus cessent leurs activités extérieures et forment la grappe hivernale, une sphère vivante qui assure la survie du groupe (Seeley, 2019 ; Stabentheiner et al., 2021). Ce phénomène unique chez les insectes sociaux associe thermorégulation et repos (Oskin et al., 2022).

Au cœur de la grappe, les abeilles s’agglutinent si étroitement que leurs thorax constituent un réseau conducteur de chaleur. Celles du centre profitent d’une température stable, entre 25 et 30 °C, et dorment par épisodes entrecoupés de brèves phases d’activité (Oliver, 2016 ; Minaud et al., 2024). Les ouvrières de la périphérie, exposées au froid, contractent leurs muscles thoraciques pour produire la chaleur nécessaire, puis se déplacent vers le centre lorsqu’elles se fatiguent — un roulement continu qui équilibre veille et repos (Seeley & Visscher, 1985).

Illustration 5 : Au cœur de la grappe, les abeilles dorment par épisodes entrecoupés de brèves phases d’activité. Générée par l’IA.

La grappe « respire » lentement : elle se contracte ou se dilate selon la température extérieure (Oskin & Ovsyannikov, 2019). Ce mouvement collectif maintient la ruche vivante même dans des conditions extrêmes (Stabentheiner et al., 2021). Les observations thermographiques montrent un cœur presque constant en température, tandis que la périphérie subit d’importantes variations. Les abeilles y dorment peu, par micro-pauses rapides (Mitchell, 2023). Le sommeil prend ici une dimension communautaire : aucune abeille n’hiberne vraiment, mais le superorganisme alterne des phases d’activité réduite et de repos collectif (Minaud et al., 2024 ; Seeley, 2019).

La reine reste au centre, nourrie par des ouvrières d’hiver. Sa ponte s’interrompt : signe d’un repos métabolique (Seeley, 2019). Les abeilles d’hiver, au métabolisme ralenti, vivent plusieurs mois grâce à une consommation maîtrisée des réserves de miel (DeGrandi-Hoffman et al., 2025). Tout dérangement — ouverture, vibration, choc — rompt cet équilibre : la reprise de la production de chaleur entraîne une perte d’énergie irréversible (Seeley & Visscher, 1985 ; Oliver, 2016).

Les colonies laissées tranquilles conservent mieux leurs réserves et survivent davantage (St. Clair et al., 2022). Une simple précaution — éviter les manipulations hivernales — suffit souvent à faire la différence. Ce sommeil collectif incarne l’intelligence thermique du vivant : sans coordination consciente, des milliers d’abeilles ajustent en permanence repos et activité pour maintenir la chaleur du nid. Chaque individu dort un peu pour que la colonie, elle, demeure éveillée à la vie.

6. Apiculture du repos : recommandations pratiques

Les connaissances récentes sur le sommeil des abeilles ne relèvent plus seulement de la recherche fondamentale : elles ouvrent la voie à une apiculture plus respectueuse des rythmes biologiques. Préserver le repos de la colonie, c’est améliorer sa santé, sa cohésion et sa productivité (Eban-Rothschild & Bloch, 2012 ; Klein & Busby, 2020). Une ruche bien reposée apprend mieux, résiste mieux et travaille plus efficacement le lendemain (Zwaka et al., 2015).

6.1 Observer sans troubler

Toute observation influence le comportement de la colonie. Les manipulations, les vibrations et la lumière artificielle interrompent le sommeil collectif et désorganisent les rythmes circadiens (Yaniv et al., 2022). Pour limiter cet impact, il est recommandé d’observer les ruches uniquement si nécessaire, en conditions calmes et sans chocs. Les couvre-cadres transparents facilitent l’observation sans ouvrir la ruche. Lorsqu’une intervention est nécessaire, mieux vaut remplacer la fumée par un léger brouillard d’eau tiède, qui apaise sans altérer les signaux chimiques internes.

6.2 Réduire les stress lumineux et vibratoires

Les études de Kim et al. (2024) et Tackenberg et al. (2020) montrent que la lumière réduit la durée et la profondeur du sommeil, tandis que les vibrations chroniques induisent un état de vigilance permanente. Placer les ruches à distance des lampadaires, routes ou machines agricoles devient donc un geste sanitaire à part entière. Les supports en bois ou caoutchouc amortissent les vibrations mieux que le métal. Autour du rucher, des haies ou talus végétalisés contribuent à filtrer la lumière et à stabiliser le microclimat nocturne.

6.3 Limiter les stress chimiques

Les pesticides et traitements répétés affectent la physiologie du sommeil (Tackenberg et al., 2020 ; Klein & Busby, 2020). Les néonicotinoïdes perturbent les circuits neuronaux impliqués dans la veille et la mémoire ; même à faibles doses, ils désynchronisent l’horloge interne et réduisent la cohésion comportementale (Chakrabarti et al., 2015). Choisir des emplacements éloignés des cultures traitées, utiliser des traitements doux et limiter les interventions inutiles permet de préserver les cycles naturels de repos et d’éveil.

6.4 Relier repos et immunité

Un sommeil régulier renforce la résistance immunitaire (Evans & Spivak, 2010 ; Klein & Busby, 2020). Les colonies privées de repos présentent des charges virales plus élevées et une vulnérabilité accrue au Varroa destructor (DeGrandi-Hoffman et al., 2025). À l’inverse, les ruchers calmes développent une meilleure immunité sociale : les abeilles y maintiennent des comportements sanitaires plus efficaces (nettoyage, élimination des larves infectées) et une thermorégulation plus stable (Stabentheiner et al., 2021).

6.5 Promouvoir une éthique du calme

L’apiculture du repos repose avant tout sur une attitude : intervenir moins, observer plus (Seeley, 2019). Respecter le calme nocturne et les pauses naturelles de la ruche, c’est redonner aux abeilles le temps d’exprimer leurs mécanismes d’autorégulation (Eban-Rothschild & Bloch, 2008). Une colonie laissée tranquille dort mieux, communique mieux et survit mieux. Ce respect des rythmes internes constitue l’un des meilleurs indicateurs de durabilité apicole (Seeley, 2019).

7. Conclusion

Le sommeil des abeilles, longtemps ignoré, apparaît aujourd’hui comme un pilier de leur biologie sociale. Ce phénomène, à la fois neuronal, physiologique et collectif, relie les niveaux d’organisation du vivant : le corps individuel, le cerveau, la colonie et l’écosystème.
Les avancées récentes ont montré que le sommeil soutient non seulement la mémoire et la coordination, mais aussi la santé et la résilience du groupe. Une colonie reposée apprend mieux, communique plus précisément et résiste davantage aux perturbations extérieures.

À l’inverse, la lumière artificielle, les vibrations et les pesticides désorganisent les rythmes circadiens, fragmentent les phases de repos et fragilisent la cohésion du superorganisme. Le manque de sommeil ne se traduit pas par une fatigue visible, mais par une perte progressive d’efficacité : danses moins précises, navigation erratique, soins au couvain altérés. Ces effets cumulatifs affaiblissent silencieusement la colonie, parfois plus sûrement qu’une carence alimentaire.

L’apiculture moderne a beaucoup appris sur la nutrition, la santé et la sélection, mais peu sur le repos. Or, la stabilité d’un rucher ne dépend pas seulement des ressources disponibles, mais aussi du respect des rythmes internes. Observer la ruche endormie, c’est percevoir la respiration d’un organisme collectif. Une apiculture durable devrait désormais intégrer cette dimension invisible : protéger la nuit, réduire les stimuli inutiles, favoriser le calme et l’isolation naturelle.

Dans un monde saturé de lumière et de bruit, les abeilles nous rappellent une évidence écologique : l’efficacité du vivant repose sur l’alternance entre activité et silence.
Leur sommeil n’est pas une faiblesse, mais une forme de sagesse. Respecter ce temps de repos, c’est renouer avec le rythme fondamental du vivant — celui qui unit la performance, la mémoire et la paix du monde naturel.

Voir aussi:

Bibliographie

Beyaert, L., Greggers, U., & Menzel, R. (2012). Honeybees consolidate navigation memory during sleep. Journal of Experimental Biology, 215(22), 3981–3988. https://doi.org/10.1242/jeb.075499

Bloch, G. (2013). Animal activity around the clock with no overt circadian rhythms. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 280(1765), 20130019. https://doi.org/10.1098/rspb.2013.0019

Carcaud, J., Otte, M., Grünewald, B., Haase, A., Sandoz, J.-C., & Beye, M. (2023). Multisite imaging of neural activity using a genetically encoded calcium sensor in the honey bee. PLoS Biology, 21(1), e3001984. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.3001984

Cardoso-Junior, C. A. M., Ronai, I., Hartfelder, K., & Oldroyd, B. P. (2020). Queen pheromone modulates the expression of epigenetic modifier genes in the brain of honeybee workers. Biology Letters, 16(12), 20200440. https://doi.org/10.1098/rsbl.2020.0440

Eban-Rothschild, A. D., & Bloch, G. (2008). Differences in the sleep architecture of forager and young honeybees (Apis mellifera). Journal of Experimental Biology, 211(15), 2408–2416. https://doi.org/10.1242/jeb.016915

Eban-Rothschild, A., & Bloch, G. (2012). Social influences on circadian rhythms and sleep in insects. Advances in Genetics, 77, 1–32. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-387687-4.00001-5

Eban-Rothschild, A., & Bloch, G. (2015). The colony environment modulates sleep in honey bee workers. Journal of Experimental Biology, 218(3), 404–411. (PDF) The colony environment modulates sleep in honey bee workers

Eiri, D. M., & Nieh, J. C. (2012). A nicotinic acetylcholine receptor agonist affects honey bee sucrose responsiveness and decreases waggle dancing. Journal of Experimental Biology, 215(12), 2022–2029. https://doi.org/10.1242/jeb.068718

Fahrenholz, L., Lamprecht, I., & Schricker, B. (1989). Thermal investigations of a honey bee colony: Thermoregulation of the hive during summer and winter and heat production of members of different bee castes. Journal of Comparative Physiology B, 159(5), 551–560. https://doi.org/10.1007/BF00694379

Fuchikawa, T., Beer, K., Linke-Winnebeck, C., & al. (2016). Potent social synchronization can override photic entrainment in honeybees. Nature Communications, 7, 11662. https://doi.org/10.1038/ncomms11662

Giurfa Martin. (2015). Learning and cognition in insects. Wiley Interdisciplinary Reviews: Cognitive Science, 6(4), 383-395. https://doi.org/10.1002/wcs.1348

Haase, A., Moguilner, S., Tiraboschi, E., Fantoni, G., Strelevitz, H., Soleimani, H., Del Torre, L., & Hasson, U. (2025). Neuronal correlates of sleep in honey bees. Neural Networks, 181, 107575. https://doi.org/10.1016/j.neunet.2025.107575

Helfrich-Förster, C. (2018). Sleep in insects. Annual Review of Entomology, 63, 69–86. https://doi.org/10.1146/annurev-ento-020117-043201

Johnson, J. N., Hardgrave, E., Gill, C., & Moore, D. (2010). Absence of consistent diel rhythmicity in mated honey bee queen behavior. Journal of Insect Physiology, 56(7), 761–773. https://doi.org/10.1016/j.jinsphys.2010.01.004

Kaiser, W. (1988). Busy bees need rest, too: Behavioural and electromyographical sleep signs in honeybees. Journal of Comparative Physiology A, 163(5), 565–584. https://doi.org/10.1007/BF00603841

Kim, A. Y., Velazquez, A., Saavedra, B., Smarr, B., & Nieh, J. C. (2024). Exposure to constant artificial light alters honey bee sleep rhythms and disrupts sleep. Scientific Reports, 14(1), 25865. https://doi.org/10.1038/s41598-024-73378-9

Klein, B. A., Klein, A., Wray, M. K., Mueller, U. G., & Seeley, T. D. (2010). Sleep deprivation impairs precision of waggle dance signaling in honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences, 107(52), 22705–22709. https://doi.org/10.1073/pnas.1009439108

Klein, B. A., & Busby, J. (2020). Slumber in a cell: Honeycomb used by honey bees for food, brood, heating… and sleeping. Animal Behaviour, 167, 105–119. https://doi.org/10.1016/j.anbehav.2020.07.004

Oliver, R. (2016). The physics of the winter cluster. Scientific Beekeeping. https://scientificbeekeeping.com/the-physics-of-the-winter-cluster

Seeley, T. D., & Visscher, P. K. (1985). Survival of honeybees in cold climates: The critical timing of colony growth and reproduction. Ecological Entomology, 10(1), 81–88. https://doi.org/10.1111/j.1365-2311.1985.tb00537.x

Stabentheiner, A., Kovac, H., & Kramer, M. (2003). Endothermic heat production in honeybee winter clusters. Journal of Experimental Biology, 206(3), 353–358. https://doi.org/10.1242/jeb.00082

Tackenberg, M. C., Giannoni-Guzmán, M. A., Sanchez-Perez, E., & al. (2020). Neonicotinoids disrupt circadian rhythms and sleep in honey bees. Scientific Reports, 10, 17929. https://doi.org/10.1038/s41598-020-72041-3

Zwaka, H., Bartels, R., Lehmann, K., Jungeblut, T., Hober, J., & Menzel, R. (2015). Context-odor presentation during sleep enhances memory in honeybees. Current Biology, 25(21), 2869–2874. https://doi.org/10.1016/j.cub.2015.09.069

Bonnes pratiques pour visiter une colonie

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1) Observer avant d’ouvrir (sans intervention)

Objectif
Recueillir des informations fiables sans perturber la colonie.

À observer au trou de vol et analyse du tirroir

Intensité et régularité du trafic
Abeilles rentrant avec du pollen (indice fort de couvain ouvert)
Comportement général (calme, agitation, défense)
Abeilles rampantes, ailes déformées, mortalité excessive
Odeurs inhabituelles
Les déchets, débris et autres résidus observés sur les tiroires livrent de précieuses informations sur la dynamique et la santé des colonies.

Interprétation

Dans la grande majorité des situations, une observation attentive permet déjà de déduire :

la présence probable de couvain,
la vitalité générale de la colonie,
un éventuel stress alimentaire ou sanitaire.

⇒ Très souvent, cette étape suffit et rend l’ouverture inutile.

En savoir plus :
► Observations au trou de vol
► Les secrets passionnants de la lecture des déchets
► Aide-mémoire : 4.8.1 Observation au trou de vol
► Observations en temps réel

2) Décider s’il faut ouvrir la ruche

Principe fondamental

Pas d’objectif clair = pas d’ouverture.

Chaque ouverture entraîne un coût biologique pour la colonie. Ouvrir trop souvent augmente le stress, perturbe le microclimat du nid à couvain et mobilise inutilement des ressources internes pendant plusieurs dizaines d’heures.

Bonnes raisons d’ouvrir

Vérifier la présence de ponte
Évaluer l’état du couvain
Contrôler les réserves
Poser ou retirer un cadre ou une hausse
Diagnostiquer un problème suspecté
Effectuer une manipulation planifiée (traitement, division, remérage)

Mauvaises raisons

« Voir comment ça va »
« Parce qu’il fait beau »
« Parce que la ruche n’a pas été ouverte depuis longtemps »

En savoir plus :
► Dix conseils pour bien visiter une ruche
► Les visites : Points d'attention
► Installation et visite de la ruche

3) Préparer la visite (sécurité et biosécurité)

Objectif
Assurer une inspection efficace, sûre et sans risque sanitaire.

Conditions minimales

Température ≥ 15 °C
Temps sec, sans vent
Activité de vol visible

Équipement

Protection individuelle adaptée
Enfumoir avec fumée froide et modérée
Lève-cadres propre
Brosse à abeilles
Support pour cadres
Carnet ou application de suivi (Fiche de ruche)

Biosécurité

L’apiculteur est le principal vecteur de transmission des maladies au sein d’un rucher.

Visiter les colonies saines avant les colonies douteuses
Désinfecter les outils en cas de suspicion sanitaire
Changer de gants si nécessaire
Ne jamais échanger de cadres sans certitude sanitaire absolue

En savoir plus :
► Aide-mémoire : 4.1 Hygiène
► Matériel apicole
► Fiche de ruche
► L'entretien du matériel apicole

4) Ouvrir la ruche correctement

Objectif
Limiter le stress et le refroidissement du couvain.

Procédé

Intervention calme, sans vibrations
Enfumage léger à l’entrée (evt. que de l'eau)
Retrait du toit et du couvre-cadres
Enfumage très modéré sur le dessus des cadres
Retrait de la partition ou d'un cadre de rive pour créer de l’espace

⏱️ Durée cible : 10 à 15 minutes maximum.

Fumée ou eau ?

La fumée reste l’outil standard pour masquer les phéromones d’alarme.
Dans certaines situations (colonies calmes, visites très courtes, températures élevées), une légère pulvérisation d’eau peut constituer une alternative ponctuelle moins invasive : elle mobilise les abeilles au toilettage sans perturber fortement la communication chimique.

Cette option doit rester contextuelle, mesurée et cohérente avec l’objectif de la visite.

En savoir plus :
► Les visites : Points d'attention
► Matériel apicole

5) Examiner le couvain (cœur du diagnostic)

Objectif
Évaluer la vitalité et la régularité du développement.

Points de contrôle

Présence d’œufs, larves et couvain operculé
Aspect du couvain (compact, couleur uniforme)
Aspect des larves (nacrées, brillantes, bien segmentées sur le coté, baignant dans de la gelée royale)
Aspect des opercules (légèrement bombés (convexes), brun clair à ocre, intacts, non perforés et non affaissés)
Odeur neutre
Présence de cellules royales

Signaux d’alerte

Couvain très lacunaire (> 15% d'alvéoles vides)
Absence totale d’œufs
Opercules affaissés ou percés
Larves colorées ou brunâtre, mal positionnées, sans segmentation visible ou visqueuses, sans gelée royale

En savoir plus :
► Le volume du couvain
► De l’œuf à l’imago
► Le couvain sacciforme

6) Évaluer la reine (sans la chercher systématiquement)

Principe clé

On ne cherche pas la reine, on cherche la preuve de sa présence en visualisant sa ponte.

Dans la grande majorité des cas, la présence d’œufs correctement pondus constitue un indicateur fiable de la présence d’une reine fonctionnelle. Chercher systématiquement la reine est, pour la plupart des visites, une pratique inutile : cela augmente le risque d’écrasement, prolonge l’ouverture et n’apporte souvent aucune information supplémentaire.

Attention à l’interprétation des œufs

Plus rarement, notamment dans le cas de colonies bourdonneuses, des œufs peuvent également être observés. Ils sont alors souvent multiples dans une même cellule, parfois fixés aux parois plutôt qu’au fond. Cette situation s’accompagne généralement d’un couvain très irrégulier et majoritairement mâle. De plus, on observe un nombre plus important que d'habitude de faux-bourdons.

Présence de cellules royales

Dans la pratique, la disposition et le nombre de cellules royales peuvent fournir des indications supplémentaires :

La présence de plusieurs cellules royales, souvent situées en bordure ou en bas des cadres, est fréquemment associée à une préparation à l’essaimage, notamment en période de forte dynamique.
À l’inverse, la présence d’une ou de très rares cellules royales, isolées au sein du couvain, est plus souvent observée lors d’un remérage, lorsque la colonie remplace une reine vieillissante ou défaillante.

Ces éléments doivent toutefois toujours être interprétés en combinaison avec l’état du couvain, la saison et le comportement général de la colonie, et non comme des critères décisionnels isolés.

Comportements associés

Une ventilation marquée (bruissement) et persistante à l’intérieur de la ruche ou au trou de vol peut être observée dans différentes situations. Le plus souvent, elle correspond à une régulation normale de la température, de l’humidité ou du nectar. Ce n’est qu’en combinaison avec d’autres signaux anormaux (absence de couvain, agitation, ponte irrégulière, présence de faux-bourdons plus importante que d'habitude) qu’elle peut prendre une valeur diagnostique.

Marquage de la reine

Le marquage de la reine n’est pas indispensable au diagnostic. Il peut toutefois, dans certains contextes ciblés (suivi, remérage, élevage, pédagogie), faciliter son identification et contribuer à réduire le temps d’ouverture lors de visites spécifiques.

En savoir plus :
► Aide-mémoire : 4.5.1 Trouver la reine
► Essaimage
► La colonie bourdonneuse
► Dix conseils pour bien visiter une ruche

7) Évaluer la force du peuple et l’espace disponible

Objectif
Adapter le volume de la ruche à la dynamique de la colonie.

Indicateurs

Nombre de cadres occupés
Densité d’abeilles (une face d'un cadre de corps dadant complètement recouvert d'ouvrières totalise environ 1'400 abeilles)
Circulation interne

Décisions possibles

Ajouter une hausse
Ajouter un cadre garni d'une cire gaufrée
Reserrer avec une partition
Diviser la colonie

En savoir plus :
► Division de colonies
► Nucléi d'été avec les abeilles des hausses
► La construction des cadres

8) Vérifier les réserves (miel et pollen)

Diviser mentalement la surface du cadre corps en 20 sections de 100g.

Total par face = 2 kg
Total des de faces = 4 kg

Objectif
Prévenir famine qui peut bloquer la ponte.

À observer

Quantité de miel (voir calcul sous l'image à gauche)
Présence de pollen et de miel non operculé (qui signe les apports récents) à proximité du couvain
Accessibilité des réserves

Actions possibles

Nourrissement adapté à la saison
Réorganisation des cadres
Ajout ou retrait de cadres de miel (attention à la loque!)

En savoir plus :
► Tout sur le nourrissement
► Principes du nourrissement des abeilles
► La quantité de nourriture est déterminante

9) Détecter maladies et parasites

Objectif
Identifier précocement les problèmes sanitaires.

Approche globale de la santé de la colonie

L’identification précise des maladies apicoles peut s’avérer complexe. Dans la pratique, il est souvent plus pertinent de commencer par une question plus simple et plus robuste :

⇒ la colonie est-elle globalement saine ou non ?

Un peuple en bonne santé présente généralement :

un couvain régulier et homogène,
une population suffisante et dynamique,
un comportement calme et cohérent,
des réserves accessibles,
l’absence de signes manifestes de stress ou de mortalité anormale.

Lorsque ces critères sont réunis, il n’est pas nécessaire de rechercher activement une pathologie spécifique.
En revanche, en cas de doute persistant ou de signes inhabituels, il est recommandé de demander l’avis d’un apiculteur expérimenté ou de contacter un inspecteur apicole, plutôt que d’interpréter seul des symptômes incertains.

Points essentiels

La varroose ne se diagnostique pas à l’œil nu
Un suivi régulier et quantifié est indispensable
Les indices visuels seuls sont insuffisants

À surveiller

Varroa destructor
Loques (américaine / européenne)
Mycoses
Nosema
Prédateurs (frelon asiatique)

En cas de doute, noter et demander conseil avant d’agir ou avertir l'inspecteur.

En savoir plus :
► Varroa destructor
► Aide-mémoire : 2.1 Loque américaine
► Guide de la santé de l'abeille

10) Refermer la ruche correctement

Objectif
Permettre à la colonie de rétablir rapidement son équilibre.

Bonnes pratiques

Remettre les cadres dans le même ordre
Vérifier l’absence de reine sur les bords
Refermer sans écraser d’abeilles
Nettoyer les outils après la visite

11) Noter et interpréter la visite

À consigner systématiquement

Date et météo
Présence d’œufs
État du couvain
Réserves
Actions entreprises

Une visite non documentée est, du point de vue sanitaire, une visite incomplète.

En savoir plus :
► Fiche de ruche
► Conduite du rucher: Concept d'exploitation

12) Conclusion – Le principe clé à retenir

1. Bien visiter une ruche, ce n’est pas visiter souvent.

Chaque ouverture peut déséquilibrer la colonie pendant 24 à 48 heures.
Il est donc essentiel de limiter les interventions à celles vraiment utile .

⇒ Le moins possible, et autant que nécessaire.

2. Deux grandes inspections structurées sont idéales :

au printemps (sortie d’hivernage),
à l’automne (préparation à l’hivernage).

⇒ Le reste du temps, observer d’abord au trou de vol.

3. Ouvrir uniquement lorsqu’un objectif clair le justifie.

Cette approche respecte le bien-être des abeilles, réduit les risques sanitaires et permet une apiculture plus précise, plus durable et plus sereine.

Piqûres d’abeilles, risque allergique et développement de la tolérance

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

Résumé / Abstract

À partir d’une synthèse critique de la littérature scientifique et des principales recommandations internationales, cet article analyse les relations entre exposition répétée au venin d’abeille, réactions allergiques systémiques et mécanismes de tolérance immunologique. Il montre que la diminution des réactions locales ou la tolérance apparente observée chez certains apiculteurs ne constitue ni une garantie de protection durable, ni un indicateur fiable du risque individuel futur. Les données épidémiologiques révèlent une forte variabilité des estimations de prévalence, largement expliquée par des différences méthodologiques et par des biais de sélection, notamment le healthy beekeeper effet, comme le confirme une méta-analyse récente portant sur les apiculteurs à l’échelle mondiale (Carli et al., 2024).

L’article distingue clairement la sensibilisation immunologique du risque clinique réel et souligne les limites des marqueurs biologiques dans la prédiction individuelle des réactions graves. Il met en évidence le caractère fondamentalement différent entre l’exposition naturelle et la désensibilisation par une immunothérapie spécifique (venom immunotherapy VIT), seule stratégie dont l’efficacité protectrice contre les réactions systémiques sévères soit solidement démontrée.

De plus, une analyse critique de l’apithérapie par injection de venin d’abeille (BVT) montre que, malgré une littérature abondante, l’évidence clinique est largement affectée par des biais méthodologiques et ne met pas en évidence d’effets thérapeutiques robustes et reproductibles, comparables à ceux de la venom-immunothérapie.

Enfin, un chapitre de transfert vers la pratique propose des recommandations réalistes et proportionnées pour les apiculteurs, fondées sur la vigilance clinique, l’évaluation médicale lorsque nécessaire et la préparation aux situations d’urgence, sans dramatisation ni fausse sécurité. L’ensemble vise à articuler expérience apicole et connaissances scientifiques afin de promouvoir une gestion responsable et durable du risque allergique lié aux piqûres d’abeilles.

1. Du mythe de l’apiculteur “immunisé” à la réalité clinique

1.1 Une croyance solidement ancrée dans la pratique apicole

Dans le monde apicole, une affirmation revient avec une remarquable constance : « À force de se faire piquer, on s’habitue ». Cette idée est souvent formulée de manière rassurante, parfois même transmise comme un savoir empirique : les apiculteurs expérimentés seraient moins à risque que les débutants, et la répétition des piqûres agirait comme une forme de « vaccination naturelle » (Müller et al., 2005 ; Bilò & Bonifazi, 2008.

Cette croyance n’est ni marginale ni récente. Elle s’appuie sur des observations réelles : de nombreux apiculteurs rapportent des réactions locales de plus en plus discrètes au fil des années, une diminution de la douleur perçue, voire l’absence apparente de symptômes systémiques malgré une exposition répétée (Golden et al., 1989). Dans une activité où les piqûres sont fréquentes, parfois inévitables, cette interprétation joue un rôle psychologique important : elle rend le risque acceptable, maîtrisable, presque normal.

Illustration 1: Le mythe de l'apiculteur immunisé est dangereux

Mais cette logique repose sur une assimilation implicite qui mérite d’être interrogée : diminution de réactions visibles = diminution du risque immunologique. Or, cette équivalence n’est ni évidente, ni démontrée (Bonifazi et al., 2005).

1.2 Pourquoi ce mythe est intuitivement plausible

D’un point de vue immunologique simplifié, l’idée d’une tolérance acquise par exposition répétée paraît cohérente. Dans d’autres domaines (allergies respiratoires ou alimentaires), l’exposition progressive peut, dans certains contextes strictement contrôlés, conduire à une modulation de la réponse immunitaire (Akdis & Akdis, 2015). Il est donc tentant de transposer ce raisonnement aux piqûres d’abeilles.

De plus, l’observation quotidienne renforce cette impression : les apiculteurs les plus actifs sont aussi ceux qui semblent le moins affectés au quotidien. À l’inverse, des réactions sévères sont parfois rapportées chez des personnes peu exposées, ou après une longue période sans piqûre (Rueff et al., 2009). Ce contraste alimente l’idée d’un effet protecteur de la répétition, d’autant plus séduisant qu’il valorise l’expérience et l’endurance.

Cependant, cette plausibilité repose sur un raisonnement inductif fragile : elle confond corrélation apparente et mécanisme causal, sans tenir compte des biais de sélection, des effets de survie, ni de la variabilité individuelle des réponses immunitaires (Golden, 2010).

1.3 Ce que la réalité clinique vient contredire

Lorsqu’on quitte le registre de l’expérience individuelle pour celui des données cliniques, le tableau devient nettement plus nuancé. Les études disponibles montrent que l’exposition répétée n’est ni un gage de protection fiable, ni une garantie contre les réactions systémiques graves. Des anaphylaxies sévères sont documentées chez des apiculteurs chevronnés, parfois après des années de pratique sans incident majeur (Müller, 2005 ; Bilò et al., 2019).

Un point crucial est souvent sous-estimé : l’absence de réaction lors de piqûres antérieures ne prédit pas de manière fiable l’absence de réaction future. La réponse immunitaire au venin d’hyménoptère peut évoluer dans le temps, indépendamment du vécu subjectif de la personne concernée (Golden et al., 2017). Des phases de tolérance apparente peuvent précéder des réactions systémiques brutales, sans signe annonciateur clair.

Illustration 2: L’absence de réaction lors de piqûres antérieures ne prédit pas de manière fiable l’absence de réaction future

En outre, les populations d’apiculteurs étudiées présentent un biais structurel majeur : ceux qui développent des réactions graves ont tendance à réduire, voire à interrompre leur activité apicole. Ce phénomène, connu sous le nom de « healthy beekeeper effect », conduit mécaniquement à une surreprésentation des individus tolérants dans les cohortes observées, donnant l’illusion d’un effet protecteur de la profession elle-même (Stoevesandt et al., 2012).

1.4 Expérience vécue et évaluation du risque : une confusion fréquente

Il serait erroné – et contre-productif – d’opposer brutalement l’expérience des apiculteurs aux données scientifiques. L’expérience est réelle, précieuse, et souvent cohérente à l’échelle individuelle. Mais elle devient trompeuse lorsqu’elle est généralisée en règle implicite (Bilò & Bonifazi, 2008).

La diminution des réactions locales, l’accoutumance à la douleur ou la banalisation des piqûres relèvent en grande partie de processus sensoriels et comportementaux, pas nécessairement d’une modification durable et protectrice du système immunitaire (Golden, 2006). En d’autres termes, se sentir moins affecté ne signifie pas être biologiquement protégé.

C’est précisément dans cet écart entre ressenti et mécanisme que se loge le danger : une confiance excessive dans une « immunité acquise » peut retarder une évaluation médicale, minimiser des signaux d’alerte ou conduire à des prises de risque inutiles (Bilò et al., 2016).

Ce premier chapitre pose une distinction fondamentale, qui structurera l’ensemble de l’analyse : exposition n’est pas protection, et habituation n’est pas immunité (Bonifazi et al., 2005 ; Golden, 2010).

Comprendre cette différence ne revient pas à dramatiser la pratique apicole, mais à la replacer dans un cadre réaliste, où l’expérience individuelle est reconnue sans être absolutisée. C’est à partir de cette clarification que l’on peut aborder sereinement les questions de prévalence, de mécanismes immunologiques et, surtout, de pratiques réellement protectrices pour les apiculteurs.

2. Quelle est réellement la fréquence des réactions allergiques graves ?

2.1 Des chiffres très variables selon les études

Lorsqu’il est question d’allergie au venin d’abeille chez les apiculteurs, les chiffres avancés varient dans des proportions déroutantes. Selon les publications, la prévalence des réactions systémiques rapportées oscille entre moins de 1 % et plus de 30 % (Müller et al., 2005 ; Bilò et al., 2012 ; Golden et al., 2017). Cette amplitude ne reflète pas une instabilité biologique extrême, mais avant tout une hétérogénéité méthodologique majeure.

Certaines études se fondent sur des questionnaires auto-administrés, d’autres sur des dossiers cliniques spécialisés ; certaines incluent toute réaction systémique, d’autres ne retiennent que les anaphylaxies sévères. À cela s’ajoutent des différences importantes dans la définition même de ce qui constitue une « réaction allergique », allant de symptômes cutanés localisés, voire généralisés à des atteintes cardiovasculaires ou respiratoires potentiellement létales (Bonifazi et al., 2005).

Pour le lecteur non spécialiste, cette variabilité peut donner l’impression d’un champ scientifique peu fiable. En réalité, elle souligne surtout la complexité de mesurer un phénomène rare, multifactoriel et fortement dépendant du contexte d’observation.

Cette forte variabilité des estimations n’est pas propre aux études plus anciennes. Une méta-analyse récente portant spécifiquement sur les apiculteurs à l’échelle mondiale confirme l’ampleur de la dispersion des prévalences rapportées et met en évidence le rôle déterminant des méthodes de recueil des données, des définitions retenues et des biais de sélection, en particulier l’effet de « healthy beekeeper » (Carli et al., 2024).

2.2 Auto-déclaration versus diagnostic clinique

Un premier facteur explicatif central réside dans la source des données. Les études basées sur des déclarations subjectives tendent à rapporter des prévalences plus élevées que celles reposant sur des diagnostics cliniques confirmés (Rueff et al., 2009 ; Bilò & Bonifazi, 2008). Cette différence ne traduit pas nécessairement une surestimation volontaire, mais plutôt une confusion fréquente entre réactions locales étendues, malaises vagaux, réactions toxiques et véritables réactions allergiques modulées par les IgE.

À l’inverse, les données issues de centres d’allergologie spécialisés souffrent d’un biais opposé : elles captent prioritairement les cas les plus sévères ou les plus problématiques, et sous-représentent les formes modérées ou atypiques. Ainsi, ni l’auto-déclaration, ni le diagnostic spécialisé ne fournissent à eux seuls une image exhaustive du risque réel.

Ce décalage explique en grande partie pourquoi deux études apparemment comparables peuvent aboutir à des conclusions radicalement différentes quant à la fréquence des réactions graves chez les apiculteurs.

2.3 Le « healthy beekeeper effect » : un biais structurel majeur

Un élément méthodologique crucial, souvent ignoré dans les discussions non spécialisées, est le healthy beekeeper effect. Ce biais de sélection repose sur un mécanisme simple : les apiculteurs qui développent des réactions systémiques sévères ont tendance à réduire leur exposition, à modifier leurs pratiques, voire à cesser complètement l’apiculture (Stoevesandt et al., 2012 ; Golden, 2010).

Par conséquent, les cohortes d’apiculteurs actifs étudiées à un instant donné sont mécaniquement enrichies en individus tolérants ou peu réactifs. Ce phénomène conduit à une sous-estimation du risque réel lorsqu’on extrapole les résultats à l’ensemble des personnes ayant pratiqué l’apiculture au cours de leur vie.

Ce biais est d’autant plus puissant qu’il est silencieux : les cas les plus sévères disparaissent progressivement du champ d’observation, renforçant l’illusion d’une population globalement protégée par l’exposition répétée.

Illustration 3: Il n'existe aucune base scientifique pour le " healthy beekeeper effect "

2.4 Sensibilisation immunologique et risque clinique : deux réalités distinctes

Un autre facteur de confusion fréquent concerne la distinction entre sensibilisation immunologique et allergie cliniquement pertinente. De nombreux apiculteurs présentent des taux élevés d’IgE spécifiques au venin d’abeille sans jamais avoir développé de réaction systémique (Müller, 2005). À l’inverse, des réactions sévères peuvent survenir chez des individus dont les marqueurs biologiques paraissaient modérés.

Cette dissociation explique pourquoi les études basées uniquement sur des tests sérologiques ou cutanés tendent à surestimer le nombre de personnes “à risque”, sans pour autant prédire de manière fiable les événements cliniques futurs (Golden et al., 1989 ; Golden et al., 2017).

Pour l’apiculteur, cette distinction est essentielle : un test positif n’est pas un verdict, mais un élément parmi d’autres dans l’évaluation du risque individuel.

2.5 Ce que l’on peut raisonnablement retenir

En dépit de cette variabilité, certaines conclusions robustes émergent. Premièrement, les réactions systémiques graves au venin d’abeille chez les apiculteurs restent globalement peu fréquentes, mais non exceptionnelles. Deuxièmement, leur survenue est imprévisible à l’échelle individuelle, indépendamment du nombre de piqûres antérieures ou de l’ancienneté dans la pratique apicole (Bilò et al., 2019).

Enfin, la grande dispersion des chiffres publiés ne doit pas être interprétée comme une incertitude paralysante, mais comme un signal : le risque ne peut être correctement appréhendé qu’en combinant données cliniques, histoire individuelle et contexte d’exposition.

Point de méthode – Pourquoi les estimations de prévalence varient autant

Les écarts observés entre les études tiennent principalement à :

des définitions hétérogènes des réactions allergiques,
des sources de données différentes (auto-déclaration vs. diagnostic spécialisé),
des biais de sélection, notamment le healthy beekeeper effect,
et une confusion fréquente entre sensibilisation biologique et risque clinique rée (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2012 ; Golden, 2010).

Ce panorama montre que la question centrale n’est pas seulement combien de réactions surviennent, mais dans quelles conditions elles apparaissent. Cela conduit directement au paradoxe suivant, souvent mal compris par les apiculteurs : Pourquoi les personnes les plus exposées semblent parfois moins réactives — sans être pour autant protégées.

3. Fréquence des piqûres : protection apparente ou risque masqué ?

3.1 Le paradoxe de l’exposition répétée

Un constat revient régulièrement dans les études observationnelles comme dans les récits de terrain : les apiculteurs recevant un grand nombre de piqûres chaque saison rapportent, en moyenne, moins de réactions systémiques que ceux exposés de manière occasionnelle (Müller et al., 2005 ; Bilò & Bonifazi, 2008). À première vue, ce phénomène semble confirmer l’idée d’un effet protecteur de l’exposition répétée.

Ce raisonnement repose toutefois sur une inversion causale implicite : on interprète la faible fréquence de réactions comme une conséquence directe de l’exposition, alors qu’elle peut tout aussi bien en être une condition préalable. En d’autres termes, ce ne sont pas nécessairement les piqûres qui rendent tolérant, mais les individus tolérants qui restent fortement exposés (Golden, 2010).

Ce renversement de perspective est essentiel. Il rappelle que l’exposition observée est le résultat d’un processus de sélection progressive, et non une intervention contrôlée comparable à une démarche thérapeutique.

3.2 Faible exposition, risque relatif plus élevé

À l’inverse, plusieurs travaux montrent que les réactions systémiques sévères surviennent plus fréquemment chez des personnes ayant une exposition intermittente ou faible, notamment après une longue période sans piqûre (Rueff et al., 2009 ; Bilò et al., 2019). Cette observation a parfois été interprétée comme une preuve indirecte de l’effet protecteur des piqûres répétées.

Une telle interprétation néglige cependant un facteur clé : la dynamique temporelle de la réponse immunitaire. L’absence d’exposition prolongée peut s’accompagner d’une perte de tolérance apparente, mais cela ne signifie pas que l’exposition continue constitue une stratégie protectrice fiable. Elle indique plutôt que le système immunitaire reste plastique et réversible, capable d’évoluer dans les deux sens (Golden et al., 2017).

Illustration 4: L’absence d’exposition prolongée peut s’accompagner d’une perte de tolérance apparente, mais cela ne signifie pas que l’exposition continue constitue une stratégie protectrice fiable.

Ainsi, le risque accru observé chez les apiculteurs occasionnels ne valide pas la répétition des piqûres comme mesure de prévention ; il souligne au contraire l’imprévisibilité des trajectoires individuelles.

3.3 Effets saisonniers et discontinuité de l’exposition

Chez les apiculteurs, l’exposition au venin n’est pas constante tout au long de l’année. Les premières piqûres du printemps, survenant après plusieurs mois sans contact, sont souvent perçues comme plus douloureuses ou associées à des réactions plus marquées. Ce vécu subjectif correspond partiellement à des observations cliniques : des réactions systémiques peuvent survenir préférentiellement après une pause prolongée, même chez des individus auparavant peu réactifs (Golden et al., 1989).

Ce phénomène renforce parfois l’idée qu’une exposition régulière serait nécessaire pour « maintenir » une tolérance. Or, aucune donnée solide ne permet de définir un seuil, une fréquence ou une intensité d’exposition garantissant une protection durable. En l’absence de cadre contrôlé, la répétition des piqûres relève davantage d’un pari biologique que d’un mécanisme maîtrisé.

3.4 Pourquoi l’exposition naturelle n’est pas une immunothérapie

Une confusion fréquente, tant dans le discours apicole que dans certaines interprétations simplifiées, consiste à assimiler l’exposition naturelle répétée à une forme d’immunothérapie par le venin. Cette analogie est trompeuse.

La venom immunotherapy (VIT) repose sur des protocoles stricts : doses précisément calibrées, augmentation progressive, surveillance médicale, et suivi à long terme (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016). À l’inverse, les piqûres naturelles sont imprévisibles en nombre, en localisation, en charge de venin et en contexte physiologique. Elles peuvent survenir en situation de stress, de fatigue ou d’inflammation concomitante, autant de facteurs susceptibles de moduler la réponse immunitaire.

Assimiler ces deux formes d’exposition revient à ignorer la différence fondamentale entre une intervention thérapeutique contrôlée et une exposition aléatoire, potentiellement dangereuse.

3.5 Une protection apparente, mais non transférable

L’un des pièges majeurs de l’interprétation empirique réside dans la généralisation abusive : ce qui semble fonctionner pour un individu est extrapolé à l’ensemble des apiculteurs. Or, la littérature montre clairement que les profils de réponse au venin sont hautement individuels, influencés par des facteurs génétiques, immunologiques et environnementaux encore imparfaitement compris (Golden, 2006 ; Golden, 2010).

Ainsi, même si certains apiculteurs tolèrent des dizaines de piqûres par saison sans incident, cette observation ne constitue ni une preuve de protection universelle, ni une stratégie transférable à d’autres. Elle décrit une trajectoire individuelle, pas une règle biologique.

3.6 Message clé pour la pratique

Le paradoxe de l’exposition répétée peut se résumer ainsi : une faible réactivité observée n’est pas une garantie de sécurité future, et une forte exposition n’est pas une mesure de prévention.

Pour l’apiculteur, cela implique une posture équilibrée : reconnaître que l’expérience modifie le vécu des piqûres, sans en déduire une immunité acquise. La prudence ne s’oppose pas à la compétence ; elle en est une composante.

Point de méthode – Ce que les études observationnelles ne peuvent pas prouver

Les études reliant fréquence des piqûres et réactions allergiques :

sont non interventionelles,
fortement sujettes aux biais de sélection,
incapables d’établir une causalité directe entre exposition et protection,
ce qui limite toute conclusion normative sur la « bonne » quantité de piqûres (Golden, 2010 ; Bilò et al., 2019).

Après avoir montré que la fréquence des piqûres ne permet pas de prédire le risque, une question demeure incontournable : Que se passe-t-il réellement dans le système immunitaire — et pourquoi les marqueurs biologiques sont-ils souvent mal interprétés ?

4. Que se passe-t-il réellement dans le système immunitaire ?

(Comprendre l’immunité au venin sans se perdre dans l’immunologie)

4.1 IgE, IgG4 et cellules régulatrices : l’essentiel sans surinterprétation

L’allergie au venin d’abeille est classiquement décrite comme une réaction immunologique médiée par les IgE spécifiques, capables de déclencher, lors d’une nouvelle exposition, une cascade inflammatoire rapide pouvant aller jusqu’à l’anaphylaxie (Bonifazi et al., 2005 ; Golden, 2006). Cette description, bien que correcte, est souvent sur-interprétée dans la pratique.

Chez les apiculteurs, la situation est plus complexe. Une proportion importante d’entre eux présente des taux élevés d’IgE spécifiques au venin d’abeille sans jamais avoir développé de réaction systémique cliniquement pertinente (Müller, 2005). À l’inverse, des réactions sévères peuvent survenir chez des individus dont les taux d’IgE ne semblaient pas particulièrement élevés.

Cette dissociation illustre un point fondamental : les IgE sont nécessaires à la réaction allergique, mais elles ne suffisent pas à en prédire la survenue ni la gravité (Golden et al., 1989 ; Golden et al., 2017).

Parallèlement, d’autres mécanismes immunologiques entrent en jeu, notamment la production d’IgG4 spécifiques et l’activation de cellules T régulatrices, susceptibles de moduler la réponse inflammatoire (Akdis & Akdis, 2015). Ces mécanismes sont souvent invoqués pour expliquer une « tolérance » acquise, mais leur présence ne garantit en aucun cas une protection clinique stable.

4.2 Pourquoi les marqueurs biologiques prédisent mal le risque individuel

Dans la pratique, il est tentant d’interpréter les résultats de tests allergologiques comme des indicateurs de sécurité ou de danger. Un test fortement positif est parfois vécu comme une menace imminente ; un test faiblement positif, comme un feu vert implicite. Cette lecture binaire est trompeuse.

Les données disponibles montrent que ni les tests cutanés, ni les dosages sériques d’IgE spécifiques ne permettent, à eux seuls, de prédire de manière fiable le risque d’anaphylaxie future (Golden, 2010 ; Bilò et al., 2019). Ils renseignent sur une sensibilisation immunologique, pas sur la probabilité d’un événement clinique donné.

Chez les apiculteurs, ce décalage est particulièrement marqué, car l’exposition répétée modifie les profils immunologiques sans que ces modifications se traduisent nécessairement par une protection ou un danger immédiat. En d’autres termes, le système immunitaire s’adapte, mais de manière hétérogène et instable.

4.3 Adaptation immunologique n’est pas tolérance clinique

Un glissement conceptuel fréquent consiste à assimiler toute modification de la réponse immunitaire à une tolérance protectrice. Or, l’adaptation observée chez certains apiculteurs correspond souvent à un équilibre précaire, susceptible de se rompre sous l’effet de facteurs contextuels : infection intercurrente, fatigue, stress, inflammation, ou modification de la charge de venin et localisation lors de la piqûre (Golden, 2006 ; Golden, 2010).

Cette fragilité explique pourquoi des réactions systémiques peuvent survenir après des années de piqûres apparemment bien tolérées, sans changement évident des paramètres biologiques mesurés. L’immunité au venin ne suit pas une trajectoire linéaire vers une tolérance définitive ; elle reste dynamique et réversible (Golden et al., 2017).

4.4 Exposition naturelle et immunothérapie : deux logiques distinctes

Il est essentiel de distinguer clairement l’adaptation immunologique observée lors d’expositions naturelles répétées de celle induite par une désensibilisation ou «venom immunotherapy » (VIT). La VIT vise précisément à induire une tolérance clinique durable en contrôlant l’ensemble des paramètres pertinents : dose, rythme, durée et contexte d’administration (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016).

À l’inverse, l’exposition naturelle chez l’apiculteur est non standardisée, imprévisible et non supervisée. Elle peut entraîner des modifications immunologiques similaires sur le plan biologique, sans pour autant conférer la stabilité clinique observée sous VIT. Assimiler les deux revient à confondre un processus thérapeutique intentionnel avec une exposition aléatoire, ce qui constitue une erreur conceptuelle majeure.

4.5 Ce que l’immunologie permet — et ne permet pas — de conclure

L’immunologie fournit des outils puissants pour comprendre les mécanismes sous-jacents aux réactions au venin d’abeille. Elle ne permet cependant pas de transformer ces mécanismes en règles simples de prédiction individuelle.

Chez l’apiculteur, les marqueurs biologiques doivent être interprétés comme des indices, intégrés dans une évaluation globale incluant l’histoire clinique, la nature des réactions antérieures et le contexte d’exposition (Bilò & Bonifazi, 2008 ; Golden, 2010). Leur surinterprétation peut conduire soit à une fausse sécurité, soit à une anxiété injustifiée.

Point de méthode – Pourquoi « comprendre » ne signifie pas « prévoir »

Les connaissances actuelles montrent que :

la sensibilisation immunologique est fréquente chez les apiculteurs,
la tolérance biologique n’est ni stable ni universelle,
aucun biomarqueur isolé ne permet de prédire de manière fiable une réaction future,
ce qui impose une prudence interprétative constante (Bonifazi et al., 2005 ; Golden et al., 2017).

Si l’exposition répétée ne constitue pas une stratégie protectrice fiable, et si les marqueurs immunologiques ne suffisent pas à évaluer le risque, une question s’impose :

Existe-t-il alors un moyen réellement efficace et validé de prévenir les réactions graves chez les apiculteurs ?

5. La venom immunotherapy (VIT) : une protection fondée sur les preuves

5.1 Ce que la VIT est — et ce qu’elle n’est pas

La venom immunotherapy (VIT) constitue à ce jour la seule intervention dont l’efficacité dans la prévention des réactions systémiques graves au venin d’hyménoptères ait été démontrée de manière robuste (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016). Contrairement à l’exposition naturelle, la VIT repose sur une administration contrôlée, progressive et standardisée du venin, dans un cadre médical spécialisé.

Son objectif n’est pas de modifier un marqueur biologique isolé, mais de réduire de manière cliniquement pertinente le risque d’anaphylaxie lors d’une piqûre ultérieure. Cette distinction est essentielle : la réussite de la VIT se mesure en termes de protection clinique, non en termes de normalisation de tests allergologiques (Golden, 2010).

Illustration 5: Avec und VIT, le risque de réaction systémique grave lors d’une nouvelle piqûre à des niveaux très faibles, généralement inférieurs à 5 %

Il est tout aussi important de préciser ce que la VIT n’est pas. Elle ne constitue ni une désensibilisation empirique, ni une simple répétition de piqûres à faible dose. Assimiler la VIT à une exposition « mieux organisée » revient à en méconnaître la logique thérapeutique et les exigences de sécurité.

5.2 Efficacité démontrée et ampleur de la protection

Les données issues d’essais cliniques et de cohortes prospectives montrent que la VIT réduit le risque de réaction systémique grave lors d’une nouvelle piqûre à des niveaux très faibles, généralement inférieurs à 5 %, et souvent proches de zéro pour les réactions potentiellement létales (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2019).

Chez les apiculteurs, cette efficacité revêt une importance particulière en raison de la probabilité élevée de nouvelles piqûres. Contrairement aux stratégies fondées sur l’évitement, peu réalistes dans ce contexte, la VIT permet une reprise ou une poursuite de l’activité apicole avec un niveau de sécurité objectivement amélioré (Müller, 2005).

Il convient toutefois de souligner que cette protection n’est pas instantanée. Elle nécessite une phase d’induction, suivie d’un traitement d’entretien sur plusieurs années, et suppose une adhésion rigoureuse au protocole.

5.3 Indications claires — et limites assumées

Les recommandations internationales convergent sur un point central : la VIT est formellement indiquée chez les personnes ayant présenté une réaction systémique au venin d’hyménoptère, en particulier lorsque des facteurs d’exposition répétés sont présents, comme c’est le cas chez les apiculteurs (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016).

En revanche, la VIT n’est pas recommandée sur la seule base d’une sensibilisation biologique ou de réactions locales, même étendues. Cette restriction peut paraître contre-intuitive, mais elle reflète un principe fondamental de médecine fondée sur les preuves : on traite un risque clinique démontré, pas un marqueur isolé (Golden, 2010).

Par ailleurs, la VIT n’élimine pas totalement le risque. Des réactions peuvent survenir pendant le traitement ou, plus rarement, lors de piqûres ultérieures. C’est pourquoi elle doit toujours être intégrée dans une stratégie globale incluant information, suivi et préparation aux situations d’urgence (Bilò et al., 2019).

5.4 Pourquoi la VIT est qualitativement différente de l’exposition naturelle

L’un des apports majeurs de la VIT réside dans la stabilité de la protection obtenue. Là où l’exposition naturelle induit des adaptations immunologiques fluctuantes et imprévisibles, la VIT vise une tolérance clinique reproductible, validée par des protocoles standardisés et des critères d’évaluation explicites (Bonifazi et al., 2005).

Cette différence explique pourquoi des profils immunologiques apparemment similaires peuvent correspondre à des niveaux de sécurité radicalement différents selon qu’ils résultent d’une VIT ou d’une exposition non contrôlée. La protection conférée par la VIT ne repose pas sur un « entraînement » du système immunitaire au hasard des piqûres, mais sur une modulation intentionnelle et supervisée de la réponse immunitaire.

5.5 Ce que la VIT change concrètement pour les apiculteurs

Pour les apiculteurs ayant présenté une réaction systémique, la VIT transforme profondément la gestion du risque. Elle ne supprime ni la vigilance ni la nécessité d’un suivi médical, mais elle réduit de manière drastique la probabilité d’un événement grave, ce qui a des conséquences directes sur la qualité de vie, la sécurité au travail et la continuité de l’activité apicole (Bilò et al., 2016 ; Bilò et al., 2019).

Il est toutefois essentiel que cette option soit présentée sans fausse promesse : la VIT est une démarche médicale engageante, nécessitant du temps, une infrastructure spécialisée et une collaboration étroite entre le patient et l’équipe soignante. Elle ne constitue pas une solution « légère », mais une réponse proportionnée à un risque avéré.

Point de méthode – Pourquoi la VIT est la référence

La VIT se distingue des autres approches par :

une efficacité démontrée dans des études contrôlées,
une réduction documentée du risque d’anaphylaxie,
des indications clairement définies,
et un encadrement médical strict,
ce qui en fait la seule stratégie de prévention fondée sur des preuves solides (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016 ; Golden, 2010).

À ce stade, une question demeure essentielle pour les apiculteurs, y compris ceux qui ne sont pas candidats à la VIT : Que faire concrètement, au quotidien, pour gérer le risque de manière réaliste et responsable ?

6. Recommandations pratiques pour les apiculteurs : vigilance, préparation et limites de l’expérience

6.1 Pourquoi la pratique ne peut pas reposer sur l’expérience seule

L’expérience apicole est un savoir réel, construit au fil des saisons, des colonies et des piqûres. Elle permet d’anticiper des situations, d’ajuster des gestes et de développer une relation fine au vivant. Mais lorsqu’il s’agit du risque allergique, cette expérience atteint rapidement ses limites.

Comme montré dans les chapitres précédents, l’absence de réaction passée ne constitue pas une garantie pour l’avenir, et la diminution des réactions locales ne reflète pas nécessairement une protection immunologique durable (Golden, 2010 ; Bilò et al., 2019). En pratique, cela signifie que le raisonnement implicite « jusqu’ici tout allait bien, donc je suis tranquille » est biologiquement fragile.

Le premier transfert essentiel consiste donc à désolidariser compétence apicole et sécurité immunologique. Être un apiculteur expérimenté réduit certains risques techniques, mais pas le risque allergique de manière fiable.

6.2 Signaux d’alerte à ne pas banaliser

Un enjeu central de la prévention repose sur la reconnaissance précoce des signaux cliniques pertinents. En pratique, les apiculteurs ont tendance à ne considérer comme problématiques que les réactions spectaculaires. Cette approche est réductrice.

Doivent notamment être pris au sérieux :

des réactions systémiques même modérées (urticaire généralisée, malaise, vertiges),
une progression et la durée des symptômes d’une piqûre à l’autre,
des réactions survenant après une longue période sans piqûre,
ou toute atteinte respiratoire ou cardiovasculaire, même transitoire (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò & Bonifazi, 2008).

La banalisation de ces signes constitue l’un des mécanismes les plus fréquents de retard diagnostique chez les apiculteurs.

6.3 Évaluation médicale : quand et pourquoi consulter

Un transfert fondamental vers la pratique consiste à clarifier à quel moment une évaluation allergologique est pertinente. Elle est indiquée :

après toute réaction systémique,
en cas de doute sur la nature d’une réaction,
ou lorsque l’exposition est appelée à se poursuivre de manière régulière (Golden et al., 2017 ; Bilò et al., 2016).

À l’inverse, consulter ne signifie ni arrêter d’emblée l’apiculture, ni entrer automatiquement dans un parcours thérapeutique lourd. L’objectif est une évaluation du risque, et non pas une disqualification de la pratique. Médicalement parlant, l’évaluation du risque d’anaphylaxie après une première réaction systémique (urticaire généralisée, gonflement des tissus sous-cutanés du visage ou des extrémités, ou sous-muqueux des lèvres ou de la gorge, flush cutané, malaise, nausées, vomissements, diarrhées, douleurs abdominales, vertiges, etc.) doit comprendre un dosage de la tryptase, dont l’élévation peut signer une maladie (syndrome d’activation mastocytaire ou MCAS) en rapport avec des globules blancs impliqués dans les réactions allergiques (mastocytes), et la recherche de la mutation c-KIT ; ces 2 paramètres sont associés à un risque accru de survenue d’un choc anaphylactique lors d’une nouvelle exposition au venin. Concomitamment, l’instauration d’une désensibilisation médicale (venom immunotherapy (VIT) est indispensable.

6.4 Le rôle central du kit d’urgence

Chez les apiculteurs présentant un risque identifié — qu’ils soient ou non sous VIT — la mise à disposition d’un kit d’urgence constitue une mesure de sécurité essentielle. Celui-ci n’est pas un aveu de faiblesse, mais une mesure de responsabilité, comparable à d’autres dispositifs de sécurité professionnelle.

L’efficacité d’un kit dépend toutefois de deux conditions :

qu’il soit effectivement disponible lors des manipulations,
et que son utilisation soit connue et intégrée dans les réflexes (Bilò et al., 2016 ; Golden, 2010).

Un kit d’urgence qui n’est pas à portée de main, ou mal maîtrisé, n’a qu’une valeur symbolique.

6.5 Ce qui n’est pas recommandé — malgré sa popularité implicite

Le transfert vers la pratique impose aussi de nommer explicitement certaines pratiques non recommandées, précisément parce qu’elles sont rarement formulées comme telles :

chercher à “s’endurcir” volontairement par des piqûres répétées,
interpréter une saison apicole sans réaction comme une preuve de sécurité acquise,
se fier exclusivement aux résultats de tests biologiques isolés,
ou différer une consultation après une réaction systémique sous prétexte d’expérience (Golden, 2006 ; Golden, 2010 ; Bilò et al., 2019).

Ces stratégies reposent davantage sur une logique d’adaptation subjective que sur une prévention fondée sur les preuves.

6.6 Gérer le risque sans renoncer à l’apiculture

Un point clé du transfert consiste à sortir de l’alternative implicite « continuer comme avant » versus « arrêter l’apiculture ». Dans la majorité des cas, cette opposition est artificielle.

Une gestion réaliste du risque repose sur :

une information claire,
une évaluation médicale proportionnée,
des mesures de préparation adaptées,
et, lorsque indiqué, une VIT (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016).

Cette approche permet à de nombreux apiculteurs de poursuivre leur activité en connaissance de cause, sans nier le risque ni le surdramatiser.

Le transfert essentiel de l’ensemble de cet article peut se résumer ainsi : L’expérience protège contre l’imprudence, pas contre l’allergie. La prévention repose sur la lucidité, pas sur la confiance acquise.

Reconnaître les limites de l’expérience n’affaiblit pas la pratique apicole ; cela la rend plus durable, plus sûre et plus responsable, tant pour l’apiculteur que pour son entourage.

Point de méthode – Transfert sans simplification abusive

Les recommandations proposées ici :

ne reposent pas sur des règles empiriques,
ne prétendent pas éliminer le risque,
mais traduisent l’état actuel des connaissances en principes de vigilance applicables (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016 ; Golden et al., 2017).

7 Apithérapie par injection de venin d’abeille (BVT) : limites méthodologiques, biais et portée clinique

L’apithérapie par injection de venin d’abeille (Bee Venom Therapy, BVT) est parfois présentée comme une option thérapeutique pour diverses pathologies chroniques, notamment les maladies auto-immunes et les syndromes douloureux. Au regard de la littérature disponible, une distinction conceptuelle stricte s’impose toutefois entre la BVT et la venom-immunothérapie (VIT) utilisée en allergologie.

La VIT repose sur des protocoles standardisés, une augmentation progressive des doses dans l’ordre du microgramme, des intervalles définis, une surveillance médicale étroite et un objectif clairement établi : la prévention des réactions systémiques IgE-médiées après piqûre (Sturm et al., 2018).

À l’inverse, la BVT se caractérise par une absence de standardisation (dose, fréquence, voie d’administration), une hétérogénéité méthodologique marquée et une extrapolation fréquente de mécanismes expérimentaux vers des effets cliniques non démontrés.

Comme pour l’idée largement répandue d’une « immunisation naturelle » par piqûres répétées, l’évaluation de la BVT est particulièrement exposée à des biais systématiques susceptibles de conduire à une surestimation de son efficacité.

Illustration 6: De nombreux biais méthodologiques donnent faussement l'impression que les BVT sont efficaces.

Plusieurs mécanismes méthodologiques récurrents expliquent pourquoi la littérature sur la BVT peut donner l’impression d’une efficacité clinique supérieure à ce que les données robustes permettent réellement d’affirmer :

1) Biais de sélection et de survivance

Les personnes présentant des réactions précoces sévères, des effets indésirables ou une absence de bénéfice interrompent plus fréquemment la BVT. Les cohortes restantes apparaissent alors artificiellement plus « tolérantes » ou « répondeuses », un phénomène analogue au healthy beekeeper effect décrit chez les apiculteurs (Carli et al., 2024 ; Carli et al., 2025).

2) Erreur de causalité (corrélation ≠ effet thérapeutique)

Une faible fréquence d’effets indésirables ou une amélioration subjective peut être la condition préalable à la poursuite du traitement, et non sa conséquence. Les études observationnelles et les séries de cas ne permettent donc pas d’inférer une relation causale fiable.

3) Rupture de l’aveugle et forte sensibilité à l’effet placebo

Les injections de venin provoquent fréquemment des réactions locales perceptibles (douleur, œdème, prurit), ce qui compromet l’aveugle dans les essais randomisés et renforce les effets d’attente, en particulier pour des critères subjectifs tels que la douleur.

4) Hétérogénéité des protocoles et absence de standardisation

Sous l’étiquette « BVT » coexistent des pratiques très différentes (concentration du venin, volume injecté, points d’injection, fréquence, associations à d’autres interventions). Cette variabilité empêche toute comparaison fiable et limite fortement la reproductibilité des résultats, contrairement à la VIT encadrée par des recommandations claires (Sturm et al., 2018).

5) Glissement des critères de jugement (outcome drift)

De nombreuses études utilisent des critères multiples, souvent secondaires, à court terme et parfois redéfinis a posteriori. Cela augmente mécaniquement la probabilité de résultats « statistiquement significatifs » sans pertinence clinique démontrée.

6) Sous-déclaration des effets indésirables

Les revues systématiques montrent que les effets secondaires et les abandons sont rapportés de manière incomplète dans une partie de la littérature sur la BVT, ce qui biaise l’évaluation du rapport bénéfice-risque (Jang & Kim, 2020 ; Park et al., 2015).

7) Biais géographique et proximité avec des logiques de promotion (marketing)

Une proportion importante des études positives sur la BVT provient de pays où l’apithérapie est culturellement ou institutionnellement intégrée aux médecines complémentaires. Ce contexte favorise :

un biais de publication (résultats négatifs moins souvent publiés),
une sélection des critères favorables,
et parfois une confusion entre évaluation scientifique et valorisation d’une pratique.
Ce schéma est bien documenté dans d’autres domaines de la médecine complémentaire (Vickers et al., 1998).

7.1 Absence d’effets cliniques mesurables sur les maladies ciblées

Lorsqu’on considère les études méthodologiquement les plus rigoureuses et les critères cliniquement pertinents, les résultats sont remarquablement constants : pour la plupart des pathologies étudiées (p. ex. polyarthrite rhumatoïde, sclérose en plaques, maladies neurodégénératives, douleurs chroniques), aucun effet spécifique, reproductible et cliniquement significatif n’est démontré.

Les effets positifs rapportés se limitent généralement à des améliorations subjectives à court terme, sans impact démontré sur les marqueurs objectifs, la progression de la maladie ou le pronostic (Wesselius et al., 2005 ; Hartmann et al., 2016).

À l’instar de l’idée d’une « immunisation par les piqûres », la BVT repose sur une extrapolation fragile d’observations partielles et de mécanismes plausibles vers des conclusions cliniques qui ne sont pas étayées par des données robustes.

Les bénéfices apparents sont hautement dépendants de biais méthodologiques, tandis que les risques – notamment allergiques – sont bien documentés.

En l’état actuel des connaissances, la BVT ne peut pas être considérée comme une approche thérapeutique fondée sur des preuves, et elle ne saurait être assimilée ni substituée à des stratégies validées telles que la venom-immunothérapie en allergologie.

8. Conclusion — Entre expérience vécue et responsabilité fondée sur les preuves

L’apiculture confronte celles et ceux qui la pratiquent à une réalité singulière : une activité profondément fondée sur l’expérience, mais impliquant un risque biologique qui échappe en grande partie à l’intuition et à l’apprentissage empirique. Les piqûres d’abeilles en sont l’exemple emblématique. Elles font partie du métier, du geste, parfois même de l’identité apicole. Pourtant, leur banalisation constitue précisément le point de tension entre vécu et réalité clinique.

L’analyse des données scientifiques montre de manière cohérente que l’exposition répétée ne constitue pas une stratégie de protection fiable contre les réactions allergiques graves. Les trajectoires individuelles observées chez les apiculteurs — allant d’une tolérance apparente durable à des réactions systémiques survenant tardivement — reflètent la variabilité intrinsèque de la réponse immunitaire humaine, et non un mécanisme de protection universel (Golden, 2010 ; Bilò et al., 2019).

Ce constat n’invalide en rien la valeur de l’expérience apicole. Il en précise les limites. L’expérience affine les gestes, améliore la gestion des colonies et réduit de nombreux risques techniques. En revanche, elle ne permet pas de prédire de manière fiable l’évolution du risque allergique, ni de se substituer à une évaluation médicale lorsqu’un signal d’alerte apparaît (Bonifazi et al., 2005 ; Golden et al., 2017).

La confusion entre adaptation subjective, modification biologique et tolérance clinique constitue l’un des fils conducteurs des malentendus persistants autour des piqûres d’abeilles. Cette confusion est renforcée par des chiffres de prévalence très variables, par des biais de sélection importants et par la tentation d’interpréter des marqueurs immunologiques isolés comme des indicateurs de sécurité ou de danger. Or, aucun de ces éléments ne permet, pris isolément, de fonder une décision prudente (Bilò & Bonifazi, 2008 ; Golden, 2010).

Dans ce contexte, la venom immunotherapy (VIT) occupe une place particulière. Elle ne représente ni une solution universelle, ni une réponse légère, mais la seule stratégie dont l’efficacité protectrice ait été démontrée de manière robuste pour les personnes ayant présenté une réaction systémique (Bonifazi et al., 2005 ; Bilò et al., 2016). Son existence rappelle un principe central : lorsqu’une protection est possible, elle repose sur des protocoles contrôlés, évaluables et reproductibles — non sur l’exposition aléatoire.

Pour les apiculteurs, la posture la plus réaliste n’est donc ni la confiance aveugle dans l’habituation, ni le renoncement à la pratique, mais une gestion lucide et proportionnée du risque. Celle-ci implique la reconnaissance des signaux cliniques pertinents, l’acceptation d’une évaluation médicale lorsque nécessaire, et l’intégration de mesures de préparation adaptées au contexte d’exposition (Bilò et al., 2019).

À l’instar de l’idée d’une « immunisation par les piqûres », l’apithérapie par injection de venin d’abeille repose sur des observations fragmentaires et des mécanismes plausibles, mais ne dispose pas d’une base clinique suffisante pour étayer une recommandation thérapeutique. En l’absence d’effets cliniques mesurables et reproductibles sur des maladies définies, et au regard des risques allergiques documentés, la BVT ne peut être assimilée à une approche fondée sur des preuves.

En définitive, l’enjeu n’est pas de trancher entre expérience et science, mais de les articuler correctement. L’expérience éclaire le quotidien ; la science fixe les limites de ce que l’on peut raisonnablement escompter. C’est dans cet espace, exigeant mais fécond, que peut se construire une apiculture à la fois engagée, responsable et durable.

L’expérience permet de mieux travailler avec les abeilles. La connaissance scientifique permet de mieux se protéger soi-même. Reconnaître cette complémentarité n’affaiblit ni la pratique apicole ni ceux qui la portent. Elle en constitue, au contraire, l’un des fondements les plus solides.

Voir aussi:

Bibliographie

Akdis, C. A., & Akdis, M. (2015). Mechanisms of allergen-specific immunotherapy: Multiple suppressor factors at work in immune tolerance to allergens. Journal of Allergy and Clinical Immunology, 136(3), 621–631. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2015.06.001

Bilò, M. B., & Bonifazi, F. (2008). The natural history and epidemiology of insect venom allergy: Clinical implications. Clinical & Experimental Allergy, 38(9), 1467–1476. https://doi.org/10.1111/j.1365-2222.2008.03043.x

Bilò, B. M., & Bonifazi, F. (2008). Epidemiology of insect-venom anaphylaxis. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology, 8(4), 330–337. https://doi.org/10.1097/ACI.0b013e32830638c5

Bilò, M. B., Rueff, F., Mosbech, H., Bonifazi, F., & Oude-Elberink, J. N. G. (2016). Diagnosis of hymenoptera venom allergy. Allergy, 71(10), 1419–1431. https://doi.org/10.1111/all.12928

Bilò, M. B., et al. (2019). Self-medication of anaphylactic reactions due to hymenoptera stings—An EAACI task force consensus statement. Allergy, 74(11), 2230–2245. https://doi.org/10.1111/all.13808

Bonifazi, F., Jutel, M., Bilo, M. B., Birnbaum, J., & Muller, U. (2005). Prevention and treatment of hymenoptera venom allergy: Guidelines for clinical practice. Allergy, 60(12), 1459–1470. https://doi.org/10.1111/j.1398-9995.2005.00960.x

Carli, T., Bilban, M., & Brglez, A. (2024). The prevalence of self-reported systemic allergic reaction to Hymenoptera venom in beekeepers worldwide: A systematic literature review and meta-analysis. Slovenian Journal of Public Health, 63(3), 152–159. https://doi.org/10.2478/sjph-2024-0020

Golden, D. B. K. (2006). Insect sting anaphylaxis. Immunology and Allergy Clinics of North America, 26(2), 287–302. https://doi.org/10.1016/j.iac.2006.02.002

Golden, D. B. K. (2010). Long-term outcome after venom immunotherapy. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology, 10(4), 337–341. https://doi.org/10.1097/ACI.0b013e32833bc0ba

Golden, D. B., Marsh, D. G., Kagey-Sobotka, A., Freidhoff, L., Szklo, M., Valentine, M. D., & Lichtenstein, L. M. (1989). Epidemiology of insect venom sensitivity. JAMA, 262(2), 240–244.

Golden, D. B. K., Demain, J., Freeman, T., et al. (2017). Stinging insect hypersensitivity: A practice parameter update 2016. Annals of Allergy, Asthma & Immunology, 118(1), 28–54. https://doi.org/10.1016/j.anai.2016.10.031

Müller, U. R. (2005). Bee venom allergy in beekeepers and their family members. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology, 5(4), 343–347. https://doi.org/10.1097/01.all.0000173783.42906.95

Müller, U. R., Mosbech, H., & Przybilla, B. (2005). Hymenoptera venom immunotherapy: Indications, efficacy, and safety. Allergy, 60(11), 1339–1349.

Rueff, F., Przybilla, B., Bilò, M. B., et al. (2009). Predictors of side effects during venom immunotherapy. Journal of Allergy and Clinical Immunology, 124(5), 1045–1050. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2009.08.027

Stoevesandt, J., Hain, J., Kerstan, A., & Trautmann, A. (2012). Over- and underestimated parameters in severe Hymenoptera venom-induced anaphylaxis: Cardiovascular medication and absence of urticaria/angioedema. Journal of Allergy and Clinical Immunology, 130(3), 698–704.e1. https://doi.org/10.1016/j.jaci.2012.03.024

Création de jeunes colonies (nuclei)

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

Les nuclei sont la colonne vertébrale d'une apiculture à succès. Ils se développent souvent très bien la deuxième année, ont peu de dispositions à l'essaimage et donnent des miellées plus importantes que la moyenne. De plus, la création de nuclei donne la possibilité d'une sélection rigoureuse : les colonies faibles seront constamment éliminées. ApiService propose que le nombre moyen des colonies jeunes soit de 50%. Un apiculteur ayant 10 colonies de production va créer 5-7 nuclei. Le meilleur moment pour créer des nuclei est de mai à juin/juillet (selon les régions).

"Beaucoup de chemins mènent à Rome" en matière de création de nuclei. On peut créer des essaims artificiels et des nuclei de diverses manières. Ci-dessous les méthodes suivantes vont être expliquées :

Avant de commencer, il faut se poser deux questions ?

D'où vient la reine ?
Combien de temps ai-je à disposition pour avoir les premières abeilles ouvrières?

Les reines peuvent provenir :

des propres larves ou de ses oeufs
de propres cellules royales : On peut également profiter des méthodes de reproduction naturelles des abeilles en utilisant les cellules royales d’une ruche voulant ou ayant essaimé. Cela peut sembler bien pratique, mais cela peut multiplier les colonies essaimeuses ou des colonies de qualité quelquefois médiocre.
de l'achat de reines vierges : D’un prix très abordable, elles proviennent la plupart du temps d’un élevage de reine d’un apiculteur expérimenté qui a fait une sélection. Mais comme elles seront fécondées par des mâles de votre secteur, les filles ne seront pas génétiquement pures. Mais les caractères principaux seront conservés, car venant de la reine.
de l'achat de reines fécondées : Cela consiste à se procurer des reines fécondées chez un éleveur ayant des abeilles avec les qualités que l’on souhaite : résistantes aux maladies, prolifiques, douces, nettoyeuses, etc.. L’intérêt de cette formule par rapport aux autres est bien sûr que l’on est certain à 98 % d’avoir des abeilles de races, ayant les qualités espérées.
de l'élevage de reines : C’est le procédé qui consiste à avoir recours à l'élevage de reines à partir de ses propres colonies.

Il faut savoir que, selon le procédé utilisé, le temps écoulé entre la mise en place de la ruchette et les premières naissances d’ouvrières peut aller de 3 semaines pour l’introduction d’une jeune reine en ponte à 7 à 8 semaines pour une simple division.

Dans le graphique ci-dessus, on voit que l’introduction d’une reine fécondée est la méthode la plus rapide pour créer une nouvelle colonie (à condition que la reine soit acceptée bien entendu). Dès son acceptation ou dans les jours qui suivent, la jeune reine commencera sa ponte (en vert clair sur le graphique).

On voit aussi que, lors de l’introduction d’une reine vierge, un temps plus important est nécessaire jusqu’à la première ponte. Ce temps que nous avons fixé arbitrairement à 7 jours correspond à la durée qu’il faut à la jeune reine vierge pour que se développent ses organes de reproduction, pour qu’elle effectue son vol de fécondation et enfin le temps qui lui est nécessaire pour préparer sa première ponte (7 jours supplémentaires). Ce laps de temps en bleu sur le graphique, peut être variable surtout en fonction des conditions météo.

Il en est de même pour l’introduction de cellules royales. La naissance des nouvelles reines est bien entendu dépendante de l’âge des cellules introduites. Sur le graphique, nous avons choisi 2 jours avant la naissance, mais il est évident que ce temps peut être plus long ou plus court selon l’âge des cellules royales.

Comme on le voit, c’est par simple division qu’il faut le plus de temps avant que naisse une nouvelle colonie. La raison en est simple, c’est parce que les abeilles partent d’un simple oeuf ou d’une simple larve de moins de 3 jours pour créer une ou plusieurs nouvelles reines afin que leur peuple survive.

voir aussi:

► Renouveler les colonies et reines

1. Nuclei par division sans déplacement

Déroulement du travail:

Lors d'une journée ensoleillée et entre 11h00 et 14h00 déplacer la colonie-mère de 5m environ
poser une nouvelle ruche sur l'ancien emplacement
placer dans la nouvelle ruche deux cadres de jeune couvain et des oeufs ainsi que deux cadres de nourriture (sans les abeilles, mais en tout les cas sans la reine)
ajouter environ 5 cadres de cire gaufrée ou de cadres bâtis récents
toutes les abeilles butineuses de la colonie mère déplacée vont revenir dans la nouvelle ruche à l'ancien emplacement et vont élever une nouvelle reine
premier contrôle après 9 jours de la jeune colonie (nbr. d'abeilles, nourriture etc.), pour éviter l'essaimage et par sécurité, éliminer dans le nuclei toutes les cellules royales sauf une belle
dès qu'il n'y a plus de couvain operculé (env. après 24 jours) traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)
dans le nuclei (colonie mère) avec la vieille reine: contrôler le couvain et la réserve de nourriture

2. Nuclei par division avec déplacement

Déroulement du travail:

sans chercher la reine, prélever 2 - 5 cadres de la colonie mère avec beaucoup de couvain operculé et les mettre dans jeune couvain et des oeufs (oeufs) et les placer dans la nouvelle ruche entre deux cadres de nourriture bien lourds (si vous ne possédez pas de cadres de nourriture, il faut tout de suite nourrir le nuclei avec du sirop).
vérifier que dans la colonie mère il restent aussi des cadres avec beaucoup de jeune couvain et des oeufs
déplacer la nouvelle ruchette le même jour à 3 km de l'ancien emplacement et laisser voler librement les abeilles (evt. nourrir le nuclei)
premier contrôle de la colonie mère et du nuclei après 9 jours (nbr. d'abeilles, nourriture etc.). La reine peut se trouver dans la colonie mère ou dans le nuclei. Si la reine est présente, il y'a de la ponte. Si la reine n'est pas présente, par sécurité, éliminer dans cette colonie toutes les cellules royales sauf une pour éviter l'essaimage. Ou encore éliminer toutes et introduire une reine d'élevage fécondée
dès qu'il n'y a plus de couvain operculé (env. après 24 jours) traiter la colonie à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)
dans la colonie avec la vieille reine: contrôler le couvain et la réserve de nourriture

3. Nuclei par attirance

Déroulement du travail:

prendre à une ou plusieurs colonies 2 - 5 cadres de couvain avec beaucoup de couvain operculé, mais sans les abeilles
l'espace vide dans la colonie donneuse est complété avec des cadres de cire de cire gaufrée
poser une grille à reine et deux hausses (ou un corps de ruche) sur la colonie donneuse ou une autre colonie avec beaucoup d'abeilles (colonie à viande)
suspendre les cadres prélevés de couvain sans abeilles entre deux ou trois cadres de nourriture dans ces deux hausses (si vous ne possédez pas de cadres de nourriture, il faut tout de suite nourrir le nuclei avec du sirop)
après deux heures ou le lendemain, on peut transférer les cadres dans les deux hausses dans une ruchette
déplacer la nouvelle ruchette le même jour à 3 km de l'ancien emplacement et laisser voler librement les abeilles (evt. nourrir le nuclei)
premier contrôle après 9 jours de la jeune colonie (nbr. d'abeilles, nourriture,etc.), pour éviter l'essaimage et par sécurité, éliminer dans le nuclei toutes les cellules royales sauf une belle
dès qu'il n'y a plus de couvain operculé (env. après 24 jours) traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)

4. Nuclei à couvain

Déroulement du travail:

entreposer le cadre ou se trouve la reine de la colonie
déposer 2 - 5 cadres avec beaucoup de couvain operculé et couverts d'abeilles dans une nouvelle ruchette entre deux cadres de nourriture lourds (si vous ne possédez pas de cadres de nourriture, il faut tout de suite nourrir le nuclei avec du sirop)
ajouter avec une brosse les abeilles d'un cadre de couvain
replacer le cadre ou se trouve la reine dans la colonie donneuse et compléter les espaces vide avec des cadres de cire gaufrée
déplacer la nouvelle ruchette le même jour à 3 km de l'ancien emplacement et laisser voler librement les abeilles (evt. nourrir le nuclei)
premier contrôle après 9 jours de la jeune colonie (nbr. d'abeilles, nourriture,etc.), éliminer dans le nuclei toutes les cellules royales et introduire une reine d'élevage (ou en cas de nécessité on laisse le nuclei élever sa propre reine)
dès le moment qu'il y a une reine, nourrir avec 2 à 5 litres de sirop
si la jeune colonie élève sa propre reine et dès qu'il n'y a plus de couvain operculé (env. après 24 jours) traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)

voir aussi:

► Nucléus avec couvain regroupé
► Multiplication d’un nucleus

5. Nuclei avec reine

A conseiller avec des colonies prêtes pour l'essaimage

Déroulement du travail:

mettre 2 - 3 cadres sans cellules royales avec abeilles, couvain et reine entre deux cadres der nourriture dans une nouvelle ruchette (si vous ne possédez pas de cadres de nourriture, il faut tout de suite nourrir le nuclei avec du sirop)
enlever toutes les cellules royales de la nouvelle ruchette et de la colonie mère
déplacer la nouvelle ruchette le même jour à 3 km de l'ancien emplacement et laisser voler librement les abeilles (evt. nourrir le nuclei) ou la poser dans une cave sombre et fraîche pendant 2 nuits, puis l'installer de soir du troisième jour dans le rucher et laisser voler les abeilles
premier contrôle après 9 jours de la colonie mère (nbr. d'abeilles, nourriture,etc.), éliminer toutes les cellules royales et introduire une reine d'élevage
dès le moment qu'il y a une reine, nourrir avec de sirop
si la jeune colonie élève sa propre reine et dès qu'il n'y a plus de couvain operculé (env. après 24 jours) traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)

6. Nuclei avec les abeilles des hausses

Déroulement du travail:

Marquer et engager une reine d'élevage dans une cagette
Suspendre dans une ruchette neuve au minimum un cadre de pollen et un cadre de nourriture ainsi que 4 cires gaufrées, et introduire la nouvelle reine d'élevage au centre de la ruchette.
poser un chasse abeille, sur la nouvelle ruchette pour que les abeilles puissent descendre et plus remonter si la ruchette est plus petite que les hausses il faut ajouter des listes en dessous des chasses abeilles (voir image).
poser 2 - 3 hausses (1 à 2 kg d'abeilles) sur le chasse abeille attirée par les phéromones de la reine, les abeilles vont descendre dans la ruchette après env. 24 h enlever les hausses et fermer la nouvelle colonie

déplacer la nouvelle ruchette le même jour à 3 km de l'ancien emplacement et laisser voler librement les abeilles ou la poser dans une cave sombre et fraîche pendant 2 nuits, puis l'installer de soir du troisième jour dans le rucher et laisser voler les abeilles
nourrir de suite avec du sirop
premier contrôle après 7 jours de la nouvelle colonie (reine acceptée, nbr. d'abeilles, nourriture,etc.)
traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)

voir aussi:

► Nucléi d'été avec les abeilles des hausses

7. Essaim artificiel

Déroulement du travail:

capturer la reine de la colonie mère et la mettre dans une cage à reine
mettre la cage avec la reine de la colonie mère ou une nouvelle reine d'élevage dans une caisse à essaims (ou dans une ruchette avec des cadres de cires gaufrées)
prélever 1 à 2 kg d'abeilles de la colonie (ou de plusieurs colonies) mais sans la reine et les brosser dans la caisse à essaim
donner immédiatement un peu de nourrissement liquide à l'essaim artificiel
mettre l'essaim dans une cave sombre et fraîche jusqu'au moment où une grappe d'essaimage homogène s'est constituée autour de la cage à reine (une à deux nuits)
le déposer sur un site de jeunes colonies à environ 3 km de distance avec des cadres de cires gaufrées et libérer la reine (si l'essaim artificiel doit être logé sur le même site qu'auparavant, il faut le laisser au moins 4 nuits dans la cave et le nourrir)
premier contrôle après 7 jours de la nouvelle colonie (reine acceptée si introduit une nouvelle reine, nbr. d'abeilles, nourriture,etc.)
traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)
contrôle de la colonie donneuse

voir aussi:

► Essaim artificiel
► Essaim artificiel avec reine

8. Essaim naturel

L'instinct d'essaimage des colonies fortes peut ne pas être contré, mais être utilisé avantageusement pour la multiplication naturelle des colonies saines. Les colonies fortes, prêtes à l'essaimage produisent d'habitude des reines d'excellente qualité, car elles seront nées d'une manière naturelle grâce à l'abondance de la miellée de printemps.

Déroulement du travail:

vaporiser de l'eau sur la grappe formant l'essaim
secouer ou brosser la grappe dans une caisse à essaim
poser la caisse à essaim au sol à proximité (si possible à l'ombre)

laisser une ouverture afin que les abeilles encore en vol puissent rejoindre l'essaim
le soir à la pénombre, fermer la caisse à essaim et la mettre une ou deux nuits dans une cave sombre et fraîche
reloger la colonie le soir suivant dans uns ruche avec des cadres de cires gaufrées (poser une hausse vide sur la ruchette, déposer la grappe d'essaim dans la hausse vide en donnant un coup sur le couvercle de la caisse à essaim, fermer avec le couvre-cadre, enlever la hausse vide le lendemain)
au soir du deuxième jour, après avoir relogé, l'essaim sera nourri (3 à 8 litres de sirop, jusqu'à ce que tous les cadres soient bâtis)
premier contrôle après 7 jours de la nouvelle colonie (reine acceptée, nbr. d'abeilles, nourriture, marquage de la reine etc.)
traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)

Sources:

L'apiculture une fascintation, Edition SAR, Volume 1 (2014)

Créer de nouvelles colonies dans son rucher, Robert Hummel & Maurice Feltin (2015)

Voir aussi :

Tout sur l'essaimage

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. La dynamique de la population

Des interactions complexes entre des facteurs internes (p. ex. maladies, pratique d’apiculture, force de la colonie, etc.) et externes (p. ex. climat, emplacement, source de nourriture, etc.) influencent la dynamique et la croissance des colonies. Celles-ci peuvent s’adapter jusqu’à un certain degré à des défis environnementaux dans la mesure où elles adaptent le taux de ponte de la reine, le développement du couvain et la longévité des individus.

Le développement du couvain atteint sont sommet en juin (ligne verte)

Le principal facteur interne du développement de la colonie est le nombre d’œufs pondus par la reine. Le taux de ponte des reines varie de l’une à l’autre. Il dépend de la génétique et est limité par la physiologie et l’état de l’alimentation de la reine, ainsi que par la place disponible dans les rayons pour la ponte. La quantité de couvain obtenue dépend de la disponibilité de la nourriture et de « l’assiduité au soin du couvain » des ouvrières. La survie du couvain et la longévité des ouvrières déterminent le nombre d’œufs qui se développent en individus capables de fonctionner ainsi que la taille finale de la colonie. La quantité de couvain, à son tour, dépend des conditions climatiques et de leur influence sur la disponibilité de la nourriture. Etant donné que les variations sont très grandes, le choix du bon endroit pour le rucher est fondamental, probablement plus important encore que l’héritage génétique des abeilles et leur lignée (Ruttner et Ruttner, 1976).

L’apiculteur peut avoir une grande influence, d’une part par la prévention des maladies grâce à des méthodes de travail hygiéniques, d’autre part en favorisant au contraire les maladies en transportant les agents pathogènes d’une ruche à l’autre. Le développement de la colonie peut aussi être influencé par des empoisonnements d’origine humaine, par exemple lors de l’utilisation non conforme de pesticides agricoles ou de varroacides.

L'apiculteur a une grande influence sur le développement

La multiplication des abeilles se fait par la division de la colonie mère. Comme chez d’autres insectes qui construisent des sociétés, ainsi la plupart des fourmis, des guêpes et des termites, seule la reine pond des œufs et seule la reine peut fonder une nouvelle colonie. Chez les abeilles, la reine doit être accompagnée d’un grand nombre d’ouvrières afin de former une unité reproductive capable de survivre, l’essaim.

Afin de multiplier les chances de survie des deux unités, aussi bien l’essaim que la colonie mère, c’est l’ancienne reine qui quitte la colonie mère pour en fonder une nouvelle. La nouvelle reine qui émerge dans la colonie mère, reprend la sécurité de l’ancien nid et la zone de récolte éprouvée, mais aussi les maladies du couvain existantes. Elle doit aussi accomplir son vol nuptial qui l’expose aux prédateurs, aux accidents et aux maladies (via les mâles). Lorsque les circonstances le permettent (bonnes récoltes de nectar et de pollen), une colonie peut former plusieurs essaims au cours d’une même saison.

2. La "fièvre d'essaimage" : l'essaim se prépare

Si le nombre de cellules operculées dépasse le nombre de cellules non operculées le risque d'essaimage augmente.

Quand une colonie a beaucoup grandi et que les abeilles n’ont presque plus de place à leur disposition, les mouvements de la reine sont aussi restreints, surtout s’il y a de plus en plus de couvain operculé et qu’elle ne trouve presque plus de cellules vides pour y pondre ses œufs. La glande d’Anhardt sécrète alors une phéromone de marquage (empreinte du pied).

Cette sécrétion est 10-15 fois plus abondante chez la reine que chez les ouvrières, mais la composition chimique de cette phéromone est presque identique entre ces 2 castes (par opposition à celle des mâles qui est très différente). Par son passage sur les cadres, la reine dépose cette phéromone qui, si elle est associée au dépôt d’une phéromone mandibulaire, empêche les ouvrières de bâtir des cellules royales. Chez la reine, le développement des glandes d’Anhardt et la sécrétion de la phéromone de marquage suivent le taux de la ponte (saisonnière) et décline avec l’âge de la reine. Lorsque la surface du couvain operculé est très importante, que les alvéoles vides font défaut, freinant le taux de la ponte et que le grand nombre d‘ouvrières pousse la reine à divaguer sur la partie supérieure des cadres, des cellules d’essaimage apparaissent au fond de ceux-ci. Ce même phénomène s’observe si l’apiculteur « coupe en deux » le couvain par l’introduction d’une cire gaufrée. La partie du cadre moins visitée par la reine va bientôt comporter une cellule royale indésirable.

Elle se tient alors principalement dans la moitié supérieure des rayons et ne parvient quasiment plus aux extrémités inférieures. Et là des cellules royales seront bientôt construites. On peut supposer que c’est le contact avec la reine qui empêche la construction de cellules royales. Effectivement, elle répand avec ses tarses (articles des pieds) deux signaux chimiques – des phéromones – lors de ses promenades.

La phéromone d'empreinte du "pied de la reine" (Footprint Pheromone)

Photo: S. Imboden

Une de ces phéromones est produite par les glandes mandibulaires, l’autre par les glandes tarsales. Chez les reines qui pondent des œufs, les glandes tarsales sont particulièrement bien développées. Des expériences ont démontré qu’un mélange des deux phéromones prévenait la formation de cellules royales. La "fièvre d'essaimage" s'instaure quand ces phéromones ne sont plus produites en quantité suffisante ou sont mal réparties sur les rayons.

Les ouvrières commencent à construire des cellules royales sur les bords du nid à couvain, dans lesquelles la reine pondra rapidement des œufs. C’est le début d’une cascade ininterrompue d’événements :

Le butinage, l’envie de construire et le désir de nettoyer diminuent considérablement
L’agressivité augmente
Les ouvrières nourrissent moins leur reine. Elles la secouent, la poussent et la mordent, même
La conséquence est que la reine perd du poids et réduit son travail de ponte. Mais en même temps, elle redevient apte à voler
Les abeilles se préparent également au « départ » et se gorgent de nourriture. En l’espace d’environ dix jours, le poids moyen de leur jabot est quadruplé. Même les abeilles qui ne partiront pas participent à ces orgies alimentaires
La concentration en sucre du contenu du jabot des ouvrières passe d’environ 40% à 70 %. D’autres réserves sont accumulées dans le corps gras des abeilles.

A retenir que l’essaimage se prépare pendant 7 à 12 jours, il n’est pas soudain.

3. L'essaim primaire

En temps normal, le couvain ouvert occupe plus de place que le couvain operculé. Quelques jours avant l'essaimage, à cause du manque de place pour pondre, mais surtout à cause du ralentissement de la ponte, le couvain operculé occupe plus de place que le couvain ouvert. C'est au moment où ce rapport s'inverse et les abeilles operculent la première cellule royale que la fièvre d’essaimage est enclenchée.

Des cellules royales en bas du cadre annoncent souvent un essaimage

La plupart des essaims s’envolent entre 11 et 16 heures. Si l’essaimage est retardé de plusieurs jours par de mauvaises conditions de vol ou s’il s’agit d’un essaim secondaire, on entend les jeunes reines chanter dans les cellules royales. Dans ce cas, le jour précédant le départ des abeilles, la colonie est calme. Le jour de l’essaimage et juste avant le départ, les reines plaquent leur thorax fermement contre les rayons pour leur transmettre les vibrations que les rayons conduisent particulièrement bien. Les abeilles perçoivent ce signal grâce à des organes spéciaux situés sur leurs pattes. Les reines émergées "chantent", tandis que celles qui se trouvent encore dans les cellules royales émettent des sons stridulants. En réalité les reines ne chantent pas, mais produisent bel et bien des vibrations grâce à leurs ailes. Si plusieurs reines se trouvent dans la même colonie, chaque son obtient une réponse correspondante d’une concurrente.

La naissance de la première reine déclenche souvent le départ de l'essaim

La fonction de ces signaux n’a pas pu être élucidée jusqu’à maintenant. Il pourrait s’agir d’informer les jeunes reines de la présence de concurrentes et de les aider à se décider dans le processus de l’essaimage.

Les ouvrières peuvent aussi chanter. Avant que l’essaim ne quitte la ruche ou la branche où il est accroché, quelques ouvrières le préparent à l’envol par un chant. Elles commencent alors à chauffer leurs muscles. Le départ de l’essaim est déclenché par les mêmes ouvrières qui courent comme des folles parmi leurs congénères. Elles courent en zigzag sur les rayons et vibrent des ailes à courts intervalles. Ensuite, l’agitation se répand telle une avalanche dans toute la colonie. Alors que les ouvrières semblent désœuvrées sur la planche de vol, leurs glandes cirières travaillent et 6 petites plaques de cire apparaissent sur leur abdomen (on peut les voir en retournant l'abeille) pour être prêtes à construire de nouveaux rayons de cire alvéolaires dans la future ruche.

C’est alors qu’une vraie marée d’abeilles se déverse par le trou de vol entraînant la plupart du temps la vieille reine avec elle. Environ la moitié de l'effectif de la colonie (s'il s'agit d'un essaimage primaire) de la ruche sort à l’air libre (env. 1000 abeilles par minute). Des abeilles de la colonie voisine se joignent à cette nuée d’abeilles.

Le nuage d'un essaim est un grand spectacle

Lorsqu'un essaim d'abeilles émerge d'une ruche, il ne s'envole pas directement vers son nouveau site. Il se pose généralement dans un arbre ou sur une branche à quelques mètres de la ruche d'origine (ce qui permet parfois à l'apiculteur de le récupérer s'il le voit à temps). Attirées par différents signaux chimiques, les abeilles forment une grappe autour de la reine et se calment ensuite rapidement. Ce sont les phéromones de la chambre de l’aiguillon et des glandes mandibules de la reine associées à l’odeur de ventilation de la glande de Nasanov des éclaireuses qui ont un effet attirant. Tandis que les jeunes abeilles forment des chaînes lâches au centre de la grappe, les ouvrières plus anciennes forment un manteau dense autour d’elles.

L'essaim se pose d’abord à 10 à 50 m du rucher (ce qui permet parfois à l'apiculteur de le récupérer s'il le voit à temps)

Mais l’essaim manque encore d’une demeure appropriée. Env. 5 % des abeilles de l’essaim (les plus expérimentées) partent comme éclaireuses à la recherche de nouveaux sites convenables. Cet arrêt intermédiaire ne dure qu’un à trois jours. L'essaimage des abeilles est un véritable processus de démocratie directe et d'intelligence collective puisqu'il s'agit de parvenir à un consensus pour définir la future localisation de la colonie.

Toutes les éclaireuses ont le même pouvoir d'information et présentent de manière transparente et souvent simultanément leurs découvertes. Selon l'intensité de la communication, l'abeille découvreuse d'un site va recruter un nombre plus ou moins grand de nouvelles éclaireuses qui iront chacune le visiter et entreprendre une évaluation indépendante. Elles pourront à leur tour donner leur opinion. Après plusieurs heures et parfois jusqu'à 3 jours de mutualisation perpétuelle des connaissances, un consensus émerge de ce processus décisionnel et aboutit au choix définitif de la destination. Une décision sera souvent prise lorsque quelque 80 % des éclaireuses ont convenu d'un seul endroit et/ou lorsqu'il y a un quorum de 20 à 30 éclaireuses présentes sur un site de nidification potentiel. Dès que les éclaireuses se sont mises d’accord sur leurs nouveaux quartiers, elles retournent auprès de l’essaim pour leur en indiquer le chemin. Elles font des allers-retours en volant à grande vitesse au sein de la masse d’abeilles en direction du nouvel emplacement.

Ce processus collectif de prise de décision réussit remarquablement à identifier le nouveau site le plus approprié et à maintenir l'essaim intact.

Un bon nid doit avoir les qualités suivantes :

être suffisamment grand pour accueillir l'essaim (minimum 15 litres en volume, de préférence ~ 40 litres),
être bien protégé des éléments (pas trop de vent) et recevoir une certaine quantité de chaleur du soleil (de préférence à mi-ombre et entrée exposée vers l'Est pour favoriser la chaleur du matin,
avoir une petite entrée (environ 12,5 cm2) située au bas de la cavité,
ne pas être infesté de fourmis.

Les sites de nidification avec des nids d'abeilles ou des ruches abandonnées sont privilégiés, car les odeurs de miel et de propolis rassurent les éclaireuses (on s'en sert pour le piégeage d'essaims).

Une fois l'essaim définitivement fixé, les ouvrières bâtissent très rapidement des rayons de cire pour le nouveau couvain et pour y stocker du miel. La reine se remet à pondre seulement 3 jours après l'arrivée sur le nouveau site, afin d'assurer le développement de la nouvelle colonie le plus vite possible.

La reine pouvant vivre jusqu'à 5 ans, elle pourra essaimer plusieurs fois dans sa vie (mais généralement les apiculteurs remplacent les reines chaque année ou tous les deux ans pour s'assurer d'une ponte maximale).

Malheureusement un essaim dans la nature ne survit pas sans les traitements contre le varroa destructor
(photo: S. Imboden)

Si un essaim s'établit quelque part dans la nature, on dit qu'il retourne à l'état sauvage ou féral. Malheureusement la probabilité de survie au-delà de 2 ans est petite, car avec l’arrivée du parasite varroa destructor dans les années 80, des maladies sont transmises, causant la mort de la colonie.

Il est parfois possible d’observer des essaims en septembre encore. Mais plus un essaim se met en route tôt dans l’année, plus ses chances seront bonnes de former une population assez grande pour hiverner et accumuler suffisamment de provisions pour l’hiver.

4. L'essaim secondaire

Les abeilles restées dans la ruche souche disposent d’un gîte et d’amples réserves de nourriture. Mais avec le départ de l’essaim primaire, la taille de la colonie mère a diminué de quelques milliers d’abeilles. Bien que la ponte d’œufs de la vielle reine ait été fortement réduite juste avant l’essaimage, l’élevage du couvain battait son plein auparavant. Dans la colonie restante, il y a continuellement de nouvelles abeilles qui émergent et la population retrouve en peu de temps sa taille de départ.

La première reine émergée après le départ de l’essaim primaire et non fécondée s’envole fréquemment après env. 1 semaine avec un essaim secondaire, parfois accompagnée par plusieurs autres jeunes reines vierges. Le nombre d’abeilles de ces essaims secondaires est la plupart du temps inférieur à celui de l’essaim primaire, et la nouvelle reine n’est pas encore en ponte. Il n’est donc pas facile pour ces petits essaims de former une colonie capable de passer l’hiver avec suffisamment d’abeilles et de réserves de nourriture.

Il existe plusieurs types d’essaims :

Essaim primaire : Premier essaim qui s’envole avec l’ancienne reine
Essaim secondaire/tertiaire : Essaim avec une ou plusieurs jeunes reines non fécondées partant après l’essaim primaire. Une colonie peut former plusieurs essaims (tertiaire, quaternaire …)
Essaim chanteur ou essaim de chant : Si l’ancienne reine de la ruche meurt avant l’essaimage, les jeunes reines chantent avec zèle dans leur cellule et annoncent leur émergence
Faux essaim : La reine reste dans la ruche lors du départ de l’essaim ou elle y retourne
Essaim trompeur : À la suite d’une période prolongée de mauvais temps, il se peut qu’un grand nombre d’ouvrières accompagnent la reine lors de son vol nuptial. Si la reine chute lors de l’accouplement avec le faux-bourdon, une grappe d’abeilles se forme autour d’elle, puis se redéfait rapidement
Essaim de faim : Essaim provoqué par une longue période de famine.

Il ne peut y avoir qu’une seule reine par colonie. Dans la ruche d'origine, la première reine émerge de sa cellule généralement une semaine après le premier essaimage. Elle voudra instinctivement éliminer les autres reines encore nichées dans leur cellule royale ; mais si la colonie est assez populeuse, elle protégera les cellules royales et empêchera cette première reine de tuer ses reines sœurs. La première reine se mettra alors à chanter pour signaler sa présence. Si d'autres reines prêtes à naître entendent ce chant, elles y répondent depuis l'intérieur de leurs cellules et si la première reine estime qu'il y a trop de concurrentes à éliminer pour régner et trop d'opposition de la part des ouvrières, elle décide souvent de quitter la ruche dans un essaim secondaire pour éviter les nombreux combats potentiels (sa production de venin ne suffisant pas). Le processus se répète avec la reine vierge (émergente) suivante. Il peut donc y avoir un essaimage tertiaire dans les ruches les plus populeuses. Quand la colonie n'est plus assez forte pour s'opposer à la reine, elle laisse la première reine naissante tuer ses sœurs en rongeant latéralement les cellules de reines et en tuant les nymphes par une piqûre dans leur cellule ; mais si deux reines émergent au même moment, il s'ensuit un combat à mort qui peut blesser la survivante et produire ainsi une reine de piètre qualité. En revanche, si tout se passe bien, une semaine plus tard, la reine victorieuse effectue son premier vol nuptial (voir vidéo plus bas).

Jusqu’à l’émergence des premières abeilles de la nouvelle génération (env. après 35 jours), les colonies mères sont la plupart du temps passablement affaiblies et ne produisent souvent plus de récolte d’été. Elles parviennent néanmoins généralement à atteindre une taille suffisante pour hiverner.

5. Risques

L'essaimage est une étape vulnérable dans la vie des abeilles. Pendant cette phase, elles sont approvisionnées seulement par le nectar ou le miel qu'elles emportent dans leur estomac. Un essaim peut mourir de faim s'il ne trouve pas rapidement un site pour s'installer et des sources de nectar. Ceci se produit le plus souvent avec des essaims partis trop tôt dans la saison au printemps par un jour chaud qui est suivi par du temps froid ou pluvieux. La colonie d'origine, après s'être séparée d'un ou plusieurs essaims, est généralement bien approvisionnée en nourriture, mais la nouvelle reine peut être perdue ou mangée par des prédateurs pendant son vol d'accouplement ; enfin le mauvais temps peut empêcher son vol d'accouplement. Dans ce cas, la ruche n'a plus de jeune couvain pour élever des reines supplémentaires, et elle ne survivra pas.

Un essaim est très impressionnant, mais le danger pour l'Homme est moindre, car une abeille issue d'un essaim pique rarement pour plusieurs raisons :

Les abeilles sont sans logis, sans couvain et sans provisions. Elles n'ont rien à défendre.
Chaque abeille remplit son jabot de miel avant le départ. C'est la seule source de nourriture disponible pour l'essaim à court terme. Une abeille gavée de miel ne pique pas. C'est d'ailleurs pour cela qu'on enfume une ruche avant de s'en approcher, l'enfumage poussant les abeilles à se gaver de miel avant un éventuel départ d'urgence lié à un incendie.
Le sacrifice en grand nombre des abeilles conduit directement à l'affaiblissement de l'essaim puisqu'une abeille meurt après avoir piqué un homme (arrachement de l'aiguillon). L'établissement de la nouvelle colonie nécessite de conserver le maximum d'effectif.

Pour l'Homme, l'essaim n'est pas dangereux

Un apiculteur peut donc s'approcher ou toucher un essaim sans grand danger de piqûre. Cependant, un tempérament calme et des mouvements très lents sont nécessaires dans toutes les manipulations, afin de laisser les abeilles prendre leur place sans se froisser, pour éviter d'être associé à un danger. Toutefois il est bon de savoir que toute abeille écrasée piquera en retour, quelle que soit son humeur.

6. Récupération des essaims

Certains apiculteurs capturent les essaims qu'on leur signale. L'avantage est qu'ils récupèrent un essaim de production supplémentaire dans leur rucher. L'inconvénient est qu'ils récoltent une colonie essaimeuse dont la qualité de la reine est inconnue au lieu d'une souche sélectionnée plus stable. On ne connaît pas non plus l’état sanitaire de l’essaim, qui pourrait être porteur de maladies ou de varroas.

Il existe différentes méthodes pour capturer un essaim. C'est un procédé délicat dans lequel il convient d'accaparer la majorité des individus, le reste pouvant être récupéré ensuite.

Récolte d'un essaim à Montfavet dans les années 1900

Lorsque l'essaim se dépose et forme une grappe, il est relativement facile de le capturer dans une ruchette appelée nucléus. Une méthode qui peut être employée par une journée ensoleillée où l'essaim est situé sur une branche inférieure ou un petit arbre est de mettre un drap blanc sous l'emplacement de l'essaim. Une ruchette est placée sur le drap. L'essaim est pulvérisé de l'extérieur avec une solution d’eau sucrée (le fait de vaporiser de l’eau sucrée sur les abeilles de l’essaim rend leurs ailes collantes, ce qui les empêche de voler correctement : elles resteront alors plus tranquilles ou n’iront pas très loin) puis secoué vigoureusement de la branche. Le groupe principal, y compris la reine, tombera sur le drap blanc et les abeilles vont rapidement entrer dans le premier espace sombre en vue, qui est l'ouverture de la ruchette. Une marche organisée vers l'ouverture s'ensuivra et après 15 minutes la majorité des abeilles sera à l'intérieur du nucléus. Elles y resteront enfermées une ou deux nuits. Si la ruche est accueillante (propreté, emplacement, protection), l'essaim restera dedans.

Lorsqu'on récupère un essaim (surtout un secondaire ou tertiaire), il vaut mieux placer la ruchette au frais (pour que l'essaim se resserre autour de sa reine) et à l'obscurité pendant 48 heures sinon l'essaim peut facilement déserter. Une autre solution pour fixer l'essaim consiste à lui donner un cadre de couvain frais. 48 h après la récupération, on donne à cette nouvelle colonie du sirop 50/50 afin qu'elle puisse rapidement bâtir les rayons de sa ruche, les abeilles restant au logis pour le nourrir et le réchauffer.

6.1 Déroulement du travail

capturer l’essaim
le placer 1-2 jours à la cave fraiche
le reloger dans la nouvelle ruche
le nourrir
contrôler la présence de cellules royales
il est conseillé de traiter l’essaim à l’acide oxalique avant que le couvain soit operculé

Capturer l’essaim

vaporiser de l’eau sur la grappe formant l’essaim
secouer ou brosser la grappe dans la caisse à essaim ou dans une ruchette avec 6 cadres de cire gaufrée
poser la caisse à essaim ou la ruchette au sol à proximité (à l’ombre ou couvrir avec un linge humide)
laisser une ouverture afin que les abeilles encore en vol puissent rejoindre l’essaim
seulement une heure plus tard, ou le soir à la pénombre, fermer la caisse à essaim et la mettre une ou deux nuits dans une cave sombre et fraîche (si nécessaire nourrir)
reloger la colonie le soir suivant (les essaims primaires peuvent aussi être relogés tout de suite) et nourrir jusqu'à ce que les cadres soient bâtis (3 à 8 litres de sirop)
il est important de procéder à un traitement contre la varroase assez tôt après la capture (p.ex. à l'acide oxalique, hors couvain)
après 12 à 14 jours on contrôle la présence d’éventuelles cellules royales, la force de la colonie, la construction des cadres, les réserves de nourriture et la présence de la reine et de la ponte (pour les essaims secondaires, la reine devant encore se faire féconder, la ponte commencera env. après 2 semaines)
agrandir avec des cadres à bâtir et nourrir si nécessaire

Bon nombre d’apiculteurs racontent une utilisation réussie d’un attrape-essaim. Avec cela et un peu de chance, la récupération d’un essaim est très simple. Dès que les abeilles se sont suspendues sur l’attrape-essaim, celui-ci peut facilement être récupéré.

Ave un attrape-essaim et un peu de chance, la récupération d'un essain est simple.

La qualité des essaims récupérés dépend de la période de récupération. Les essaims secondaires ou tertiaires du mois d’avril ou mai ne posent généralement pas de problème. Ceux enruchés après la fin du mois de juin auront plus de mal à se développer. Comme disent les vieux apiculteurs : « Essaim de Mai vaut un char de blé ! Essaim de Juin vaut un char de foin ! Essaim de Juillet ne vaut pas une miette ! ».

6.2 Soins aux colonies qui ont essaimé (colonies mères)

Le jour 1 à 5 dès le départ de l’essaim, contrôler si une nouvelle reine est présente, enlever toutes les autres ou partager toute la colonie en plusieurs nuclei avec chacun une cellule royale mature. Si aucune reine n’est présente, laisser une seule cellule royale. Si la jeune reine émet des sons (chant des reines), la colonie veut à nouveau essaimer. Dans ce cas, les jeunes reines ou les cellules royales doivent être enlevées immédiatement (on peut les utiliser pour créer des nuclei). Une seule reine ou une seule cellule royale doit rester dans la colonie mère. Selon la miellée ou la force de la colonie, on enlève quelques cadres de miel et on resserre le couvain pour que tous les cadres soient bien occupés. Après 14 jours la jeune reine doit pondre. En l'absence de couvain, mettre un cadre de contrôle (test d'orphelinat).

Le test d’orphelinat

Une colonie sans couvain n’est pas nécessairement orpheline. La reine fait éventuellement une pause dans sa ponte ou la colonie fait l’objet d’une supersédure (remérage naturel) et la jeune reine ne pond pas encore des œufs. Ne pas oublier qu’une reine peut ne pas avoir été fécondée.

Comme test d’orphelinat, on introduit un cadre sans abeilles avec des œufs et du jeune couvain. Si la colonie est orpheline, on trouve trois jours plus tard sur le cadre de test des cellules royales de sauveté.

7. Les facteurs favorisant l'essaimage

race et souche de la colonie: certaines races sont bien plus essaimeuse que d'autre
prédisposition génétique de la reine
période de l’année : surtout au printemps avant la miellée
manque de place (congestion de la chambre à couvain) : beaucoup de cadres de couvain operculé, pas de possibilité de ponte pour la reine avec une énorme concentration d’abeilles
une ruche devenue trop petite : cela survient généralement après l'arrivée d'importantes quantités de pollen qui font rapidement grossir la population de la colonie. La conséquence: une dilution de la concentration des phéromones de la reine parce que la colonie est trop peuplée
manque d’espace pour stocker le miel lors de la miellée
manque de place pour la construction
conditions météorologiques défavorables : mauvais temps prolongé après une bonne miellée de fleurs, temps changeant
trop de nourrissement liquide en fin de printemps
l'âge de la reine (2 à 3 % d’essaimage pour une reine de l’année, mais n+1 ➜ 20 % (pour une reine de 2 ans) et n+2 ➜ 50 % (pour une reine de 3 ans). La destruction des cellules royales ne suffit pas à empêcher l'essaimage)
ensoleillement trop intense des façades de vol des ruches et température trop élevée dans la ruche (aération insuffisante)

8. Comment maîtriser l’essaimage ?

donner de l’espace à temps (nouveaux cadres à construire, poser les hausses, enlever des cadres de couvain avec les abeilles, etc.)
laisser construire beaucoup de cadres de cire gaufrée
découper régulièrement les cadres à mâles
introduire de jeunes reines de qualité
prédisposition génétique plus essaimeuse : choisir une reine de qualité. Les reines "tout venant" essaiment beaucoup plus que les reines créées par des professionnels.
de l’ombre sur la façade de vol des ruches l’après-midi par des feuillus (planter des feuillus pour avoir de l’ombre…)
couper une aile de la reine (ce n'est pas une méthode de prévention de l'essaimage, mais c'est une méthode de récupération des essaims)
détruire régulièrement les cellules royales (au moins une fois par semaine) est parfois conseillé, mais cela a en fait tendance à accélérer l'essaimage
prélever un paquet d’abeilles
prélever les cadres avec les cellules royales et faire des nuclei ; on pourra changer la reine plus tard si on veut
éloigner la reine : prendre un cadre avec la reine, le transporter dans une ruchette dans un rucher éloigné ; détruire les cellules royales tout-de-suite puis encore une semaine après ; remettre la reine dans la ruche, comme si on en introduisait une nouvelle
changer la reine : si on change la reine et qu’on enlève les cellules royales, probablement la fièvre va tomber
la division ou l'essaimage artificiel (voir chapitre 8.1)
l’inversion des hausses à couvain au printemps (voir chapitre 8.2)
appliquer la méthode du Demaree (ou Damier). Son principal objectif est de séparer le couvain non- operculé, incluant les œufs, de la reine (voir chapitre 8.3)
appliquer la méthode virdis: transfert du couvain operculé dans un 2e corps au-dessus du premier (voir chapitre 8.4)
encager la reine (méthode en train d'être testé par Serge Imboden et Claude Pfefferlé, Société d'apiculture de Sion: www.apision.ch) : Voir chaptire 8.5 et l'article: ► Eteindre la fièvre d'essaimage

8.1 Méthode 1: essaim artificiel

(voir article : ► Création de jeunes colonies)

Déroulement du travail:

capturer la reine de la colonie mère et la mettre dans une cage à reine
mettre la cage avec la reine de la colonie mère ou une nouvelle reine d'élevage dans une caisse à essaims (ou dans une ruchette avec des cadres de cires gaufrées)
prélever 1 à 2 kg d'abeilles de la colonie (ou de plusieurs colonies) mais sans la reine et les brosser dans la caisse à essaim
donner immédiatement un peu de nourrissement liquide à l'essaim artificiel
mettre l'essaim dans une cave sombre et fraîche jusqu'au moment où une grappe d'essaimage homogène s'est constituée autour de la cage à reine (une à deux nuits)
le déposer sur un site de jeunes colonies à environ 3 km de distance avec des cadres de cires gaufrées et libérer la reine (si l'essaim artificiel doit être logé sur le même site qu'auparavant, il faut le laisser au moins 4 nuits dans la cave et le nourrir)
premier contrôle après 7 jours (voir si la reine est acceptée sinon introduire une nouvelle reine, nbr. d'abeilles, nourriture, etc...)
traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)
contrôle de la colonie donneuse (cellules royales, présence de la reine, présence de ponte)

voir aussi :

► Essaim artificiel
► Essaim artificiel avec reine

8.2 Méthode 2 : encagement de la reine

Dès que la fièvre d'essaimage s'est instaurée, la cagette est insérée dans un cadre bâti au milieu du couvain de préférence sur le haut du cadre (découper la dimension de la cage dans la cire).
Lors d’une miellée encore en cours, il faut qu’il y ait suffisamment de rayons à miel à disposition au sein de la colonie pour que les rayons à couvain ne soient pas remplis de miel.
Enlever TOUTES les cellules royales
Après 5 jours recontrôler et enlever les cellules royales encore présentes

Après 14 jours vérifier que l'équilibre entre les cellules operculées et les cellules prêtes pour la ponte est restauré et que la fièvre d'essaimage est éteinte
Libérer la reine et vérifier après une semaine s'il n'y a pas des cellules royales et que la reine est bien active.

8.3 Méthode 3 : la méthode du Demaree

Un bon moyen pour prévenir l’essaimage est d’utiliser le procédé Demaree. Ce procédé a été conçu par George Demaree et présenté la première fois dans l’American Bee Journal en 1884. Son principal objectif est de séparer le couvain non-operculé, incluant les œufs, de la reine. Le couvain est placé au-dessus d’une grille à reine tandis que la reine est conservée en bas. Ce procédé réduit la surpopulation de la ruche et son désir d’essaimer. Il permet ainsi de conserver toute la population et de maximiser la production de miel.

Il s’agit ici de faire un essaim artificiel, sans séparer physiquement la colonie. On transfère tout le couvain, sauf un beau rayon de larves et d’alvéoles operculées, dans une hausse que l’on installe au-dessus des hausses à miel (pour les ruches Dadant : 2 hausses superposées). On laisse dans la hausse du bas un cadre de provisions, le rayon de couvain (avec la reine bien entendu), et 8 cadres vides et étirés. On place ensuite la grille à reine entre la hausse du bas et les hausses à miel.

La reine se retrouve ainsi avec 8 rayons à pondre. La majorité des abeilles restent en haut avec le couvain, mais redescendront à mesure que celui-ci éclot. Elles rempliront éventuellement la hausse de couvain du haut avec du miel.
Comme les abeilles qui restent avec le couvain du haut ne « sentent » plus la reine qui elle est en bas, elles se croiront orphelines et vont tenter d’élever une nouvelle reine à partir d’œufs présents dans les rayons. Il est donc important de retourner détruire TOUTES les cellules royales présentes sur les rayons de la hausse du haut une semaine à 10 jours après l’opération.
Ce procédé fait « croire » aux abeilles que l’essaimage a eu lieu, et de plus, cet ajout soudain d’espace de ponte pour la reine fera augmenter la population de la colonie notablement dans les semaines suivantes.

Ce plan est destiné initialement à réduire voire supprimer l’essaimage en séparant la reine de quasiment tout son couvain obligeant les nourrices à la quitter pour s’occuper de la nurserie séparée par une grille et éloignée au sommet. Les conditions d’essaimage ne sont donc plus, à ce moment, réunies ; il s’agit d’un essaimage dans la ruche . Il est appliqué sur une forte colonie mais si le but est d’obtenir des cellules royales on peut opérer une colonie de moyenne importance. L’intérêt de ce plan, demandant peu de temps à être appliqué, est que la recherche de la reine, toujours fastidieuse, est évitée, que les abeilles gardent la même odeur, et que la récolte est importante si les conditions météo et florales sont au rendez-vous. Il n’y a pas de division, pas de picking.

Voir aussi :

Les secrets passionnants de la lecture des déchets

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

La visite des ruches pendant l’hivernage n’est pas souhaitable, même par une belle journée ensoleillée. La colonie, qui forme une grappe pour minimiser les pertes de température et optimiser sa consommation de nourriture, ne doit pas être dérangée.

En cas de dérangement, la grappe a tendance à se dissocier. L’augmentation du volume de cette grappe s’associe à une augmentation de sa surface, donc de la déperdition de chaleur et à une augmentation des échanges d’oxygène avec le cœur de la grappe qui engendre une augmentation de la production de chaleur et de la consommation de combustible. L’ouverture de la ruche refroidirait inutilement la colonie et détruirait les ponts de propolis qui assurent une bonne étanchéité contre les courants d’air.

L’observation au trou de vol n’apportera que peu d’informations, car les abeilles ne volent que peu en dessous de 8-10°C. La planche d’envol permet parfois de retrouver un peu d’eau de condensation qui rassure l’apiculteur : ce phénomène physique permet d’affirmer que de l’air chaud et humide (produit par la colonie) entre en contact avec de l’air froid (présent dans la ruche ou proche de la grille d’entrée) ou un solide froid, par exemple la paroi de la ruche ou le couvre-cadres.

L’estimation du poids des réserves en soupesant l’arrière de la ruche est pour le moins subjective et ne permet souvent pas de certifier que tout va bien dans la ruche…

Il nous reste donc l’examen du tiroir. Ce dispositif amovible, situé sous le fond grillagé du corps de la ruche, récupère les déchets produits par la colonie. Ceux-ci traversent la grille du plancher grâce aux allées et venues des ouvrières et tombent sur un lange huilé ou non en formant des dépôts parallèles aux cadres, parfois interrompus par des traverses du plancher de la ruche.

Le tiroir est examiné après avoir été placé sous la colonie pendant 48 -72 heures. Trop souvent le tiroir ne sert qu’à repérer la présence plus ou moins abondante de chutes naturelles de varroas morts. Pourtant le tiroir est le miroir de la vie de la colonie juste au-dessus… Si l’apiculteur se donne la peine de l’examiner régulièrement, les éléments, déchets, débris et autres résidus observés livrent de précieuses informations concernant ce qui se passe entre les cadres du corps de ruche, où se loge la colonie. L’examen du tiroir doit toujours être corrélé avec le calendrier apicole : un tiroir examiné en été sera très différent du même tiroir ouvert à Noël.

1. Force et position de la colonie

La visualisation d’andins correspond aux chutes de débris à partir des ruelles entre les cadres. Ces andins permettent de situer la position de la colonie et sa force. Pendant l’hiver la grappe se place volontiers proche de la paroi de la ruche qui est chauffée par l’ensoleillement, donc souvent le sud. Le comptage des andins permet de déterminer le nombre de cadres entre lesquels la colonie se regroupe, donc la taille approximative de cette grappe.

Photo 1 : Les andins permettent de situer la position de la colonie et sa force. Une colonie forte compte au
minimum 4-5 cadres occupés.

Les bandes de déchets indiquent le volume et la position de la grappe hivernale. Le couvain s’étend à l’approche du printemps. Dès lors, si le développement de la colonie stagne, voire régresse, l’apiculteur examinera attentivement le couvain à la recherche d’une cause claire. L’examen de la reine est également indispensable pour vérifier son âge (déclin de la ponte), ou son éventuel remérage suivi d’une fécondation incomplète, voire absente (reine vierge).

Aucune mesure à prendre
Si la colonie reste à peu près de même taille ou qu’elle rapetisse, cela peut indiquer un problème de couvain ou de reine.

2. Activité des ouvrières

L'observation plus précise des déchets présents dans les andins nous donne des renseignements précieux quant à l’activité des ouvrières. Des débris brun foncé correspondent à la désoperculation des réserves de miel : la colonie consomme du carburant pour que le cœur de la grappe puisse chauffer la reine, l’éventuel couvain très peu développé et les couches périphériques du manteau de la grappe dont la température ne doit pas descendre en dessous de 6°C. On se rappelle qu’en dessous de 6°C, les abeilles sont engourdies et finissent par mourir de froid.

Début mars, bâtisse chaude (Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 2 : Les débris brun foncé (plus anciens) et les débris brun clair (plus récents) correspondent à la désoperculation des réserves de miel.

Photo 3 : Miettes blanches : Les abeilles entament la réserve hivernale. Du sucre cristallisé, que la colonie n’a pas pu consommer en raison du manque d’eau, tombe sur le plateau.

Pas d’intervention tant que les abeilles peuvent piocher dans la réserve.
Lorsque le froid s’installe, vérifier que les abeilles peuvent accéder à la réserve. Si ce n’est pas le cas, ajouter un cadre de nourriture complet à proximité de la grappe hivernale.

3. Plancher difficile à interpréter

Ce plancher est difficile à interpréter, car il a été posé pendant plusieurs jours, voire semaines. Les dépôts de déchets sont trop épais pour pouvoir en tirer des indices fiables quant à la santé de la colonie. Les andins brun sombre du centre correspondent à la désoperculation de vieilles réserves operculées. Les andins de couleur plus claire correspondent à la désoperculation de réserves plus récentes. On peut penser que la colonie a changé de place en fonction de la position des réserves, car il est improbable qu’elle occupe 10 cadres complets (11 andins)… Un peu de moisissure sur le fond de la photo témoigne de la condensation au-dessus de la grille du trou de vol.

Photo 4 : Un tiroir qui n'est pas renouvelé régulièrement est difficile à interpréter. Règle : laisser le tiroir max. 1 - 5 jours

Photo 5&6 : Miettes claires de cire : ouverture de nourriture operculée (nouveaux rayons)

Aucune mesure à prendre

Miettes brunes de cire : colonie en train de produire du couvain

Aucune mesure à prendre
Lors du contrôle de printemps, retirer les anciens cadres foncés

4. Le type de nourriture

Les petits cristaux translucides, évoquant du sucre cristallisé et à la saveur sucrée si on les dépose sur la langue, proviennent de la consommation du sirop/candi.

Les microcristaux blancs (image en bas) ressemblant à de la farine, sans saveur sucrée, correspondent à la consommation du mélézitose ou éventuellement d’un autre sucre très cristallisé qui demande beaucoup d’énergie pour sa dissolution (miel béton, par exemple miel de lierre).

(Photo : S. Imboden, 30 décembre)

Photos 7, 8, 8b (S. Imboden, 22 décembre) : Il est possible de déterminer le type de sucre :

en haut : sucre cristallisé (sirop/candi)
en bas : mélézitose

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

5. Sirop, candi ou nectar

Une gouttelette ovaloïde translucide correspond à du nectar non encore transformé en miel et donc non operculé. Ces gouttelettes peuvent aussi correspondre à du sirop de nourrissement ou du candi. Il ne faut pas les confondre avec de l’eau de condensation qui forme des flaques plus ou moins étendues (voir tiroir no 10).

Fin décembre (Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 9 : Une gouttelette ovaloïde translucide correspond à du nectar non encore transformé en miel, du sirop de nourrissement ou du candi.

6. Activité des abeilles cirières

La découverte de fragments de cire translucide signe l’activité des abeilles cirières. La construction de rayons est donc en cours et le volume de la colonie se développe progressivement. La cire se colore progressivement en beige, en jaune pâle puis en brun de plus en plus sombre lorsque les ouvrières maçonnes y incorporent des solvants salivaires, du pollen et d’autres composants d'hydrocarbures. On se rappelle que la production des glandes cirières varie suivant l’âge de l’ouvrière. A compter du 12e jour après la naissance, la production cirière est maximale. Elle commence à décroître à partir du 18e ou 19e jour de vie de l’ouvrière, mais reste possible jusqu’en fin de vie de l’abeille si le besoin se fait sentir, par exemple à la reprise de la ponte, au printemps, lorsqu’il faut operculer les larves de 6 jours.

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 10&11 : A ne pas confondre les cristaux de sucre (voir photo 7) avec les cristaux de cire (cercles rouge).
Excréments de la fausse teigne (cercles bleus)

Photos 12, 13 & 13a : Les abeilles veulent construire. Au printemps, c’est un signe que la colonie se développe.

Laisser construire les cadres de cire gaufrée

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

7. Pollen source de protéine

Le pollen, auquel sont ajoutés du nectar, des sécrétions glandulaires et des bactéries lactiques par les abeilles, subit une fermentation pour former le pain d’abeilles. La composition du pain d’abeilles est globalement proche de celle du pollen frais, mais celui-ci contient plus de composés indispensables, de bactéries, d’enzymes et de moisissures (Guilliam, 1997). Sa valeur biologique est ainsi supérieure.

Le pain d’abeilles apporte les protéines, les acides aminés, les fibres, les lipides, les vitamines et minéraux à la colonie. Il va ainsi permettre d’équilibrer le régime alimentaire des abeilles afin de leur éviter des carences (en particulier en vitamines et minéraux). Une colonie consomme entre 12 et 40 kg de pollen par an. L’aspect qualitatif des pollens est très important dans la mesure où c’est la diversité des protéines apportées à la ruche qui est déterminante.

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

Photo 14 : Du pollen sur la planche évoque que la reine est en ponte

Photo 15 : La colonie a déjà produit beaucoup de couvain et stocke du pollen.

Aucune mesure à prendre.

8. Eau de condensation

Lorsque la colonie consomme les réserves de miel et transforme le glucose/fructose en énergie, les réactions chimiques consomment de l’oxygène (O²) et produisent du gaz carbonique (CO²) et de l’eau. La condensation de cette eau forme des gouttes plus ou moins étendues se mêlant aux débris sur le tiroir. L’eau de condensation permet de confirmer que la colonie produit de la chaleur, soit pour elle-même (grappe) soit pour élever du couvain. Si en plus, l’observation du trou de vol révèle des apports de pollen et que les porteuses d’eau sont au taquet, un élevage de couvain est très probablement en cours.

(Photo : S. Imboden)

Photo 16 : Quand les nuits sont encore froides, l'eau de condensation indique que l'élevage de couvain est très probablement en cours.

Photo 17 : La colonie entretient probablement le couvain et a besoin d’env. 1 kg de nourriture par semaine.

Contrôler nourriture. Si insuffisante, poser un cadre de nourriture rempli près du nid à couvain.

9. Pénurie de nourriture, couvain refroidit ou fausse teigne

Des exuvies de larves enroulées ou morceaux de pupes indiquent qu'il y a pénurie de nourriture (cannibalisme) ou la surface du couvain est trop grande par rapport au nombre de nourrices (le couvain se refroidit). Des maladies ou la fausse teigne pourraient aussi être l'origine de ces larves ou pupes.

Contrôler immédiatement s’il y a assez de nourriture au sein de la colonie. Si ce n’est pas le cas, poser un cadre plein de nourriture près du nid à couvain.
Resserrer la colonie si le couvain est refroidit.

Photos 18, 19 : Attention aux signes de pénurie de nourriture

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

10. La propolis

Les gouttelettes colorées jaune ocre-vert-brunes évoquent des gouttes de propolis utilisées pour colmater les fissures/ouvertures de la ruche. Ce matériau complexe est fabriqué par les abeilles à partir de certaines résines végétales provenant de conifères, mais également des bourgeons de plusieurs espèces d'aulnes, de saules, de bouleaux, de pruniers, de frênes, de chênes et d'ormes, de peupliers (qui semblent être la source la plus importante) et de marronniers. Après sa récolte, les abeilles y incorporent de la cire et des enzymes salivaires. La propolis est également utilisée par la colonie pour embaumer un intrus mis à mort (musaraigne/sphinx…) et maintenir une hygiène parfaite grâce à ses propriétés antiseptiques.

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 20 : La propolis est un matériel complexe qui est fabriqué par les abeilles à partir de certaines résines végétales. A ne pas confondre avec les excréments d'abeilles ci-dessous

11. Les excréments des abeilles

Si le tiroir révèle une ou deux taches ovoïdes, inhomogènes, de couleur brunâtre, il peut s’agir d’une déjection d’une abeille qui aura eu de la peine à faire son vol de propreté à cause de conditions météo défavorables. En revanche, si le plateau est maculé de déjections l’apiculteur va évoquer une nosémose, maladie parasitaire de l'abeille due à un parasite de la classe des fongidés (autrefois il était classé dans les Protozoaires). Cette pathologie touche les trois castes d'abeilles et est due à la prolifération dans les cellules intestinales de Nosema apis ou Nosema ceranae. Le parasite peut être présent sous forme non pathogène dans la colonie (atteinte asymptomatique), ou devenir pathogène (maladie) sous l'influence essentiellement de causes favorisantes comme l’humidité, la claustration, l’élevage sur du mélézitose...

Le cycle est complexe et varie selon les conditions du milieu. Le parasite peut se trouver sous deux formes qui correspondent aux deux principales phases de son cycle :

Stade de morphologie amiboïde : phase végétative et reproductrice du parasite par division cellulaire, dans les cellules intestinales de l'abeille.
Stade de spore : phase passive et de résistance, mais aussi de dissémination.

Lorsqu'elles sont ingérées par l’abeille (alimentation, nettoyage), les spores vont germer dans l'intestin moyen où l'environnement leur est favorable. Puis elles pénètrent dans les cellules de la paroi grâce à un filament polaire qui permet la migration du matériel infestant (sporoplasme) dans la cellule épithéliale. Nosema sp. se multiplie et croît. Au terme de ce développement, la cellule infectée dégénère et est généralement détruite, ce qui permet la libération de grandes quantités de spores qui vont réinfecter d’autres cellules ou qui seront évacuées avec les déjections, devenant ainsi une source de contamination importante dans l'environnement de la ruche.

Les spores peuvent résister 5 à 6 semaines dans les cadavres d'abeilles, un an et plus dans les excréments et 2 à 4 mois dans le miel.

(Photo : Stadtbinen.org)

Photo 21 : Si le plateau est maculé de déjections l’apiculteur va évoquer une nosémose, maladie parasitaire de l'abeille

Photo 22&23 : Les excréments d'abeille (jaune-brun) peuvent être un signe de maladie ou de stress (p.ex. traitement contre les varroa). La diarrhée des abeilles est la plupart du temps causée par la dysenterie ou le Nosema.

La dysenterie est une affection intestinale non contagieuse qui apparaît surtout en hiver. Des problèmes dus à l’hivernage sont la cause de cette diarrhée. Elle est notamment déclenchée par des réserves de miel de forêt ou par un stress, tel que manque d’air ou perturbation du repos hivernal. La dysenterie causée par des amibes est contagieuse.

Le Nosema est une maladie fongique qui peut apparaître sous l’effet de deux différents agents pathogènes : Nosema apis et Nosema ceranae. De nouvelles spores sont transmises par les excréments.

En cas de légère infestation, la meilleure solution est la formation d’un essaim artificiel placé dans une ruche propre sur cadres de cire gaufrée.
En cas de forte infestation, l’élimination de la colonie et des cadres est la meilleure solution.

12. Des œufs

Lorsque quelques œufs sont visibles sur le tiroir, la reine est en ponte. Habituellement un œuf pondu au fond d’un alvéole ne se retrouve pas sur le tiroir. La présence de nombreux œufs pourrait évoquer une ponte bourdonneuse (plusieurs œufs par alvéole, dont certains sont déplacés par les ouvrières), éventuellement un cannibalisme du couvain ouvert après un coup de froid... Lors de la reprise de la ponte, il faut suivre les réserves de près pour être certain que le combustible ne manque pas. Lors d’un éventuel retour de froid, le couvain fermé n’est habituellement pas abandonné et les abeilles chauffeuses feront tout leur possible pour maintenir une température de l’ordre et 34-37°C pour la survie de ce couvain particulièrement sensible.

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

Photo 24 : Lorsque quelques œufs sont visibles sur le tiroir, la reine est en ponte.

Janvier (Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 25 : La présence de nombreux œufs pourrait évoquer une ponte bourdonneuse (plusieurs œufs par alvéoles, parfois sortis par des ouvrières nettoyeuses), éventuellement un cannibalisme du couvain ouvert après un coup de froid...

Une colonie bourdonneuse n'a plus d'avenir. Elle ne peut élever plus que des mâles, soit parce que sa reine a perdu la capacité à féconder les œufs qu'elle pond, soit parce qu'il n'y a plus de reine du tout, et que des ouvrières pondeuses ont pris le relais.

Secouer les abeilles à env. 50m de la ruche

13. Les fragments d'opercules

Des fragments d’opercules, ressemblant à des cupules jaunes/beiges, sont détectés lorsque le couvain commence à émerger. On peut en déduire que la reine est en ponte depuis plus de 3 semaines. Les observateurs aguerris feront la différence entre les opercules du couvain d’ouvrière (plus petits) et ceux du couvain de mâles ( plus grands).

Fin novembre (Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 26 : Des fragments d’opercules, sont détectés lorsque le couvain commence à émerger.
On peut en déduire que la reine est en ponte depuis plus de 3 semaines.

Printemps; Photo : http://apiruche.over-blog.com/

Photo 27 : Beaucoup de grands fragments d'opercules au printemps peuvent signaler que les mâles sont massivement en train de naître et d'ici deux semaines ils seront sexuellement mûrs. Ce sera donc le début des essaimages. Mais cela peut aussi signaler que la colonie est bourdonneuse.
Une colonie bourdonneuse n'a plus d'avenir.

Secouer les abeilles à env. 50m de la ruche

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

Photo 27a : Même fin novembre on peut trouver des fragments d'opercules (coin droite)

14. Débris d’opercules de couvain et d'alvéoles de nourriture

L’observation de déchets évoquant de la chapelure grossière correspond à des débris d’opercules de couvain que les abeilles émergentes découpent avec leurs mandibules. Les déchets ressemblant à de la chapelure plus fine proviennent de la désoperculation des alvéoles des réserves de nourriture par les abeilles magasinières.

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

Photo 28 : Des débris d'opercules grossiers indiquent l’émergence de jeunes abeilles. Les débris plus fins proviennent des alvéoles des réserves de nourriture.

(Photo : S. Imboden, 30 décembre)

Photo 29 : Débris d'opercules du couvain et/ou des alvéoles des réserves de nourriture.

15. Couvain calcifié

Le couvain calcifié est une maladie fongique qui affecte le couvain d’ouvrières et de mâles. Le tiroir peut également être chargé de fragments de larves momifiées. L'ascosphérose, également appelée « couvain plâtré ou calcifié », est une infection des larves de l'abeille mellifère par le champignon Ascosphaera apis. Celui-ci entre dans son hôte par ingestion de spores, puis se développe dans l'intestin avant d'atteindre la peau de la larve qu'il tapisse d'un duvet blanc et qui finit par se dessécher en donnant un aspect de momie et par s’effriter avec la consistance de la craie, la larve restant blanche ou virant au noir en cas de sporulation. La maladie apparaît principalement dans des colonies faibles ; elle est favorisée par de fortes chutes de température et un taux d’humidité élevé. Elle peut affecter des colonies individuelles ou, dans le cas de mauvaises conditions météo (froid, humidité) des ruchers entiers sous forme d’épidémie. Un emplacement régulièrement et massivement atteint de couvain calcifié est considéré comme inadéquat ; les ruches devraient par conséquent être déplacées dans un endroit plus ensoleillé. Une forte infestation peut tuer les colonies.

Début mars (Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 30 : Le matin tôt, des momies gisent sur le fond de la ruche et la planche de vol, le plus fréquemment au printemps en raison des retours du froid et d’un mauvais apport nutritionnel. Du fait de la température, les cadres situés en périphérie sont souvent les plus atteints.

Photo 31&32 : Les momies se décolorent en fonction de l’évolution du champignon. D’abord blanches, elles deviennent grises, puis noires quand les filaments forment les sporophores. En cas de forte infestation :

Mettre la colonie en ruche sur cire gaufrée, dans une ruche propre (fondre tous les anciens cadres)
Changer la reine (meilleur instinct de nettoyage)
Soufrer les colonies faibles, fondre tous les cadres
Trouver un meilleur emplacement

16. Intrus: Varroa destructor

La présence d’un tel tapis de varroas morts sous la colonie est à corréler avec l’éventuel traitement avec AF ou AO que l’apiculteur vient d’administrer… Si cette chute est « naturelle » (avec un délai de plus de 15 jours après un traitement), la colonie n’a que peu de chance de survie sauf si un traitement d’urgence par AO est effectué à court terme, après avoir entièrement retiré le couvain.

Pour se reproduire, la femelle varroa fécondée se loge dans l’alvéole prête à être operculée. La fondatrice commence à pondre entre 60 et 70 heures après operculation, à raison d’un œuf toutes les 30 heures, d’abord un mâle puis les femelles. Après avoir atteint sa maturité sexuelle, le frère va féconder ses sœurs, également dès qu’elles seront matures sexuellement. La fondatrice pond ainsi jusqu’à 5 œufs dans du couvain d’ouvrières et jusqu’à 6 œufs dans du couvain de faux-bourdons. Lors de l’émergence de l’ouvrière parasitée, la fondatrice + 2-3 femelles varroas fécondées quittent l’alvéole. Lors de l’émergence du faux-bourdon parasité, la fondatrice + 4-5 femelles varroas fécondées quittent l’alvéole. Le mâle varroa, qui est de couleur beaucoup plus claire que la femelle, meurt après ses accouplements et ne sortira donc pas vivant de la cellule. Les femelles matures, mais non fécondées ne pourront pas engendrer de descendance.

25% des varroas se retrouvent dans les chutes naturelles immédiates après l’émergence de l’imago (formes immatures, non fécondées, épouillage, etc.). Une femelle varroa fécondée peut effectuer plusieurs cycles ; au cours de sa vie, une femelle varroa fécondée donnera naissance à en moyenne 2-6 varroas femelles fécondées. En conditions optimales (absence d’effondrement/blocage de ponte/essaimage), la population des varroas double tous les 20-30 jours.

Le varroa adulte a la forme d’une petite cupule ovoïde, rouge orangé, brillante au niveau dorsal et mate au niveau ventral. En regardant bien, on distingue ses pattes qui dépassent souvent le bord de sa carapace. L’examen attentif du tiroir permet de repérer des formes immatures plus claires, voire blanchâtres, correspondant à des acariens sexuellement immatures, donc non fécondés et qui ne survivent pas à l’émergence de la jeune abeille.

Photo : S. Imboden, 22 décembre, 3 jours après le traitement à acide oxalique

Photo 33 : 25% des varroas se retrouvent dans les chutes naturelles immédiates après l’émergence de l’imago.

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

Photo 34 : Valeurs limites de la chute naturelle du varroa et actions appropriées :

Fin mai : si plus de 3 acariens par jour, effectuer un traitement d’urgence.
Fin juin/début juillet : si plus de 10 acariens par jour, effectuer un traitement d’urgence ou commencer immédiatement le 1 er traitement estival.
Fin octobre/début novembre : si plus de 5 acariens par jour, effectuer immédiatement un traitement complémentaire à l’acide oxalique.
Reste de la saison apicole : si plus de 10 acariens par jour, agir immédiatement.

17. Intrus: Souris

La présence de nombreux débris de pattes/ailes d’abeilles et de fragments d’excréments noirâtres, un peu allongés, mais sans stries, fait suspecter la présence d’une souris qui a élu domicile au fond de la ruche pour passer l’hiver au chaud. Elle y bâtit son nid et on retrouve des débris grossiers de bois/paille sur le tiroir…

Mai (Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 35 : La présence de nombreux débris de pattes/ailes d’abeilles et de fragments d’excréments noirâtres, un peu allongés, mais sans stries, fait suspecter la présence d’une souris.

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 36 : Les excréments de souris peuvent aussi avoir un aspect plus clair.

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 37 : Les bandes de déchets indiquent l’importance et le lieu du siège hivernal. Le couvain s’étend à l’approche du printemps.

Si la colonie est dérangée, éloigner la souris

Photo 38 : La musaraigne est très petite et peut entrer dans de petites ouvertures.

18. Intrus: Fausse teigne

La découverte de déchets de couleur noire, plus ou moins rectangulaires et striés, provient de la larve de la fausse teigne. Si le papillon adulte ne se nourrit pas, il en va tout autrement de la chenille dont la voracité interpelle le biologiste. Grâce à ses mandibules acérées, la larve dévore tout ce qu’elle trouve sur son passage : résidus au fond des alvéoles de couvain, pollen, cire, miel, larves, bois, polystyrène des ruchettes de fécondation…

La rapide croissance de la chenille lui permet d’atteindre une taille de plusieurs cm, en doublant son poids chaque jour pendant les 10 premiers jours après l’éclosion !

Cette incroyable vitesse de croissance explique que la fausse teigne peut anéantir en 10 à 15 jours l’ensemble des rayons d’une ruche affaiblie.

Janvier

Photos 39, 39a, 39b : Une infestation de fausses teignes est aisément identifiable grâce aux déjections noires que l’on retrouve sur le tiroir.

(Photo : S. Imboden, 20 novembre)

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)
Photo 40 : Ne pas confondre les déchets cellulaires (en haut) et les excréments de la fausse teigne (en bas).

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 42 : Excréments de la fausse teigne (en bas) et excrémements de la souris (musaraigne) (en haut)

Photo 41 : En outre, l’observation de plusieurs alvéoles désoperculés, ceints d’un bourrelet (couvain chauve) et/ou accolés linéairement (couvain tubulaire), indique la présence d’une galerie creusée en profondeur par la fausse-teigne.

Congeler à -18°C les rayons de nourriture durant deux jours, puis les stocker dans des caisses fermant hermétiquement

Fondre ou détruire immédiatement les rayons avec présence de soie

L’acide acétique à 60-80% tue tout particulièrement les œufs et le papillon de la fausse teigne

19. Hôtes : Pseudoscorpions (Ellingsenius indicus)

Une observation attentive du tiroir permet parfois de découvrir des hôtes inhabituels de la ruche. Des biologistes ont découvert, en 1930, la présence de petits arthropodes vivant à l’intérieur des ruches et se nourrissant de déchets divers (abeilles mortes, couvain malade, larves de teigne, etc.). Les arthropodes sont des animaux invertébrés à exosquelette rigide (chitineux), dont le corps est segmenté et dont les membres ou appendices sont composés d’éléments articulés qui leur confèrent une grande liberté de mouvement. La carapace inextensible est régulièrement remplacée au cours de la croissance de l'animal par des mues successives.

Ellingsenius indicus est un de ces pseudoscorpions faisant partie des arachnides et possédant donc 4 paires de pattes. Il est pourvu d’une paire de pinces, mais n’a pas d’aiguillon et mesure environ 6-8 mm de long. Il vit en Asie et cohabite familièrement avec l’abeille locale Api cerana. Ellingsenius indicus est friand de varroa qu’il dévore en l’immobilisant avec ses pinces, plongeant ses mandibules (chélicères) sous la carapace de chitine et en suçant l’intérieur du corps de l’acarien après y avoir injecté un suc liquéfiant. Ce pseudoscorpion est totalement inoffensif pour l’abeille A. cerana qui accepte même de le transporter, fixé sur son thorax, d’un coin à l’autre de la ruche. Il participe au maintien d’un taux d’infestation bas en dévorant plusieurs dizaines de varroas par jour.

Photo 43 : Le pseudoscorpion est un hôte extrêmement rare. Il ne peut pas tenir le varroa en échec mais réjouissez-vous tout de même de sa présence.

Photo 44 : Ellingsenius indicus est friand de varroa qu’il dévore (4-6 varroa par jour) en l’immobilisant avec ses pinces.

Aucune mesure à prendre

20. Hôtes : Fourmis

Les fourmis sont très proches des abeilles non seulement dans la classification des insectes (ordre des hyménoptères) mais par bien des aspects de leur organisation sociale et de leur mode de communication. Elles bénéficient de la chaleur de la ruche, chapardent les résidus de substances sucrées (miel, nectar, gelée royale) ou se nourrissent des déchets et des cadavres de leurs cousines qui les tolèrent.

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photo 45 : Une colonie en pleine forme ne craint rien des fourmis.

Aucune mesure à prendre

21. Hôtes : Acariens du pollen

On peut parfois observer de minuscules organismes ovoïdes, beaucoup plus petits que les varroas, de couleur blanchâtre, arborant plusieurs pattes (8), et qui courent à grande vitesse sur le tiroir recouvert de débris de pollen/cire. Il s’agit d’acariens du pollen, totalement inoffensifs pour les abeilles et qui vivent dans les déchets de la colonie, tel de véritables éboueurs. La photo ci-dessous permet de comparer la taille de ces acariens par rapport au varroa cerclé de rouge, juste à côté de la boule de pollen. On aura remarqué au passage 2 varroas immatures de coloration beige, celui cerclé de bleu, qui présente sa face dorsale et l’autre, cerclé de jaune, sa face ventrale...

(Photo : Wolfhard S. Hüsken)

Photos 46, 47 & 46a: Les acariens du pollen sont totalement inoffensifs pour les abeilles et qui vivent dans les déchets de la colonie.

Aucune mesure à prendre

aucune mesure à prendre

22. Pillage

La découverte de nombreux débris d’ailes, de pattes, etc. fait suspecter de pillage d’une colonie faible, malade et/ou orpheline, par l’intrusion d’un hôte indésirable dans la ruche (abeilles, guêpes, musaraigne...).

Voir aussi:

Cascade infernale : Chronique d’une mort annoncée

Thu, 31 Dec 2026 00:00:00 +0100

0. Abstract

L’affaiblissement d’une colonie d’abeilles résulte rarement d’un facteur isolé. Il s’agit le plus souvent d’un processus progressif où plusieurs contraintes – pression parasitaire, déséquilibre nutritionnel, perturbations thermiques ou exposition à des toxines – interagissent et réduisent progressivement la résilience du superorganisme.

Le modèle présenté dans cet article décrit trois spirales principales pouvant s’autoamplifier : une spirale infectieuse, une spirale de refroidissement et une spirale de famine. Tant que la population reste suffisante et en bonne santé, la colonie peut compenser ces perturbations. Lorsque la résilience diminue, les mécanismes de régulation deviennent fragiles et la dynamique d’affaiblissement s’accélère.

Comprendre cette logique permet à l’apiculteur de reconnaître plus tôt les signaux de faiblesse et d’intervenir avant que plusieurs spirales ne s’installent simultanément. L’objectif n’est pas d’éliminer tout risque, mais de maintenir un niveau de population et de santé suffisant pour préserver la capacité d’adaptation de la colonie.

1. Une colonie en équilibre : un système vivant et résilient

Une colonie d’abeilles n’est pas un simple regroupement d’individus, mais un superorganisme capable de régulation fine et d’adaptation permanente (Tautz, 2008). En conditions normales, elle héberge naturellement des virus, des bactéries, des champignons et des parasites sans pour autant s’effondrer. La présence d’agents pathogènes ne signifie donc pas automatiquement maladie.

La stabilité de la colonie repose sur plusieurs mécanismes complémentaires : une organisation démographique flexible, une thermorégulation collective et une immunité à la fois individuelle et sociale. Certaines ouvrières affaiblies quittent spontanément la ruche – un comportement parfois qualifié de « suicide altruiste » – contribuant ainsi à limiter la propagation d’agents infectieux (Rueppell et al., 2010).

La longévité et la robustesse physiologique des abeilles sont fortement liées à la vitellogénine, une protéine clé produite dans le corps gras, qui joue un rôle dans la régulation du vieillissement, la fonction immunitaire et la division du travail (Amdam et al., 2005). De même, l’oléate d’éthyle, phéromone produite par les butineuses, module la transition des jeunes abeilles vers le butinage et participe à l’équilibre démographique interne et du polythéisme d’âge (Leoncini et al., 2004).

Tant que ces mécanismes fonctionnent harmonieusement, la colonie peut absorber des perturbations temporaires : variations climatiques, pression parasitaire modérée ou fluctuations des ressources florales. L’effondrement n’est généralement pas brutal ; il résulte d’un déséquilibre progressif lorsque plusieurs facteurs de stress agissent simultanément et dépassent la capacité de régulation du système.

2. Les facteurs déclencheurs : quand l’équilibre devient fragile

Sur le terrain, les situations d’affaiblissement résultent le plus souvent d’une combinaison progressive de contraintes. Dans la majorité des cas, plusieurs contraintes s’additionnent et fragilisent progressivement la colonie. Quatre catégories de stress reviennent régulièrement dans la littérature et dans la pratique apicole : le manque de nourriture, les parasites et virus, le froid ou les perturbations thermiques, ainsi que l’exposition à des toxines (vanEngelsdorp et al., 2009).

Le parasite Varroa destructor occupe une place centrale dans cette dynamique. Au-delà de son effet direct sur les abeilles, il agit comme vecteur et amplificateur de virus, notamment du virus des ailes déformées (Deformed Wing Virus, DWV), augmentant ainsi la charge infectieuse au sein de la colonie (Rosenkranz et al., 2010). Une pression parasitaire mal contrôlée constitue aujourd’hui l’un des facteurs les plus documentés dans les pertes de colonies.

Le facteur nutritionnel est tout aussi déterminant. Une disponibilité insuffisante en pollen ou en nectar entraîne un stress métabolique, une diminution des réserves corporelles et une réduction de la longévité des ouvrières (Naug, 2009). Une colonie sous-alimentée devient plus vulnérable aux infections et moins capable d’assurer la thermorégulation du couvain.

Les conditions climatiques jouent également un rôle. Des périodes prolongées de froid ou des variations thermiques importantes peuvent perturber le développement du couvain. Une température suboptimale durant la phase pupale influence les performances comportementales et la robustesse des abeilles adultes (Tautz et al., 2003 ; Jones et al., 2005).

Enfin, l’exposition répétée à des pesticides ou à certains traitements acaricides peut agir comme facteur de stress supplémentaire, en affaiblissant la physiologie des abeilles et en augmentant leur sensibilité aux agents pathogènes (Medrzycki et al., 2010).

Pris isolément, chacun de ces facteurs peut parfois être compensé par la capacité d’adaptation de la colonie. C’est lorsque plusieurs d’entre eux interagissent simultanément que le risque de déséquilibre augmente fortement.

3. La logique des spirales : quand le stress s’autoamplifie

Une colonie affaiblie ne s’effondre généralement pas du jour au lendemain. Le processus est souvent progressif et silencieux. Le modèle conceptuel présenté ici s’inspire des travaux de Oliver (2010), enrichis et complétés par des données scientifiques ultérieures issues de la recherche en apidologie. Une première perturbation – qu’elle soit parasitaire, nutritionnelle ou climatique – entraîne une légère diminution de la population ou de la performance des ouvrières. Tant que cette perte reste modérée, les mécanismes de régulation collective peuvent compenser.

Cependant, certaines perturbations possèdent une caractéristique particulière : elles ne se contentent pas d’affaiblir la colonie, elles modifient aussi sa capacité à se défendre. Lorsque la diminution du nombre d’abeilles réduit la thermorégulation, l’approvisionnement en nourriture ou l’efficacité immunitaire, le système entre dans une dynamique d’autoamplification. Une première perte en entraîne une seconde, qui en provoque une troisième.

Ce type de dynamique est qualifié de rétroaction positive : l’effet produit renforce la cause initiale. Dans le cas des colonies d’abeilles, plusieurs spirales peuvent se mettre en place simultanément et évoluer en parallèle. Une infection favorise la perte d’ouvrières ; la perte d’ouvrières perturbe la thermorégulation ; une thermorégulation défaillante affaiblit encore davantage les abeilles. La dynamique devient circulaire.

Il est important de souligner que ces spirales ne conduisent pas systématiquement à l’effondrement. Une colonie forte peut interrompre le processus si les conditions s’améliorent ou si l’apiculteur intervient à temps. Mais lorsque plusieurs boucles s’installent simultanément, la capacité de résilience diminue rapidement.

Dans les sections suivantes, trois spirales principales seront décrites : la spirale infectieuse, la spirale de refroidissement et la spirale de famine. Elles ne se succèdent pas forcément ; elles peuvent cohabiter, se renforcer mutuellement et évoluer à des vitesses différentes.

Spirale 1 – La spirale infectieuse : quand la pression virale dépasse la régulation

Deformed Wing Virus

Les virus font partie de l’environnement normal des colonies d’abeilles. De nombreuses colonies hébergent des virus à bas bruit sans présenter de symptômes apparents. La situation change lorsque la charge virale augmente rapidement ou lorsque la capacité immunitaire des abeilles diminue.

Le parasite Varroa destructor joue ici un rôle déterminant. En se nourrissant sur les larves et les abeilles adultes, il affaiblit directement les individus et agit comme vecteur de virus, notamment du virus des ailes déformées (DWV). La présence simultanée du parasite et d’une forte charge virale entraîne une amplification de l’infection au sein de la colonie (Rosenkranz et al., 2010).

Les abeilles disposent de mécanismes antiviraux, notamment l’interférence ARN (RNAi), qui permet de limiter la réplication virale en neutralisant certains ARN messagers (Maori et al., 2009). Tant que ces mécanismes fonctionnent efficacement, l’infection peut rester contrôlée.

La spirale s’amorce lorsque plusieurs facteurs affaiblissent cette régulation : stress nutritionnel, exposition à des toxines ou pression parasitaire élevée. L’augmentation de la mortalité réduit le nombre d’ouvrières disponibles pour l’entretien du couvain et l’approvisionnement en nourriture. Une colonie affaiblie produit alors moins d’abeilles robustes, ce qui facilite encore la propagation virale.

L’apiculteur observe parfois simplement une stagnation du développement, un couvain irrégulier ou une diminution progressive de la population adulte. Ce n’est que lorsque la perte devient visible que la spirale est déjà bien installée.

Il convient toutefois de rappeler qu’une colonie forte peut interrompre cette dynamique négative si la pression parasitaire diminue ou si les conditions générales s’améliorent. La spirale infectieuse n’est pas irréversible ; elle devient problématique lorsqu’elle s’associe à d’autres facteurs de stress.

Spiral 2 - La spirale de refroidissement : quand la thermorégulation devient insuffisante

Le maintien d’une température stable au niveau du couvain constitue l’une des fonctions collectives essentielles d’une colonie. Les abeilles régulent activement la température autour de 34–35 °C par des comportements coordonnés : production de chaleur par contraction isométrique musculaire, regroupement, ventilation et répartition stratégique des ouvrières (Tautz, 2008).

Lorsque la population diminue, la capacité de thermorégulation s’affaiblit. Un nombre insuffisant d’abeilles adultes rend plus difficile le maintien d’une température stable au niveau du couvain. En période froide ou instable, cela peut entraîner des variations thermiques répétées et un développement larvaire perturbé.

À l’inverse, lors de fortes chaleurs, une colonie très affaiblie peut également manquer d’abeilles pour assurer une ventilation et un refroidissement efficaces. Des températures excessives au niveau du couvain augmentent alors le stress physiologique et peuvent altérer la qualité des abeilles émergentes. Dans les régions tempérées, ce risque concerne surtout les colonies faibles en période estivale.

Des études ont montré que des températures suboptimales durant la phase pupale influencent les performances comportementales des abeilles adultes, notamment leurs capacités d’apprentissage et d’orientation (Tautz et al., 2003 ; Jones et al., 2005). D’autres travaux suggèrent qu’un développement perturbé peut également augmenter la sensibilité à certains pesticides (Medrzycki et al., 2010).

La spirale de refroidissement s’installe lorsque la perte d’ouvrières réduit la thermorégulation, ce qui produit des abeilles adultes moins performantes ou plus fragiles. Ces abeilles contribuent moins efficacement à la collecte de ressources et à l’entretien du couvain, entraînant une nouvelle diminution de la population active.

Ce processus peut rester discret. L’apiculteur observe parfois un couvain clairsemé par le refroidissement (ne pas méconnaître un couvain lacunaire par maladie), un développement ralenti ou une colonie qui peine à couvrir l’ensemble des cadres du corps. Tant que la population reste suffisante, la colonie peut se stabiliser. Mais si cette spirale se combine à une pression infectieuse ou à un manque de nourriture, le déséquilibre s’accélère.

Spiral 3 - La spirale de famine : quand le flux de nourriture se rompt

Une colonie ne dépend pas uniquement de ses réserves de miel. Son équilibre repose sur un flux continu de nectar et surtout de pollen frais, indispensable à l’élevage du couvain et au maintien des fonctions physiologiques des ouvrières. Lorsque la population de butineuses diminue, ce flux se réduit rapidement.

La perte de butineuses peut être liée à une pression parasitaire et/ou infectieuse, à des conditions météorologiques défavorables ou à une exposition à des toxines. Quelle qu’en soit la cause initiale, la conséquence est similaire : moins d’apports alimentaires entrent dans la ruche. La colonie doit alors puiser dans ses réserves et réduire l’élevage du couvain.

Un apport protéique insuffisant affecte directement le corps gras des abeilles, organe central du métabolisme et de l’immunité. La production de vitellogénine diminue, ce qui influence la longévité, la robustesse physiologique et l’équilibre démographique interne (Amdam et al., 2005). Des abeilles affaiblies vivent moins longtemps et contribuent moins efficacement aux tâches collectives.

La spirale s’installe lorsque la réduction des apports alimentaires entraîne une diminution de la qualité et de la durée de vie des ouvrières, ce qui réduit encore le nombre de butineuses actives. La colonie devient progressivement incapable de compenser ses pertes. Le stress métabolique favorise en outre une sensibilité accrue aux infections, ce qui peut relancer la spirale infectieuse décrite précédemment.

Sur le terrain, cette dynamique se traduit souvent par une stagnation du développement, un manque de pain d’abeille, une production de cire réduite ou une colonie qui semble « légère » malgré la présence de couvain. Tant que les apports extérieurs reprennent rapidement ou que l’apiculteur intervient, la colonie peut se rééquilibrer. En revanche, si cette spirale s’associe à une pression parasitaire ou à une thermorégulation défaillante, le processus d’affaiblissement s’accélère.

7. Interaction des spirales : quand la résilience s’érode

Illustration: S. Imboden, 2026

Les trois spirales décrites précédemment ne fonctionnent pas isolément. Dans la pratique, elles évoluent souvent en parallèle et peuvent se renforcer mutuellement. Une infection affaiblit les ouvrières ; des ouvrières affaiblies régulent moins efficacement la température ; une thermorégulation perturbée produit des abeilles moins robustes ; une population réduite collecte moins de nourriture. Le système devient circulaire.

La notion centrale n’est pas celle d’un facteur unique, mais celle de résilience. Tant que la colonie dispose d’un nombre suffisant d’abeilles saines, elle peut compenser des pertes temporaires. Elle ajuste la division du travail, ralentit l’élevage du couvain ou mobilise ses réserves. Cette plasticité constitue sa principale force.

La situation devient critique lorsque la diminution du nombre d’abeilles atteint un niveau où les fonctions collectives essentielles ne peuvent plus être assurées correctement. Thermorégulation, approvisionnement en nourriture et contrôle des infections deviennent simultanément fragiles. À ce stade, chaque perte supplémentaire réduit encore la capacité de compensation.

Il ne s’agit pas nécessairement d’un seuil précis mesurable, mais plutôt d’un point de bascule fonctionnel. La colonie ne parvient plus à absorber les perturbations. Les spirales s’autoamplifient et la dynamique s’accélère.

Cette phase peut rester discrète pendant un certain temps. L’apiculteur observe parfois simplement une colonie « en retard », moins dynamique que les autres. C’est pourtant à ce moment que la vigilance est déterminante. Une intervention précoce peut encore restaurer l’équilibre. Lorsque la population devient trop faible et que seules de jeunes abeilles mal nourries subsistent, la capacité de récupération diminue fortement.

Comprendre cette interaction des spirales permet de changer de perspective : l’objectif n’est pas seulement de traiter un facteur isolé, mais de maintenir en permanence un niveau de population et de santé suffisant pour préserver la résilience du superorganisme.

8. Observation précoce : reconnaître les signaux faibles

Dans de nombreuses situations, l’effondrement d’une colonie n’est pas soudain. Il est précédé de signes discrets que seule une observation attentive permet de détecter. La colonie ne « s’écroule » pas en un jour ; elle ralentit, stagne ou semble moins dynamique que les autres ruches du rucher.

Un premier signal peut être un développement insuffisant au printemps : une surface de couvain qui n’augmente pas malgré des conditions favorables, ou une colonie qui ne couvre pas l’ensemble des cadres attendus pour la saison. Un couvain irrégulier ou clairsemé peut traduire un déséquilibre démographique ou une pression infectieuse.

L’absence ou la faible présence de pain d’abeille constitue un autre indicateur important. Une colonie qui élève du couvain sans stock pollinique visible fonctionne en tension. De même, une production réduite de cire ou un manque d’activité lors d’une miellée suggèrent que le flux de ressources est insuffisant.

Le comportement des abeilles à l’entrée de la ruche peut également fournir des informations précieuses : agitation inhabituelle, activité désordonnée ou, à l’inverse, faible trafic malgré de bonnes conditions météorologiques.

Ces signaux ne signifient pas nécessairement qu’une spirale est déjà hors de contrôle. Ils indiquent en revanche que la capacité de résilience pourrait diminuer. L’observation régulière et comparative des colonies d’un même rucher reste l’un des outils les plus puissants de l’apiculteur.

Intervenir tôt permet souvent d’interrompre une dynamique défavorable avant que plusieurs spirales ne s’installent simultanément. Plus l’action est précoce, plus les chances de rétablir l’équilibre sont élevées.

9. Recommandations pratiques : agir avant que les spirales ne s’installent

Sur le terrain, prévenir l’installation des spirales repose sur un principe simple : maintenir une population suffisante et en bonne santé. L’objectif n’est pas seulement de corriger un problème ponctuel, mais d’éviter que plusieurs facteurs de stress ne s’additionnent et ne réduisent la capacité de régulation de la colonie.

1. Maintenir une pression parasitaire basse

Le contrôle régulier de Varroa destructor reste une priorité. Une pression parasitaire élevée favorise l’amplification virale et peut déclencher la spirale infectieuse. Le suivi régulier de l’infestation, l’application de traitements recommandés, au bon dosage, au moment approprié et l’évaluation post-traitement permettent de limiter ce risque (Rosenkranz et al., 2010).

2. Assurer un apport nutritionnel continu

Une colonie bien nourrie résiste mieux aux infections et aux variations climatiques. La présence de réserves suffisantes en miel et en pollen doit être vérifiée régulièrement, en particulier aux périodes critiques (fin d’hiver, printemps instable, fin d’été). Un apport complémentaire peut être envisagé lorsque les ressources naturelles sont insuffisantes, afin d’éviter un stress métabolique prolongé.

3. Soutenir la thermorégulation

La gestion de l’espace de la ruche doit être adaptée à la force de la colonie. Une colonie faible ne doit pas être maintenue dans un volume trop important à chauffer ou à ventiler. Inversement, en période chaude, une aération adéquate et un emplacement approprié réduisent le risque de stress thermique.

4. Réduire l’exposition aux toxines

Limiter l’exposition aux pesticides agricoles et éviter l’usage répété ou inadapté de certains traitements acaricides contribue à préserver la robustesse physiologique des abeilles (Medrzycki et al., 2010). La gestion raisonnée des traitements fait partie intégrante du maintien de la résilience.

5. Observer et comparer régulièrement les colonies

La comparaison entre colonies d’un même rucher permet de détecter précocement une stagnation ou un décalage de développement. Une colonie qui reste durablement en retrait mérite une attention particulière, même en l’absence de symptômes spectaculaires.

6. Préserver une population suffisante et saine

Le maintien d’un nombre adéquat d’ouvrières en bonne santé est la meilleure garantie contre l’installation des spirales. Cela passe par une gestion cohérente du couvain, des réserves et de la pression parasitaire tout au long de la saison.

7. Ne pas réunir des colonies en effondrement avec des colonies saines

Une colonie en phase d’affaiblissement avancé peut présenter une charge virale ou parasitaire élevée, même en l’absence de symptômes spectaculaires. La réunion avec une colonie saine peut favoriser la transmission d’agents infectieux et réactiver une spirale infectieuse. En cas de doute, il est préférable d’isoler ou de supprimer la colonie affaiblie plutôt que de risquer une contamination du rucher.

10. Conclusion

Une colonie ne s’effondre généralement pas à cause d’un seul facteur isolé. L’affaiblissement résulte souvent d’une interaction progressive entre infection, déséquilibre thermique et stress nutritionnel. Comprendre cette dynamique permet d’agir plus tôt et plus efficacement.

L’objectif de l’apiculteur n’est pas d’éliminer tout risque, mais de maintenir un niveau de résilience suffisant pour que la colonie puisse absorber les perturbations inévitables de son environnement.

► Voir l’article en anglais

Voir aussi :

11. Bibliographie

Amdam, G. V., Aase, A. L. T. O., Seehuus, S. C., Kim Fondrk, M., Norberg, K., & Hartfelder, K. (2005). Social reversal of immunosenescence in honey bee workers. Experimental Gerontology, 40(12), 939–947. https://doi.org/10.1016/j.exger.2005.08.004

Jones, J. C., Helliwell, P., Beekman, M., Maleszka, R., & Oldroyd, B. P. (2005). The effects of rearing temperature on developmental stability and learning and memory in the honey bee, Apis mellifera. Journal of Comparative Physiology A, 191(12), 1121–1129. https://doi.org/10.1007/s00359-005-0027-9

Leoncini, I., Le Conte, Y., Costagliola, G., Plettner, E., Toth, A. L., Wang, M., Huang, Z., Bécard, J.-M., Crauser, D., Slessor, K. N., & Robinson, G. E. (2004). Regulation of behavioral maturation by a primer pheromone produced by adult worker honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences, 101(50), 17559–17564. https://doi.org/10.1073/pnas.0407652101

Maori, E., Paldi, N., Shafir, S., Kalev, H., Tsur, E., Glick, E., & Sela, I. (2009). IAPV, a bee-affecting virus associated with colony collapse disorder, can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology, 18(1), 55–60. https://doi.org/10.1111/j.1365-2583.2009.00847.x

Medrzycki, P., Sgolastra, F., Bortolotti, L., Bogo, G., Tosi, S., Padovani, E., Porrini, C., & Sabatini, A. G. (2010). Influence of brood rearing temperature on honey bee development and susceptibility to poisoning by pesticides. Journal of Apicultural Research, 49(1), 52–59. https://doi.org/10.3896/IBRA.1.49.1.07

Naug, D. (2009). Nutritional stress due to habitat loss may explain recent honeybee colony collapses. Biological Conservation, 142(10), 2369–2372. https://doi.org/10.1016/j.biocon.2009.04.007

Oliver, R. (2010). Sick bees – Part 2: A model of colony collapse. ScientificBeekeeping.com. https://scientificbeekeeping.com/sick-bees-part-2-a-model-of-colony-collapse/

Rosenkranz, P., Aumeier, P., & Ziegelmann, B. (2010). Biology and control of Varroa destructor. Journal of Invertebrate Pathology, 103(Suppl. 1), S96–S119. https://doi.org/10.1016/j.jip.2009.07.016

Rueppell, O., Hayworth, M. K., & Ross, N. P. (2010). Altruistic self-removal of health-compromised honey bee workers from their hive. Journal of Evolutionary Biology, 23(7), 1538–1546. https://doi.org/10.1111/j.1420-9101.2010.02022.x

Tautz, J. (2008). The buzz about bees: Biology of a superorganism. Springer.

Tautz, J., Maier, S., Groh, C., Rössler, W., & Brockmann, A. (2003). Behavioral performance in adult honey bees is influenced by the temperature experienced during their pupal development. Proceedings of the National Academy of Sciences, 100(12), 7343–7347. https://doi.org/10.1073/pnas.1232346100

vanEngelsdorp, D., Evans, J. D., Saegerman, C., Mullin, C., Haubruge, É., Nguyen, B. K., Frazier, M., Frazier, J., Cox-Foster, D., Chen, Y., Underwood, R., Tarpy, D. R., & Pettis, J. S. (2009). Colony collapse disorder: A descriptive study. PLoS ONE, 4(8), e6481. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0006481

Connaître la flore intestinale et réussir le nourrissement de l’abeille

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. L’essentiel en bref

Ce dossier de synthèse explique pourquoi le microbiote intestinal compte pour la nutrition et la santé de l’abeille, et pourquoi cela rend le nourrissement plus complexe qu’un simple apport de sucres ou de protéines.

Le document ne présente pas un essai unique, mais une synthèse de travaux sur la flore intestinale, ses fonctions et les implications apicoles.
Le microbiote intestinal de l’abeille participe à la digestion, à la valorisation de certains nutriments du pollen et à la protection contre divers agents pathogènes.
Le pollen naturel reste la référence biologique ; les substituts, probiotiques ou enrichissements vitaminés ne bénéficient pas ici d’une validation de terrain suffisante pour un usage routinier.
Des antibiotiques, certains pesticides et une alimentation inadaptée peuvent perturber ce microbiote.
Pour le rucher, l’intérêt principal est pratique mais prudent : soigner l’emplacement, la ressource pollinique et la qualité du nourrissement semble plus solide que multiplier les additifs.

2. Ce que montre l’étude

Le dossier rassemble des travaux de microbiologie, de physiologie et de nutrition pour relier la flore intestinale de l’abeille aux choix de conduite du rucher.

Question. L’auteur cherche à clarifier trois points : comment la flore intestinale de l’abeille se met en place et évolue selon les castes et les stades de vie, quels rôles elle joue dans la nutrition et l’immunité, et ce que cela implique pour le nourrissement ou d’éventuelles supplémentations.

Méthode. Il s’agit d’un dossier de synthèse, fondé sur de nombreuses études antérieures, et non d’une expérience unique conduite sur un rucher précis. Le texte mobilise des travaux sur les larves, les ouvrières, les abeilles hivernantes et les reines, ainsi que des études sur les effets de l’alimentation, des antibiotiques et de certains pesticides.

Résultats. Le dossier met d’abord en évidence que la flore intestinale n’est ni fixe ni uniforme. Elle évolue du stade larvaire à l’abeille adulte, diffère entre ouvrières et reines, et varie aussi selon la fonction sociale et la saison. Chez l’ouvrière adulte, un noyau bactérien relativement stable revient régulièrement, alors que chez la reine la composition est différente, en lien avec une alimentation très particulière et une moindre exposition à l’environnement.

Le second résultat important concerne les fonctions attribuées à ce microbiote. Les bactéries intestinales participent à la transformation des glucides, à la production d’acides organiques et de certaines vitamines, et contribuent aussi à la valorisation de composants du pollen. Le dossier insiste également sur un rôle de barrière biologique : le microbiote aide à rendre le milieu intestinal moins favorable à certains agents pathogènes et peut stimuler des défenses immunitaires locales.

Le troisième volet relie cette biologie à la pratique apicole. Le texte souligne qu’une alimentation fondée sur le pollen naturel soutient mieux cette flore qu’un simple mélange artificiel de nutriments. Il rappelle aussi que des perturbations peuvent survenir après certains traitements antibiotiques, en présence de certains pesticides, ou lors d’apports alimentaires mal adaptés. Enfin, il estime que les probiotiques commerciaux destinés aux abeilles restent insuffisamment validés, et que la supplémentation protéique ou vitaminée est délicate à formuler correctement.

Interprétation. Pour l’apiculteur, le message principal n’est pas qu’il faudrait désormais « nourrir le microbiote » avec des produits spécialisés. Le dossier va plutôt dans le sens inverse : il rappelle la valeur biologique du pollen naturel, la complexité réelle des besoins nutritionnels des abeilles, et la prudence nécessaire avant de généraliser des additifs ou des recettes de complémentation. Dans cette logique, le microbiote sert surtout de cadre explicatif pour comprendre pourquoi certaines pratiques soutiennent mieux la colonie que d’autres.

3. Regard critique

Le dossier est riche et utile, mais il faut distinguer ce qui repose sur des résultats robustes de ce qui relève encore d’une transposition prudente au rucher.

Forces du dossier. Sa première force est d’articuler plusieurs niveaux rarement présentés ensemble : développement du microbiote, digestion, immunité, reines, abeilles hivernantes et pratique du nourrissement. Il rappelle aussi utilement que les abeilles ne se réduisent pas à une simple machine à transformer du sucre, et que la ressource pollinique garde une place centrale dans la biologie de la colonie. Pour un lectorat apicole, cette mise en perspective est précieuse.

Limites méthodologiques. Le document n’est toutefois pas une revue systématique avec protocole explicite de sélection des études. Les travaux mobilisés sont très hétérogènes : certaines données viennent du laboratoire, d’autres d’essais contrôlés, d’autres encore d’observations plus proches du terrain. Cela rend la synthèse instructive, mais pas équivalente à une démonstration homogène et directement transposable. De plus, plusieurs résultats portent sur des mécanismes biologiques ou des mesures intermédiaires, sans toujours montrer un bénéfice net au niveau de la colonie entière.

Biais possibles et confusions. Une autre prudence concerne le contexte. Les études citées dans le dossier proviennent de cadres géographiques et expérimentaux variés, pas uniquement de Suisse ni même toujours d’Europe tempérée. La biologie générale du microbiote semble largement pertinente pour le rucher suisse, mais les recommandations fines sur les compléments, les probiotiques ou la composition idéale d’un apport ne doivent pas être lues comme des recettes directement validées sous nos conditions.

Ce qu’on ne peut pas conclure. On ne peut pas déduire de ce dossier qu’un probiotique du commerce améliore de manière fiable la santé ou la productivité des colonies au rucher. On ne peut pas non plus en tirer une formule universelle de supplémentation protéique ou vitaminée. Enfin, le dossier ne montre pas que toute perturbation mesurée du microbiote se traduira automatiquement par une maladie ou une perte de colonie. Il éclaire des mécanismes plausibles et des points de vigilance, mais ne remplace pas des essais de terrain comparatifs bien contrôlés.

4. Qu’en retenir au rucher ?

Au rucher, ce dossier invite surtout à renforcer les bases biologiques des colonies avant de chercher des solutions additives.

Privilégier, autant que possible, un emplacement offrant une ressource pollinique variée et régulière : c’est le levier le plus cohérent avec le dossier.
Distinguer clairement nourrissement énergétique et complémentation protéique : ce ne sont pas les mêmes besoins, ni les mêmes risques.
Rester prudent face aux probiotiques et aux compléments « boosters » pour abeilles : le dossier ne suffit pas à justifier un usage routinier.
Être attentif à la qualité des réserves et aux troubles digestifs, surtout en fin d’hiver, sans attribuer trop vite tout problème au seul microbiote.
Dans le contexte suisse, ce texte renforce surtout une ligne simple : bonne ressource florale, nourrissement raisonné, et prudence envers les extrapolations issues du laboratoire.

Lire l’étude originale

►Connaître la flore intestinale

Pour savoir plus:

Bibliographie

Colin, M.-É. (2024). Connaître la flore intestinale et réussir le nourrissement de l’abeille, dossier comprenant « La flore intestinale évolutive de l’abeille », « Les multiples rôles de la flore intestinale » et « L’influence de la pratique apicole sur la flore intestinale de l’abeille ». La Santé de l’Abeille, 322, juillet-août, p. 42-82.

Traitement d’urgence en automne : avec ou sans couvain n’est pas la seule question

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Le principe de base — et ce qu’est un vrai traitement d’urgence

Objectif
Poser le repère pratique principal et rappeler qu’un traitement d’urgence ne consiste pas simplement à « traiter plus fort », mais à intervenir selon une logique différente selon la saison.

En pratique, on peut retenir ceci : l’acide oxalique agit surtout hors couvain, alors que l’acide formique garde son intérêt lorsqu’il y a encore du couvain operculé. L’acide formique agit aussi sur les varroas présents dans le couvain operculé, tandis que l’acide oxalique élimine surtout les varroas présents sur les abeilles adultes (varroas phorétiques) ; c’est pourquoi il est surtout utilisé lorsque la colonie est sans couvain.

Un traitement d’urgence ne consiste toutefois pas simplement à « traiter plus fort ». Dans la logique d'apiservice, il s’agit d’un véritable assainissement en un jour : la colonie est relogée sur des cadres de cire gaufrée neufs, les abeilles sont secouées ou brossées dans une ruche propre, et tous les anciens cadres sont éliminés et fondus, y compris ceux contenant du couvain operculé. C’est précisément ce qui garantit qu’après l’intervention, il n’y a plus de couvain dans la colonie traitée.

Ce type d’intervention n’est toutefois réaliste que tant que la saison permet encore une véritable réorganisation de la colonie. En automne avancé, cette option n’est souvent plus adaptée : il faut alors raisonner autrement.

2. En automne, la première question n’est pas le produit, mais la colonie

Objectif
Déplacer le raisonnement : avant de discuter du produit, il faut d’abord se demander si la colonie peut encore être hivernée dans de bonnes conditions.

À l’automne, il ne suffit donc pas de se demander s’il reste du couvain. La question la plus utile est d’abord : la colonie peut-elle encore être hivernée dans de bonnes conditions ? Une colonie encore vivante n’est pas forcément une bonne candidate à l’hivernage. Une colonie faible en automne restera faible au printemps, si tant est qu’elle survive.

Autrement dit, la bonne décision d’automne ne consiste pas seulement à choisir un produit, mais à faire une vraie sélection des colonies. Cela évite de prolonger artificiellement des situations qui n’offrent plus de perspective réaliste pour l’hivernage.

Encadré : toutes les colonies ne doivent pas être hivernées

Entre la mi-septembre et l’automne, il peut être judicieux de réunir, remérer ou éliminer certaines colonies. Les petites colonies saines peuvent encore être réunies, tandis que des colonies très faibles ou présentant des problèmes marqués de développement ne devraient pas être maintenues à tout prix.

En cas de suspicion de loque américaine ou européenne, il faut toutefois avertir l’inspecteur des ruchers avant toute élimination.

3. En automne, la logique change progressivement

Objectif
Montrer que la décision change au fil de l’automne : on ne raisonne plus exactement de la même manière en septembre et plus tard en saison.

Sur le plan pratique, l’automne marque une transition. Après le second traitement estival, la question n’est plus seulement de savoir s’il reste du couvain, mais aussi si la colonie est encore suffisamment forte pour hiverner et quelle mesure garde encore un sens à ce moment de la saison.

Autrement dit, en début d’automne, on reste encore partiellement dans la logique du traitement estival. Plus la saison avance, plus on entre dans une logique différente : il ne s’agit plus de réorganiser en profondeur la colonie, mais de juger si elle est encore hivernable et si une intervention complémentaire peut encore réduire utilement le risque avant l’hiver.

4. L’exception importante : acide oxalique malgré la présence de couvain

Objectif
Répondre précisément à une confusion fréquente : « s’il reste du couvain, l’acide oxalique ne sert à rien ».

Cette formule est trop absolue. Elle est correcte si l’on parle d’un traitement optimal : en présence de couvain operculé, l’efficacité de l’acide oxalique diminue nettement, puisque les varroas cachés dans les cellules ne sont pas atteints. Mais elle devient trompeuse si on l’applique sans nuance à une situation exceptionnelle d’automne.

Le point décisif est le suivant : même s’il reste du couvain, l’acide oxalique peut encore faire tomber les varroas présents sur les abeilles adultes, c’est-à-dire les varroas phorétiques. Il ne vide donc pas complètement la colonie de ses varroas, mais il peut faire baisser rapidement la pression parasitaire.

C’est précisément dans ce type de situation qu’une mesure complémentaire peut encore se justifier en automne : non pas parce que c’est la solution idéale, mais parce qu’il s’agit parfois de la mesure la plus utile encore possible pour réduire un risque devenu dangereux avant l’hiver. Dans ce contexte, l’objectif n’est plus un assainissement complet, mais une limitation rapide des dégâts.

Il faut toutefois rester très précis : cette mesure exceptionnelle ne remplace pas le véritable traitement hivernal. Le traitement hivernal à l’acide oxalique en absence de couvain doit ensuite être maintenu comme prévu.

5. Résumé pratique

Objectif
Donner un repère simple, directement utile au rucher, pour les situations d’automne qui prêtent souvent à confusion.

On peut résumer la décision d’automne en trois questions simples.

La colonie est-elle encore hivernable ?
Si elle est trop faible, il faut penser réunion — ou, dans certains cas, élimination — plutôt que simple prolongation artificielle.
Sommes-nous encore dans la logique du traitement estival ?
En début d’automne, cette question reste souvent pertinente, surtout si la colonie conserve encore une certaine capacité de redressement.
Sommes-nous dans une situation exceptionnelle d’automne ?
Si la pression reste trop élevée, un traitement complémentaire à l’acide oxalique peut se justifier même s’il reste du couvain, non parce que c’est l’idéal, mais parce que c’est parfois la mesure la plus utile encore possible pour faire tomber au moins les varroas phorétiques avant l’hiver.

6. Conclusion

Le message pratique n’est donc pas de compliquer inutilement les choses, mais d’éviter une simplification trompeuse. Acide oxalique sans couvain, acide formique avec couvain reste le principe de base. Mais en automne, la décision ne se résume plus à cette seule opposition : il faut aussi juger si la colonie est encore hivernable et si l’on se trouve dans une exception de fin de saison où l’objectif n’est plus d’assainir parfaitement, mais de réduire rapidement un risque devenu dangereux.

Voir aussi :

Maîtriser la teneur en eau du miel

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

Maîtriser la teneur en eau du miel – enjeux et bonnes pratiques apicoles

Un miel de qualité présente idéalement une teneur en eau inférieure à 17,5 %. Au-delà de cette valeur, le risque de fermentation augmente sous l’action de levures tolérantes au sucre, naturellement présentes dans l’environnement. Un miel fermenté se reconnaît à la formation de bulles, à un dégagement de gaz et à une odeur fermentée, rendant le produit impropre à la commercialisation.

La fermentation dépend de plusieurs paramètres : teneur en eau, température et durée de stockage, nombre et type de levures, ainsi que du type de miel. Les températures comprises entre 20 et 30 °C favorisent fortement le développement des levures, tandis qu’un stockage au frais ne fait que ralentir le processus.

Les miels riches en glucose ou en mélezitose, comme le colza ou certains miels de miellat, sont particulièrement sensibles. Leur cristallisation rapide entraîne une concentration accrue d’eau dans la phase liquide restante, augmentant le risque de fermentation locale.

Plusieurs pratiques apicoles permettent de limiter la teneur en eau. La maturation du miel est essentielle : idéalement, au moins deux tiers de la surface des rayons doivent être operculés avant la récolte. Toutefois, en cas de miellées abondantes, même du miel operculé peut contenir trop d’eau. La maturité peut être évaluée par le test de secouage ou mesurée précisément à l’aide d’un réfractomètre correctement utilisé (miel totalement liquéfié, plusieurs points de mesure, correction de température).

L’adaptation du volume de la ruche à la force de la colonie est également déterminante. Des hausses sous-occupées favorisent la condensation en conditions humides, ce qui augmente la teneur en eau du miel. Le même risque existe lorsque des hausses restent trop longtemps vides lors de l’utilisation de chasse-abeilles.

Une bonne aération de la ruche, par exemple grâce à des grilles laissant passer l’air plutôt que des films plastiques, limite la condensation. La récolte doit être effectuée de préférence par temps chaud et sec, et les cadres extraits rapidement. Dans la miellerie, une faible humidité de l’air est indispensable ; un déshumidificateur peut être utilisé si nécessaire.

Il convient de distinguer clairement la déshumidification de l’air du séchage artificiel du miel, ce dernier n’étant pas autorisé pour les miels labellisés car il dégrade la qualité enzymatique et masque un manque de maturité naturelle.

Enfin, le miel doit être stocké dans des récipients parfaitement étanches, car il est hygroscopique. Des contenants fissurés ou mal fermés entraînent une absorption d’eau depuis l’air ambiant.

Conclusion : la maîtrise de la teneur en eau repose sur une chaîne cohérente de bonnes pratiques, de la ruche au stockage. Elle est indispensable pour garantir la stabilité, la conservation et la qualité du miel.

Les levures tolérant le sucre sont des microorganismes naturellement présents dans l’environnement qui peuvent provoquer une fermentation du miel. Il est aisé de s’en apercevoir lorsqu’on ouvre le pot de miel : de l’air s’en échappe et de petites bulles se forment à la surface du miel ; celui-ci diffuse alors une odeur caractéristique de fermenté. Un tel miel ne peut plus être commercialisé. Les paramètres mis en cause dans
la fermentation du miel sont les suivants :

Teneur en eau
Température de stockage
Durée de stockage
Nombre et type de levures
Type de miel

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Photo: Ruedi Ritter

Voir aussi :

Danse des abeilles

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

Au cours de ces danses, elles émettent avec les ailes un son particulier et transmettent l'odeur du nectar dont elles veulent communiquer leur position. Les réceptrices restent en contact avec la danseuse. Ces danses exécutées sur les rayons d'alvéoles sont d'autant plus vives, et de longue durée, que le nectar est abondant et riche en sucre, renseignant également sur les plantes qui cessent d'être productives et sur celles qui le deviennent. Alertées, les abeilles jusque-là inactives s'envolent à la recherche de cette nourriture. Grâce à ces mécanismes de communication, les colonies peuvent s'adapter et localiser efficacement les sources de nourriture disponibles.

C'est à l'éthologue autrichien Karl von Frisch (1886-1982), dans son ouvrage Vie et mœurs des abeilles, que l'on doit la description de ce qu'il nomme « langage des abeilles » et la compréhension des « danses » des abeilles. Sa théorie, soutenue par les travaux de son élève Martin Lindauer, a été confirmée en 1986 à l'aide d'un robot miniature capable d'exécuter cette danse des abeilles.

Types de danses

Lorsque l'exploratrice effectue une danse en rond (danse circulaire (en)) sur les rayons de cire dans l'obscurité de la ruche, elle indique que la source de nectar est proche, dans un rayon de moins de cinquante mètres. La découvreuse décrit un cercle, en tournant sur elle-même à un rythme très rapide, de huit à dix tours en quinze secondes, puis fait un demi-cercle en sens inverse, changeant souvent le sens de la rotation au cours de ce type de danse. Les autres abeilles, qui suivent la danseuse en la palpant avec leurs antennes, détectent le parfum de la source de nectar dont son corps est imprégné, et quittent alors la colonie, à la recherche de la source de nourriture, guidées par l'odeur des fleurs à exploiter. La danseuse ne transmet pas d'informations de direction avec ce type de danse¹.

Sur les rayons verticaux de la ruche, l'angle formé entre la verticale et l'axe du 8 leur indique la direction à suivre par rapport à l'azimut solaire

Lorsque l'abeille effectue une danse en huit, elle indique une ressource en nourriture située à une plus grande distance. Dans ce cas, la butineuse s’oriente par rapport à la direction du soleil : en plus de ses deux yeux composés, elle dispose, sur le haut de la tête, de trois ocelles, des yeux simples qui, sensibles à la lumière polarisée, permettent de repérer le soleil au travers des nuages.

L'abeille découvreuse décrit une courte ligne droite, puis un demi-cercle, pour revenir à son point de départ, elle parcourt à nouveau le diamètre, effectue un nouveau demi-cercle, de l'autre côté, et recommence. Pendant les trajets en ligne droite, le corps de la danseuse est porté en avant, les pattes fermement en contact avec le support, et elle frétille rapidement, à la manière d'un pendule. En suivant la danseuse, les autres abeilles reconnaissent l'odeur de l'espèce de fleur à explorer, et obtiennent aussi des informations sur la direction de la ressource et sa distance par rapport à la colonie. La danse frétillante est d'autant plus rapide que la source de nourriture est proche (neuf à dix « 8 » complets en quinze secondes quand la source est à cent mètres, sept à deux cents mètres, quatre et demi pour un kilomètre, deux seulement pour six kilomètres²), et l'angle formé entre la verticale et l'axe de la danse rectiligne est le même que celui formé entre la direction du soleil et celle de la nourriture. Au fur et à mesure de la course du soleil, la danseuse modifie l'angle de sa danse.

Sur les rayons, disposés verticalement, la butineuse se comporte comme précédemment, mais entreprend une danse différente : elle commence par décrire un demi-cercle, puis elle revient vers son point de départ, en suivant une ligne droite, le diamètre ; de retour à son point de départ, elle parcourt l'autre demi-cercle, dans l’autre sens, puis parcourt à nouveau en ligne droite le diamètre précédent, avec le même sens de parcours. Ce cycle dont la forme rappelle celle d'un huit est parcouru de nombreuses fois. Lorsqu’elle parcourt le diamètre, l'abeille frétille en agitant l'abdomen latéralement.

Danse en « huit », les ondulations symbolisent le frétillement (déplacement selon les flèches)
Indication d’une source de nectar située à 60° à droite par rapport à la direction du soleil
Indication d’une source de nectar située à 150° à droite par rapport à la direction du soleil.

La direction du diamètre indique celle de la source de la miellée. Imaginons un cadran avec la ruche au centre, et le soleil placé au-dessus à la verticale. Sur ce cadran, l’abeille se dirige du centre vers la source de nourriture. Si la source de nourriture est dans la direction du soleil, l’abeille va se diriger verticalement de bas en haut sur la ligne droite. Si la source se trouve à 30° à droite par rapport à la direction du soleil, la ligne droite qu’elle décrira sera inclinée de 30° à droite par rapport à la verticale, elle la parcourra de bas en haut. Si la miellée est à l’opposé du soleil, son trajet se fera alors de haut en bas.

Quant à la distance de la source de nectar, elle est indiquée par le nombre des mouvements latéraux de l'abdomen, lors d'une phase vibrante, ou par la durée de celle-ci (mesure équivalente) : ainsi plus le nombre de mouvements est important, plus la source de nourriture est éloignée.

La qualité de la source de nourriture est indiquée par la vitesse de retour lors des demi-cercles effectués sans frétiller. A contrario, la butineuse émet un « signal stop » (mécanisme de rétroaction négative) pour signaler à la colonie un danger (par exemple elle a été attaquée par un prédateur, elle a senti sur les fleurs des phéromones de stress, elle a dû se battre avec des abeilles d'autres colonies et a été vaincue, etc.)³.

Martin Lindauer déchiffre un autre mode de danse des abeilles en 1951, appelée la « danse du domicile » ou « danse de l'essaim » : une fois l'an, pendant quelques heures ou quelques jours, se produit une danse frétillante exécutée par les éclaireuses en plein air sur le dos d'abeilles qui se sont posées en essaim sur une branche après avoir abandonné leur domicile pour en choisir un autre⁴. La colonie laissant aux éclaireuses le pouvoir de décider de ce choix, il s'agit de l'équivalent d'une démocratie par délégation⁵ car des processus de rétroaction positive et négative montrent de véritables débats contradictoires lors de ce choix⁶.

Voir aussi :

Références:

↑ Alain Bentolila, La langue française pour les nuls, Paris, First Éditions, coll. « Pour les nuls : avec les nuls, tout devient facile ! », 2012, 500 p. (ISBN 9782754031271, OCLC 826804872, notice BnF n^o FRBNF42798939), p. 11.
↑ « La danse des abeilles est-elle un langage ? » [archive], sur µTime (consulté le 14 mars 2016).
↑ (en) James C. Nieh, « A Negative Feedback Signal That Is Triggered by Peril Curbs Honey Bee Recruitment », Current Biology, vol. 20, n^o 4,‎ février 2010, p. 310-315 (DOI 10.1016/j.cub.2009.12.060).
↑ Thomas Seeley, « Comment les abeilles établissent une nouvelle colonie », Pour la science, n° 62, décembre 1982, p. 14-22.
↑ (en) Thomas Seeley, Honeybee democracy, Princeton University Press, 2010, 280 p. (ISBN 0691147213).
↑ (en) T. D. Seeley et col, « Stop Signals Provide Cross Inhibition in Collective Decision-Making by Honeybee Swarms », Science, vol. 335, n^o 6064,‎ 6 janvier 2012, p. 108-111 (DOI 10.1126/science.1210361).

L’épigénétique mène la génétique à la baguette

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Introduction

Les lois de la génétique ont été ébauchées par le moine Gregor Mendel dès 1856. Dans le jardin de l’abbaye Saint-Thomas de Brno, au sud-est de la Tchéquie actuelle, il se tourne vers l’étude de l’hybridation des petits pois, car l’Evêque, son supérieur hiérarchique, lui demande de cesser de s’intéresser à l’hybridation des souris, l’élevage qu’il en faisait dans sa cellule importunant ses confrères moines. En 1866, après 10 ans de travaux minutieux, Mendel pose, dans un très intéressant article intitulé « Recherches sur des hybrides végétaux », les bases théoriques des lois de la génétique et de l’hérédité moderne. Souvent exposées dès le XIXe, les expériences de Mendel ont été fréquemment mal reprises et mal interprétées. L'apport fondamental de Mendel, bien plus que dans la découverte de ces lois, réside dans l'affirmation que ce ne sont pas les caractères eux-mêmes qui sont transmis, mais quelque chose d'autre que Mendel désigne sous le terme de « Faktoren » (facteurs, que Wilhelm Johannsen, généticien danois appellera des gènes, en 1909).

Les scientifiques ont longtemps pensé que le code génétique d’un organisme déterminait à lui seul ses caractéristiques biologiques, son développement et son adaptation à son milieu.

La découverte de l’ADN en 1953 par le Britannique Francis Crick et l'Américain James Watson a été une formidable avancée dans la compréhension de la génétique. Grâce aux progrès technologiques de la biologie et avec l’aide d’ordinateurs super performants, les scientifiques sont parvenus à cartographier le génome de nombreux organismes dont l’abeille. Ils se sont alors rendu compte qu’il existe des différences significatives entre ce que dicte le patrimoine génétique d’un organisme et l’apparence ou le fonctionnement de ce même organisme.

Depuis ~2010, l’épigénétique s’intéresse aux mécanismes de la régulation de l’expression du génome sans qu’il y ait modification/altération du code génétique lui-même.

Cette branche de la biologie étudie en quelque sorte le rôle du chef d’orchestre qui interprète la partition d’une symphonie concertante en dirigeant les musiciens de son orchestre à la baguette…

Sous l’influence de divers facteurs chimiques ou « extérieurs », l’épigénétique peut non seulement modifier l’apparence ou le comportement d’un organisme, mais également transmettre certaines de ces modifications aux générations suivantes…

L’apiculteur connaît bien le mécanisme de la différentiation des castes ouvrières/reines. Un œuf fécondé, pondu par une reine, donnera naissance soit à une ouvrière, soit à une reine, en fonction de l’alimentation à disposition (gelée royale pure ou non). On sait aussi qu’une ouvrière commence sa vie comme nourrice et la termine comme butineuse. Ces 2 activités sont totalement différentes et engagent des compétences clairement distinctes. L’apiculteur est quand même scotché par les modifications épigénétiques engendrées par la reprise de la ponte royale au printemps ou par un orphelinage. La réversibilité de ces modulations épigénétiques nous fascinent : une butineuse peut redevenir une nourrice en cas de besoin ; une ouvrière peut même se mettre à pondre !

1.1 Quelques définitions pour bien commencer

Patrimoine : un bien qu'on détient par héritage de ses ascendants.

Génétique : science qui étudie les caractères héréditaires des individus, leur transmission au fil des générations et leurs variations (mutations).

Epigénétique : discipline de la biologie qui étudie la nature des mécanismes modifiant de manière réversible, transmissible et adaptative l'expression des gènes sans en changer la séquence nucléotidique.

Chromosome : structure moléculaire complexe composée d’ADN et de protéines, dont la configuration évoque la lettre « X – ou Y ».

ADN : molécule de forme hélicoïdale (double hélice torsadée) porteuse de la totalité de l’information génétique (génome) contenue dans le noyau d’une cellule d’un organisme vivant (animal ou végétal).

ARN : molécule constituée d'un enchaînement de ribonucléotides (monohélice torsadée) dont l’ordre est dicté par les séquences de l’ADN et dont elle recopie la matrice.

Enzyme : protéine capable de catalyser des réactions chimiques dans les cellules

Acide nucléique : assemblage de macromolécules ou polymère, dont l’unité de base ou monomère est un nucléotide et dont les nucléotides sont reliés entre eux par des liaisons phosphodiesters.

Nucléoside : molécule résultant de la liaison d'une base nucléique à un ose.

Nucléotide : molécule organique composée d'une base nucléique, d'un ose à cinq atomes de carbone et enfin d’un à trois groupes phosphate.

Une cellule est constituée d'une membrane plasmique ou enveloppe, contenant un cytoplasme, lequel est formé d'une solution aqueuse (cytosol) dans laquelle se trouvent de nombreuses biomolécules telles que des protéines et des acides nucléiques, organisées ou non dans le cadre d'organites. De nombreux êtres vivants ne sont constitués que d'une seule cellule : ce sont les organismes unicellulaires, comme les bactéries, les archées et la plupart des protistes.

D'autres sont constitués de plusieurs cellules : ce sont les organismes multicellulaires, comme les plantes et les animaux. Ces derniers contiennent un nombre de cellules très variable d'une espèce à l'autre ; le corps humain en compte environ cent mille milliards (10¹⁴), mais est colonisé par un nombre de deux à dix fois plus grand de bactéries, qui font partie de son microbiote et qui sont bien plus petites que les cellules humaines. La plupart des cellules des animaux ne sont visibles qu'au microscope, avec un diamètre compris entre 10 et 100 µm.

Le noyau est une structure cellulaire présente dans la majorité des cellules eucaryotes et chez tous les organismes eucaryotes, et contenant l'essentiel du matériel génétique de la cellule (ADN). Il a pour fonction principale de stocker et protéger le génome nucléaire ainsi que la machinerie nécessaire à la réplication des chromosomes et à l'expression de l'information contenue dans les gènes. Il disparaît temporairement pendant le processus de division cellulaire pour se reconstituer dans les cellules filles. Il a un diamètre variant de 5 à 7 micromètres.

Les ribosomes sont des complexes ribonucléoprotéides (c'est-à-dire composés de protéines et d'ARN) présents dans les cellules eucaryotes et procaryotes. Extrêmement bien conservés au cours de l'évolution, ils ont pour fonction de synthétiser les protéines, comme de véritables usines de production, en décodant l'information contenue dans l'ARN messager. Ils sont constitués d'ARN ribosomiques, qui portent l'activité catalytique, et de protéines ribosomiques. Les ribosomes sont constitués de deux sous-unités, une plus petite qui « lit » l'ARN messager et une plus grosse qui se charge de la polymérisation des acides aminés pour former la protéine correspondante.

Les mitochondries sont souvent décrites comme les « centrales énergétiques » des cellules, dans la mesure où elles contribuent à l'essentiel de la production d'ATP cellulaire à travers la β oxydation, le cycle de Krebs et la chaîne respiratoire dans le cadre de la phosphorylation oxydative, l'ATP étant la molécule énergétique ubiquitaire utilisée dans un très grand nombre de réactions chimiques du métabolisme, et notamment de l'anabolisme (biosynthèses).

L'appareil de Golgi est un organite cellulaire situé à proximité du réticulum endoplasmique et du noyau. Il stocke les protéines et les lipides produits par le réticulum, les modifie grâce à l'action d'enzymes, les trie et les véhicule dans le milieu intra- ou extracellulaire, en fonction de leur destination finale.

Le réticulum endoplasmique lisse, dépourvu de ribosomes, est le lieu de synthèse des lipides et du métabolisme des sucres. Contenant des enzymes spécialisés, le réticulum participe aussi à la détoxication de la cellule.

Le réticulum endoplasmique rugueux assemble et transporte les protéines destinées aux membranes et à la sécrétion cellulaire.

1.2 Quelques chiffres étonnants

La longueur du génome (totalement étiré) d’une cellule humaine (Ø ~5-50 µm) atteint 2 mètres pour un diamètre de 2 µm (µ =10-6) et compte plus de 3 milliards de bases codant pour plus de 23’000 protéines différentes.

Le chromosome humain no 1, qui est le plus grand des chromosomes humains, contient environ 220 millions de paires de bases pour une longueur linéaire de plus de 7 cm.

Ni le nombre de chromosomes, ni la taille du génome (quantité d'ADN contenue dans une copie d'un génome), ni le nombre de gènes ne sont corrélés avec la complexité de l'organisme : c'est le paradoxe de la valeur C. La valeur C représente la taille d'un génome, exprimée en nombre de paires de bases, ou en picogramme.

2. Chaque cellule humaine contient 46 chromosomes

Chaque cellule humaine contient 46 chromosomes (comme l’olivier, le gecko, l’éponge de mer, la chauve-souris) contre 32 pour la cellule de l’abeille et 16 pour le faux-bourdon qui est haploïde.

La fourmi australienne en a 2, le moustique en a 6, l’éléphant 56, le poisson rouge 100, le papillon Azuré de l’Atlas 440, l’amibe protée autour de 1000 !!!

Les télomères des chromosomes sont protégés par des «capuchons» pour ralentir leur vieillissement et éviter leur effilochement qui pourrait conduire à de soudures entre chromosomes et donc des mutations.

Chez l’homme, les télomères raccourcissent avec l’âge, l’inflammation et le stress. Des études ont montré que des télomères courts sont associés à un risque plus élevé de maladies liées à l’âge (tumeurs cancéreuses).

Une étude1 aurait montré que les apiculteurs ont une durée de vie plus longue que les non-apiculteurs. Il s’avère que la longueur des télomères des apiculteurs testés est significativement plus longue que celle des non-apiculteurs.

Les phénomènes d’oxydation cellulaires et la production trop importante de radicaux libres contribuent au raccourcissement prématuré des télomères. Cette oxydation est amplifiée par certains facteurs tels que le tabac, l’alcool, la prise régulière de médicaments, la pollution, les UV, les radiations électromagnétiques, le surmenage physique et intellectuel, le stress, la malnutrition, etc. La consommation d’antioxydants ralentirait cette usure précoce. Dans le cadre d’une diététique santé, la consommation des produits de la ruche est un atout. Les propriétés anti-oxydantes du miel, du pollen et de la gelée royale, ont été confirmées par plusieurs études récentes mettant en évidence les vertus des polyphénols dans un contexte de prévention.

Chez l’abeille, la télomérase, enzyme qui maintient la longueur des télomères, pourrait être modulée par l’épigénétique, ce qui expliquerait la différence de durée de vie chez les abeilles d’été versus celles d’hiver et chez les reines.

1 ) Nasir, N. F. M., Kannan, T. P., Sulaiman, S. A., Shamsuddin, S., Azlina, A., & Stangaciu, S. (2015). The relationship between telomere length and beekeeping among Malaysians. AGE, 37(3), 1-6

On peut essayer de s’imaginer l’ADN comme échelle. Les montants de l’«échelle» correspondent à des sucres et les barreaux à des bases azotées A-T-C-G. Il faut encore un petit effort de visualisation pour tordre cette échelle sur elle-même et en faire une double hélice torsadée.

La fourmi australienne en a 2, le moustique en a 6, l’éléphant 56, le poisson rouge 100, le papillon Azuré de l’Atlas 440, l’amibe protée autour de 1000 !!!

Les barreaux de l’échelle peuvent se dissocier (s’ouvrir comme un zip/fermeture éclair), puis être lus, copiés et exportés vers les usines de production (ribosomes) pour synthétiser toutes les protéines nécessaires à la vie de la cellule. Ce sont les séquences de ces barreaux, pris 3 par 3 (les triplets ou codons), qui codent pour la fabrication des protéines.

La structure des barreaux horizontaux de l’échelle est formée par 4 bases azotés (molécules assez simples, à base de carbone et d’azote, très communes et intervenant dans de nombreux processus biochimiques) distinctes et accouplées :

A = Adénine avec T = Thymine ; C = Cytosine avec G = Guanine

La séquence de ces couples de bases (code génétique) correspond au le plan de fabrication de chacune des protéines dont nos cellules peuvent avoir besoin pour exister, fonctionner... et nous faire vivre !

Ces plans – nos gènes – sont donc gardés bien à l’abri, à l’intérieur du noyau cellulaire sous forme d’ADN. Les usines qui synthétisent les protéines – les ribosomes – sont quant à elles situées à l’extérieur de ce noyau.

Dès lors, la fabrication des protéines n’est pas réalisée à partir des plans originaux, mais en s’appuyant sur leur « duplicata » : les ARN messagers (pour acide ribonucléique messager).

Ainsi, lorsqu’une cellule a besoin d’une protéine, le plan de fabrication de cette dernière est « photocopié » ou « transcrit ». La copie ainsi générée – un ARN messager – est ensuite exportée hors du noyau et rejoint les ribosomes où elle permet la synthèse de la protéine demandée. Très instable et fragile, cette copie est ensuite rapidement détruite.

Si l’ADN est le support de l’hérédité des organismes vivants, le gène est un segment d’ADN qui contient les informations nécessaires à la production d’une unité fonctionnelle (par exemple une protéine). C’est l’unité fonctionnelle de l’hérédité.

3. Transcription et traduction

L'ADN stocke l'information génétique à long terme.

Par réplication, lors de la division cellulaire (mitose), il transmet toute l'information génétique aux nouvelles cellules somatiques (et seulement la moitié du génome, par la méiose, aux cellules de reproduction ou gamètes, qu’on nomme aussi ovule ou spermatozoïde).

Par transcription, l’ADN est « photocopié » et « imprimé » en un brin monocaténaire d’ARN (un seul montant de l’échelle par opposition aux 2 montants de l’ADN). Cette « photocopie » qu’on appelle RNA-messager (tout le monde en a entendu parler avec les vaccins à ARNm contre le COV19) et exportée hors du noyau et dirigée vers les ribosomes contigus en vue de l’assemblage des protéines (traduction).

3.1 De façon imagée et pour voir plus clairement la relation entre la génétique et l’épigénétique

Utilisons comme analogie un manuel d’utilisateur qui décrit comment assembler une voiture sur une chaîne de montage.

Si votre responsabilité est de placer les roues, vous n’avez pas besoin d’information concernant l’installation du pare-brise, le montage des sièges, ou l’assemblement du moteur. Afin de faciliter votre tâche, le manuel est divisé en plusieurs parties, chapitres, sections, et paragraphes pour que vous puissiez vous concentrer uniquement sur l’information requise pour installer les roues. Le manuel d’utilisateur est analogue à votre génome – il est composé de toute l’information dont vous avez besoin pour former un humain. Le plan et l’organisation du manuel reflètent la fonction de l’épigénome, c’est à dire la biologie chimique qui indique aux différents types de cellules quelles portions du génome sont à lire. De cette manière, en travaillant sur la même information (votre génome), vos cellules peuvent organiser cette information (en utilisant l’épigénétique) et travailler de concert, chacune ayant leur propre rôle pour former et maintenir tous les tissus et organes de votre corps.

Dans sa définition la plus scientifiquement rigoureuse, un chromosome correspond à une structure totalement condensée de chromatine (fil d’ADN), avec un aspect fibreux de pelote de laine bien serrée.

Dans cette définition, le chromosome est seulement présent au cours de la mitose (division cellulaire) pendant laquelle il atteint son degré de condensation maximum.

Le reste du temps (hors mitose), la chromatine est plus ou moins condensée dans le noyau et ne forme pas de chromosome.

Ce fil d’ADN est torsadé et enroulé sur lui-même et sur des « poulies » ou histones.

Si les «poulies» sont serrées les unes contre les autres par méthylation, le brin d’ADN n’est pas accessible à la lecture par l’ARN pour la fabrication des protéines. En revanche, si le brin d’ADN est largement déroulé par acétylation ou des facteurs épigénétiques, la lecture des différents gènes devient possible et la fabrication des protéines s’enclenche.

4. Les mécanismes épigénétiques

En haut : l’adjonction de groupes méthyle à l’ADN ou aux histones compacte l’enroulement de l’ADN. Les facteurs de transcription ne peuvent pas se lier à l’ADN et les gènes ne sont pas exprimés.

En bas : l’acétylation des histones permet un déroulement de l’ADN. Les facteurs de transcription peuvent se lier à l’ADN et les gènes sont exprimés.

Pour simplifier :

Lorsque les gènes de l’ADN codant par exemple pour la récolte de pollen, ne peuvent être lus, les protéines/enzymes ne sont pas fabriquées et l’ouvrière accomplit ses tâches à l’intérieur de la ruche.

En revanche, lorsque le bout d’ADN, qui code pour booster une butineuse, est bien exposé et lisible, la machinerie se met en marche, modifie le comportement de la nourrice qui devient butineuse et la récolte de pollen bat son plein…

De façon imagée, on peut se représenter le génome (le fil d’ADN) comme une bande magnétique sur laquelle a été enregistrée toute la «symphonie no 9 de Beethoven» ou l’entier du code génétique de la cellule.

L’épigénétique permet de masquer ou de démasquer certaines mesures de la partition et donc de moduler l’interprétation du morceau de musique.

5. Génétique vs Epigénétique

Du point de vue de la génétique, un gène peut être modifié par une altération du code génétique, par exemple après une mutation génétique due à un mutagène (UV, rayons X…) ou spontanée, lors d’une erreur de réplication de l’ADN au cours de la division cellulaire. Cette modification du patrimoine génétique est définitive et irréversible. Elle est transmise à la descendance.

Du point de vue de l’épigénétique, il n’y a pas de modification du code génétique ; un gène peut être masqué ou surexprimé temporairement par l’induction de facteurs extérieurs (environnement, autres…). Cette modification est totalement réversible et peut être transmise à la descendance.

La plasticité de l’épigénome de l’ouvrière est nettement plus importante que celle des reines : les ouvrières alternent plusieurs rôles/métiers au cours de leur courte vie : nettoyeuses, nourrices, dames d’honneur, cirières, ventileuses, magasinières, gardiennes, éclaireuses, butineuses; de son côté, la reine ne fait que manger et pondre... J !

La séquence de ces tâches est aisément modulable si bien qu’une butineuse peut redevenir une nourrice en cas de besoin (!), par exemple lorsque la reine reprend sa ponte après les mois d’hiver. De même, une nourrice peut devenir rapidement butineuse (!) après la division d’une colonie (les butineuses des 2 ruches revenant à la souche…). La complexité étonnante de l’épigénétique survient lorsque la fièvre d’essaimage s’allume et que plusieurs facteurs coexistent (manque de place, surface couvain ouvert/fermé, météo, saison, âge de la reine, déficit des phéromones de marquage, etc…)

► voir l'article : Commutation réversible entre les états épigénétiques dans les sous-organismes comportementaux des abeilles

Exemples de facteurs extérieurs ou épigénétiques :

Gelée royale
Phéromones
Hormone juvénile
Vitellogénine
Oléate d’éthyle
Abondance de la nourriture
Température
Stress
Pesticides
Toxines, infections
Parasites
Polyéthisme d’âge
Démographie des sous-castes…

La gelée royale est le produit de sécrétion du système glandulaire céphalique (glandes hypopharyngiennes et glandes mandibulaires) des abeilles ouvrières, entre le cinquième et le quatorzième jour de leur existence. Cette substance blanchâtre et gélatineuse est riche en acide gras (10HDA ) stimulant le développement de l’appareil reproducteur, en plusieurs vitamines et oligo-éléments et en royalactine (protéine 57-kDa) qui détermine la différenciation de caste ouvrière/reine.

L'hormone juvénile est une hormone qui contrôle le développement post-embryonnaire chez les insectes. Elle doit son nom au fait qu'elle maintient les caractères juvéniles, en favorisant les mues larvaires et en retardant la métamorphose. Toutefois, elle n'intervient pas que chez les larves, puisqu'elle joue aussi un rôle très important chez l'insecte adulte, où elle régule la reproduction, en particulier la vitellogenèse et l'ovogenèse.

La vitellogénine est une protéine très présente chez les abeilles d'hiver; elle est stockée dans leur corps gras surdéveloppé; cette molécule stimule leur système immunitaire. Par ailleurs, il existe une corrélation entre le taux de vitellogénine et les chances de survie hivernale de colonies d’abeilles. Le taux de vitellogénine va également déterminer le type de butinage. Ainsi, de fortes teneurs en vitellogénine chez les jeunes abeilles vont privilégier un butinage tardif et orienté vers la collecte de pollen, et des teneurs plus faibles vont permettre un butinage plus précoce et orienté vers la collecte de nectar. Par ailleurs, la vitellogénine réduit le stress oxydatif chez l’abeille en piégeant les radicaux libres, prolongeant de ce fait la durée de vie des ouvrières et de la reine.

L’oléate d’éthyle (OE), véritable phéromone produite par les butineuses, est une molécule qui joue un rôle essentiel dans la maturation et la transformation des plus jeunes abeilles : elle agit comme un inhibiteur chimique qui retarde l'âge du butinage. Cette phéromone inhibe donc la transformation des jeunes abeilles en butineuses de la manière suivante :

En cas de grosse miellée et par beau temps, les butineuses sont à l’extérieur, au «travail» et donc les jeunes abeilles restées à la ruche, ne sont pas exposées à l’éthyle oléate. Elles se transforment alors plus vite en butineuses, car une colonie sait mobiliser ses forces pour profiter d’une grosse miellée. Ce qui a pour conséquence un sous-effectif de nourrices dans la ruche, et incite la reine à augmenter la ponte.
En cas de mauvais temps, au contraire, les butineuses sont confinées dans la ruche et diffusent de l’éthyle oléate aux jeunes abeilles et celles-ci restent alors plus longtemps au stade de nourrice. Il y a alors une forte population cloîtrée dans la ruche, dont un très grand nombre de jeunes nourrices. Ce déséquilibre dans les castes d’abeilles déclenche très souvent la fièvre d’essaimage et très fréquemment, dès le retour du beau temps, c’est l’essaimage.

L’ARN interférent est un acide ribonucléique dont l'interférence avec un ARN messager spécifique conduit à sa dégradation et à la diminution de sa traduction en protéine. Dans la mesure où l'ARN joue un rôle crucial dans l'expression des gènes, l'ARN interférent permet de bloquer celle-ci en rendant « silencieux » tel ou tel gène. Il serait vraisemblablement un produit de l'évolution permettant aux organismes de se défendre contre l'introduction de génomes étrangers, notamment viraux, ou encore permettant de moduler l'expression des gènes.

Bien que non vérifié expérimentalement, on peut observer que lorsqu’on prélève des larves pour le greffage à partir d’une colonie acclimatée en altitude (environ 1’500 m), les reines déplacées en plaine (à 500 m) auront un retard dans leur processus de ponte au printemps suivant (jusqu’à 2 cadres de couvain de différence à la même date avec les autres reines issues de la plaine).

On peut émettre l’hypothèse qu’une information sous forme d’un marquage épigénétique présent dans la larve pourrait conditionner son devenir de reine (en l’occurrence le développement tardif de la colonie); ce marquage étant potentiellement labile sous l’effet du nouvel environnement, le trait de caractère n’est plus observé la deuxième année. L’effet du milieu géographique pourrait entraîner des conséquences sur les performances d’une reine achetée à un éleveur situé dans un environnement différent.

En conséquence, il pourrait être risqué de juger des performances d’une reine sans tenir compte de l’origine géographique de sa mère. En suivant ce raisonnement, on pourrait penser que les écotypes adaptés aux différentes régions puissent correspondre à des colonies génétiquement très proches mais marquées de manière différentielle par leur habitat naturel. Ces formes d’adaptation, faisant appel à des phénomènes épigénétiques, seraient de ce fait potentiellement réversibles.

6. En conclusion

Les mécanismes épigénétiques confèrent aux êtres vivants une plasticité à l’égard des changements de l’environnement et ont certainement contribué à l’évolution des espèces au cours des âges. Chez l’abeille, ces phénomènes existent aussi et interviennent largement dans les changements comportementaux. Dès lors, il est également possible que les caractères que l’on observe sur les colonies d’abeilles ne soient pas uniquement liés à la présence de certains allèles mais aussi à des empreintes épigénétiques positionnées sur le génome des parents; dans ce cas, les traits observés par l’apiculteur au niveau de la colonie seraient potentiellement réversibles.

7. Annexes

Code génétique universel : en lisant les lettre du centre vers la périphérie du disque, on obtient un triplet qui donne l’information aux ribosomes pour synthétiser un acide aminé bien précis. Par exemple « AGG » donne Arginine. L’apposition de plusieurs acides aminés va former une protéine. La lecture d’un gène d’ADN commence toujours par un code start (AUG) et se termine toujours par un des 3 stops (UAA, UAG, UGA), un peu comme en écriture morse (… 3 points entre les lettres ; ……. 7 points entre les mots).

Les « vrais » jumeaux : identiques quant à leur génome (patrimoine génétique) mais différents quant à leur phénotype (apparence).

Les marques épigénétiques varient d’un individu à l’autre. Même les jumelles monozygotes (issues du même œuf) ne sont pas identiques de ce point de vue.

Les jumeaux monozygotes sont souvent très ressemblants physiquement. En prenant de l'âge, les jumeaux monozygotes se différencient à la suite des choix personnels comme la nourriture, les activités physiques et intellectuelles... ainsi que des expériences de vie. La scolarité constitue également un pas important dans ce domaine de différenciation.

Dans la recherche scientifique, l'étude comparée de deux individus jumeaux monozygotes permet de mettre en évidence des mécanismes épigénétiques qui jouent un rôle important dans la régulation de l'expression des gènes au cours de l'ontogenèse. Ainsi, bien qu'il s'agisse de clones au sens biologique du terme, ils ont des empreintes digitales et des constantes biologiques différentes, dès les premières semaines de gestation. Au cours de leur existence, la modulation de l’expression de leurs gènes est influencée par l’environnement au sens large (hygiène de vie, alimentation, profession, localisation géographie, etc.) et leur phénotype permet de les différencier plus aisément (Cf. les frères Bogdanoff).

A voir aussi

Sources:

https://www.docteur-eric-sebban.fr/cancer-du-sein/diagnostic-cancer-sein/implication-des-modifications-epigenetiques-sur-le-cancer-du-sein/

https://www.encyclopedie-environnement.org/sante/epigenome-facteurs-environnementaux/

https://lejournal.cnrs.fr/articles/lepigenetique-mene-le-genome-a-la-baguette

https://thisisepigenetics.ca/fr/blogs/quest-ce-que-lepigenetique

https://lejournal.cnrs.fr/articles/edith-heard-ou-la-revolution-epigenetique

https://aide-a-la-procreation.fr/au-sujet-de-la-fertilite/epigenetique/

https://fr.wikipedia.org/wiki/Cellule_(biologie)

https://thisisepigenetics.ca/fr/blogs/quest-ce-que-lepigenetique

http://www.astrosurf.com/luxorion/Bio/cellule-3d-dwg-raven.jpg

https://www.dropbox.com/s/vbvr8fxkg6cofxs/1461823611-Epigenetique.pdf?dl=0

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/lepigenetique

https://www.dropbox.com/s/5ilg7vs9kdvjerj/Arold%20P._%20epigenetique%20wikipedia.pdf?dl=0

https://www.dropbox.com/sh/rubesmeti05sld6/AAAoTm6bmqq3wTXFsegU1Zg0a?dl=0

https://www.rtflash.fr/epigenetique-comment-atteindre-genes-inaccessibles/article

https://www.nature.com/articles/nn.3218

Les cellules royales

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100


Cellules royales d’essaimage naturel	Cellule royale de sauvetage	Cellule royale de remérage	Cellules royales artificielles

Au printemps, les ouvrières bâtissent des cellules royales de type essaimage. En fonction de la sous-espèce, on trouvera 2-20 cellules en bordure d’un ou plusieurs cadres de couvain. C’est le processus naturel de division de la colonie. La vieille reine s’envole avec (plus ou moins) la moitié de la colonie. L’essaim primaire pourra être suivi par des essaims secondaires avec reines vierges.
Lorsque la reine disparaît brusquement (souvent par une mauvaise manipulation de l’apiculteur) les ouvrières orphelines construisent en urgence une cellule de sauvetage à partir d’une alvéole contenant une larve plus ou moins âgée. De cette cellule, située au milieu du cadre, naîtra une reine souvent de moins bonne qualité car la larve choisie n’aura pas été nourrie exclusivement avec de la gelé royale. Rappel : une larve d’ouvrière est nourrie pendant 3 jours avec de la gelée royale puis 3 jours avec un mélange miel/pollen. Une ou plusieurs autres cellules seront bâties quelques heures plus tard, en bordure du cadre, à partir d’alvéoles contenant des larves très jeunes, nourries uniquement à la gelée et qui donneront de bonnes reines. Malheureusement la cellule de sauvetage éclora avant les autres et la reine tuera les larves royales encore emprisonnées. L’apiculteur détruira donc la cellule de sauvetage centrale au profit des autres cellules en périphérie.
En automne, les ouvrières construiront une ou 2 cellules royales de remérage ou supercédure pour remplacer une reine âgée ou à la ponte déclinante. On peut également rencontrer ce phénomène après l’application d’un traitement à l’acide formique. Ce type d’élevage n’est pas suivi par un essaimage.
L’éleveur greffera des larves de moins de 24 h, issues de reines de sélection, sur des cupules qui seront introduites dans des colonies orphelinisées pour un élevage artificiel. Les reines issues de cet élevage seront transférées en station pour fécondation par des mâles sélectionnés en vue d’améliorer les qualités de la descendance.

Voir aussi :

Références:

Apiculture et législation en Suisse – Ce que les apiculteurs doivent vraiment savoir

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Le fondement : droit des épizooties

Le droit des épizooties constitue le noyau juridique de l’apiculture en Suisse. Il vise à protéger la santé animale publique et à prévenir la propagation des épizooties. Pour les apiculteurs, quatre domaines sont particulièrement centraux : l’enregistrement, le contrôle des effectifs, les obligations générales du détenteur et les obligations d’annoncer.

1.1 Obligation d’enregistrement – Chaque rucher compte

Chaque rucher – qu’il soit occupé ou temporairement vide – doit être enregistré auprès de l’autorité cantonale compétente (art. 18a OFEp). Sont notamment enregistrés :

Nom et adresse de l’apiculteur
Nombre de ruchers
Emplacement et coordonnées

Une obligation d’annoncer dans un délai de trois jours ouvrables existe dans les cas suivants :

Nouveau rucher
Changement d’apiculteur
Suppression d’un emplacement

Chaque rucher reçoit un numéro d’identification et doit être marqué en conséquence (art. 18a, art. 19a OFEp).

Important pour la pratique :

Un rucher saisonnier ou transhumant est juridiquement considéré comme un nouveau rucher et est soumis à l’obligation d’annoncer.

1.2 Contrôle des effectifs – Documentation des mouvements de colonies

Outre l’enregistrement de l’emplacement, il existe une obligation autonome de tenir un contrôle des effectifs (art. 20 OFEp).
►Exemple : Registre de colonies d’abeilles dans le canton du Valais

Doivent notamment être consignés :

Entrées et sorties de colonies
Date
Nombre
Origine ou destination
Emplacements et dates de déplacement

Les documents doivent être conservés pendant trois ans et présentés aux autorités sur demande. Il est important de distinguer :

L’enregistrement concerne l’emplacement.
Le contrôle des effectifs concerne le mouvement de colonies individuelles.

Les deux sont obligatoires et ne se remplacent pas mutuellement.

1.3 Obligation générale du détenteur – Responsabilité en matière de santé animale

L’art. 59 OFEp oblige les détenteurs d’animaux à s’occuper correctement de leurs animaux et à prendre toutes les mesures nécessaires pour maintenir leur bonne santé. Pour les apiculteurs, cela signifie notamment :

entretien conforme de tous les ruchers (y compris non occupés)
prévention des risques épizootiques
garantie de la contrôlabilité et la traçabilité des ruches
collaboration avec les autorités lors des contrôles

Cette obligation s’applique en permanence et indépendamment d’un cas concret d’épizootie.

1.4 Maladies à déclaration obligatoire – Réaction en cas de suspicion

Certaines maladies des abeilles sont soumises à déclaration obligatoire, notamment :

Loque américaine (AFB)
Loque européenne (EFB)

La simple suspicion doit être annoncée sans délai à l’inspecteur des abeilles compétent (art. 61 OFEp).

En cas d’épizootie, des mesures administratives peuvent suivre, telles que :

Examen de toutes les colonies
Zones de séquestre
Interdictions de déplacer
Ordres d’assainissement

Ces mesures sont contraignantes et doivent être mises en œuvre immédiatement.

1.5 Déplacement international des abeilles (importation et exportation)

Le commerce international des abeilles est soumis à des prescriptions particulières en matière de droit des épizooties. Sont déterminants la Loi sur les épizooties (LFE) ainsi que l’Ordonnance sur l’importation, le transit et l’exportation d’animaux et de produits animaux (OITE).

Quiconque importe des abeilles (p. ex. reines, essaims artificiels ou colonies entières) depuis l’étranger doit respecter les conditions d’importation en vigueur. Sont en règle générale notamment requis :

un certificat sanitaire officiel délivré par le service vétérinaire du pays d’origine
le respect des exigences en matière de santé animale
le cas échéant, une annonce électronique dans le système international de notification
l’annonce au service vétérinaire cantonal compétent

Ces exigences visent à prévenir l’introduction d’agents épizootiques tels que le petit coléoptère des ruches ou les acariens Tropilaelaps.

En cas d’exportation, les prescriptions du pays de destination doivent également être respectées. La responsabilité du respect des dispositions incombe à la personne qui importe ou exporte.

En résumé

Le droit des épizooties exige de chaque apiculteur :

l’enregistrement de tous les ruchers
une documentation complète des mouvements de colonies
le maintien durable de la santé des abeilles
l’annonce immédiate des maladies soumises à déclaration obligatoire
le respect des prescriptions lors de l’importation et de l’exportation internationales d’abeilles

Il constitue le fondement juridique de l’apiculture – indépendamment du fait que du miel soit commercialisé ou non.

2. Varroa – Cas particulier en droit

La varroose (infestation par Varroa destructor) est inscrite dans l’Ordonnance sur les épizooties (OFEp) comme épizootie. Elle relève ainsi formellement du système du droit des épizooties.

Sur le plan juridique, elle se distingue toutefois des épizooties des abeilles soumises à déclaration obligatoire telles que la loque américaine ou la loque européenne :

Pour la loque, des procédures d’assainissement et des mesures de séquestre sont expressément réglementées.
Pour la varroa, l’ordonnance ne prévoit ni zones de séquestre automatiques ni ordres obligatoires de destruction.

Cette différenciation est déterminante pour comprendre sa qualification juridique.

2.1 Existe-t-il une obligation légale de traitement ?

L’Ordonnance sur les épizooties (OFEp) ne contient aucune disposition autonome prescrivant explicitement un traitement standardisé contre la varroa.

L’obligation de lutte découle toutefois de manière systématique :

de la qualification en tant qu’épizootie
de l’obligation générale de maintenir les animaux en bonne santé conformément à l’art. 59 OFEp
de l’intérêt public à prévenir les dangers épizootiques

Une colonie fortement infestée et non traitée peut mettre en danger d’autres effectifs. Il en résulte une responsabilité juridique d’assurer une lutte conforme aux règles de l’art.

Il est donc important de souligner : Il n’existe pas de « disposition spécifique de traitement contre la varroa », mais une obligation claire d’assurer de manière responsable la bonne santé des colonies.

2.2 Rôle des autorités

En matière de varroa, il n’existe pas de programmes d’assainissement déclenchés automatiquement comme pour la loque. Les autorités disposent toutefois de compétences générales d’intervention relevant de la police des épizooties lorsqu’un danger concret est établi.

Dans la pratique, la lutte contre la varroa repose principalement sur :

la responsabilité individuelle des apiculteurs
les recommandations techniques et les directives professionnelles
la pratique d’exécution cantonale

2.3 Interaction avec d’autres domaines du droit

La lutte contre le varroa ne concerne pas uniquement le droit des épizooties, mais également d’autres domaines réglementaires:

les obligations de diligence professionnelle dans le cadre des bonnes pratiques apicoles
le droit des médicaments vétérinaires (utilisation de préparations autorisées, documentation, délais d’attente)

Ainsi, la varroose se situe juridiquement à l’interface entre le droit des épizooties, la pratique apicole et le droit des médicaments vétérinaires.

En résumé

La varroose est juridiquement une épizootie, mais sans les mécanismes automatiques d’assainissement stricts prévus pour la loque.

L’obligation de lutte ne découle pas d’une norme spéciale isolée, mais de la responsabilité générale d’assurer la bonne santé des colonies et de prévenir les dangers épizootiques.

3. Vendre du miel = droit des denrées alimentaires

Tant que les abeilles sont uniquement détenues, le droit des épizooties est au premier plan.

Dès que du miel ou d’autres produits de la ruche sont mis sur le marché, le droit des denrées alimentaires s’applique en plus.

Peu importe qu’il s’agisse d’une grande exploitation ou d’une petite apiculture. L’élément déterminant est de savoir si des denrées alimentaires sont remises ou vendues régulièrement.

3.1 Obligation d’annoncer en tant qu’entreprise du secteur alimentaire

Quiconque remet des denrées alimentaires à titre commercial ou de manière régulière doit annoncer son activité à l’autorité cantonale compétente (art. 20 LGV).

Sont notamment soumis à l’obligation d’annoncer :

le début de l’activité
les modifications substantielles de l’exploitation
la fermeture de l’exploitation

Les petites exploitations apicoles peuvent également être concernées par cette obligation lorsque le miel n’est pas remis uniquement dans le cercle privé le plus restreint.

3.2 Autocontrôle – Responsabilité au niveau de l’exploitation

La Loi sur les denrées alimentaires (LMG) oblige les exploitants du secteur alimentaire à mettre en place un autocontrôle (art. 26 LMG).

Cela signifie :

identifier les dangers possibles
définir des mesures d’hygiène appropriées
documenter les processus
assurer la traçabilité

Les exigences sont conçues de manière fondée sur les risques et tiennent compte de la taille de l’exploitation. La responsabilité de la sécurité des denrées alimentaires demeure toutefois à la charge de l’exploitation.

3.3 Exigences d’hygiène

L’Ordonnance sur l’hygiène (HyV) fixe des exigences minimales relatives aux locaux et aux installations dans lesquels le miel est transformé.

Sont notamment essentiels :

des surfaces faciles à nettoyer
des zones de travail propres
la disponibilité d’eau potable
la prévention des contaminations

Les matériaux d’emballage ne doivent pas non plus constituer une source de contamination. Les exigences d’hygiène s’appliquent indépendamment de la taille de l’exploitation.

3.4 Traçabilité

Les denrées alimentaires doivent être traçables (art. 28 LMG).

Pour les apiculteurs, cela signifie notamment :

l’attribution de lots de production
la documentation des fournisseurs (p. ex. matériaux d’emballage)
la documentation des acheteurs en cas de remise à titre commercial

La traçabilité permet, en cas de problème, un rappel ciblé.

3.5 Étiquetage et interdiction de tromper

Les indications relatives aux denrées alimentaires doivent être exactes (art. 18 LMG).

Sont notamment inadmissibles :

des indications d’origine trompeuses
la mise en avant de caractéristiques allant de soi
des allégations relatives à la santé sans base légale
Les allégations thérapeutiques pour le miel sont en principe inadmissibles.

La dénomination spécifique « miel » ne peut être utilisée que si les exigences légales sont remplies (VLtH).

3.6 Droit de la métrologie et des quantités

Quiconque vend du miel préemballé est soumis en plus au droit de la métrologie.

Sont notamment requis :

l’utilisation d’une balance étalonnée
l’indication correcte du poids net
le respect des tolérances admissibles

L’indication de poids doit être atteinte en moyenne.

3.7 Étiquetage du miel – Quelles indications sont obligatoires ?

Quiconque met du miel sur le marché doit respecter les prescriptions en matière d’étiquetage prévues par le droit des denrées alimentaires (LMG, LIV, VLtH). Le miel en pot est considéré comme une denrée alimentaire préemballée et est soumis à des mentions obligatoires clairement définies.

Sont notamment obligatoires :

Dénomination spécifique

La dénomination « miel ».
Les indications telles que « miel de fleurs » ou « miel de forêt » ne peuvent être utilisées que si les exigences légales sont remplies.

Nom ou raison sociale et adresse

de l’exploitant responsable du secteur alimentaire (en règle générale l’apiculteur).

Indication de provenance

p. ex. « miel suisse » ou indication du pays d’origine.
En cas de mélanges provenant de plusieurs pays, des règles particulières de déclaration s’appliquent.

Poids net

en grammes ou en kilogrammes, correctement indiqué.
La balance doit satisfaire aux exigences du droit de la métrologie.

Date de durabilité minimale

p. ex. « À consommer de préférence avant le 31.12.20?? ».
En cas de longue durée de conservation, la date peut être indiquée de manière abrégée si les conditions légales sont remplies.

Indication du lot

Le miel préemballé doit porter une indication du lot (p. ex. lot 2026-1).
Si la date de durabilité minimale est indiquée uniquement par « fin d’année » ou seulement par mois/année, un numéro de lot distinct est requis.

Sont notamment inadmissibles :

des allégations relatives à la santé ou des promesses de guérison sans base légale
des indications de provenance trompeuses
la mise en avant d’éléments allant de soi (p. ex. « sans conservateurs » lorsque ceux-ci sont de toute façon interdits par la loi)

Les mentions obligatoires doivent être bien visibles et clairement lisibles. La taille des caractères doit présenter une hauteur minimale (hauteur x) de 1,2 mm en principe ; pour les très petits emballages (< 80 cm² de surface la plus grande), 0,9 mm sont admis.

L’obligation d’étiquetage s’applique indépendamment de la taille de l’exploitation. Même les petites apicultures doivent satisfaire intégralement aux exigences minimales légales. Un pot de miel n’est pas juridiquement un prospectus publicitaire, mais une denrée alimentaire assortie de mentions obligatoires clairement définies.

En résumé

Dès que le miel est mis sur le marché, des obligations supplémentaires naissent :

Annonce en tant qu’entreprise du secteur alimentaire
Mise en œuvre d’un autocontrôle
Respect des prescriptions d’hygiène
Garantie de la traçabilité
Étiquetage correct
Respect du droit de la métrologie

Le droit des denrées alimentaires complète ainsi le droit des épizooties et déplace l’accent de la protection de la santé animale vers la protection des consommatrices et des consommateurs.

4. Médicaments vétérinaires et délais d’attente

Le traitement des colonies d’abeilles au moyen de médicaments est soumis à la Loi sur les produits thérapeutiques (LPTh) et à l’Ordonnance sur les médicaments vétérinaires (OMédV). Ces prescriptions s’appliquent indépendamment de la taille de l’exploitation.

4.1 Préparations autorisées

Pour les abeilles, seuls peuvent être utilisés des médicaments vétérinaires qui :

sont autorisés en Suisse (cf. recommandations ou sur www.agroscop.ch)
disposent d’une indication correspondante pour les abeilles
sont appliqués conformément à la posologie autorisée

L’utilisation de substances non autorisées est inadmissible et peut entraîner des conséquences administratives ou pénales.

4.2 Obligation de documentation (journal des traitements)

L’utilisation de médicaments vétérinaires doit être documentée. Doivent notamment être consignés :

la date du traitement
la préparation utilisée
la posologie
le nombre de colonies traitées

La documentation doit être tenue de manière traçable et conservée. Elle doit être présentée aux autorités sur demande. Cette obligation s’applique également aux aux petits ruchers.

4.3 Délais d’attente

Étant donné que le miel est une denrée alimentaire, les délais d’attente doivent impérativement être respectés. Le miel ne peut pas être mis sur le marché si :

les délais d’attente prescrits n’ont pas été respectés
les teneurs maximales en résidus sont dépassées

Le droit des médicaments vétérinaires est donc en lien direct avec le droit des denrées alimentaires.

4.4 Lien avec la varroa

Dans la lutte contre la varroa, plusieurs domaines juridiques interviennent simultanément :

droit des épizooties (obligation de maintenir les animaux en bonne santé)
droit des médicaments vétérinaires (autorisation, documentation)
droit des denrées alimentaires (résidus, délais d’attente)

L’application conforme des préparations autorisées est ainsi pertinente non seulement du point de vue apicole, mais également sur le plan juridique.

4.5 Cas particulier : traitement à l’acide formique pendant la miellée

Un cas juridiquement particulièrement sensible est l’utilisation de l’acide formique pendant la miellée ou entre deux récoltes de miel.

Le droit suisse ne prévoit pas de disposition fédérale spécifique interdisant de manière générale un tel traitement. La problématique se pose toutefois au regard du droit des denrées alimentaires : le miel ne peut être mis sur le marché que si sa composition naturelle ainsi que son goût et son odeur caractéristiques n’ont pas été altérés de manière défavorable.

La norme internationale de référence pour la qualité du miel, le Codex Alimentarius, exige également que le miel ne présente ni goût ni odeur étrangers et qu’aucune modification de ses propriétés naturelles ne soit constatée (Codex Standard for Honey, CODEX STAN 12-1981).

Des études menées dans des conditions de pratique apicole montrent que des traitements d’urgence à l’acide formique pendant la miellée peuvent augmenter nettement la teneur en acide formique du miel d’été. Des augmentations moyennes d’environ 193 mg/kg ont été mesurées, avec des valeurs pouvant atteindre 417 mg/kg dans certains cas (Bogdanov, S. et al., 2002). Ces valeurs dépassent clairement les concentrations naturelles habituelles d’acide formique dans le miel et peuvent être perceptibles sur le plan sensoriel.

En revanche, les traitements réguliers à l’acide formique réalisés à la fin de l’été ou en automne n’ont entraîné que des augmentations nettement plus faibles dans le miel de l’année suivante, considérées comme non problématiques.

Conséquence pratique : un traitement à l’acide formique entre deux récoltes de miel devrait être évité. S’il est néanmoins réalisé pour des raisons impérieuses, le miel récolté par la suite peut être problématique au regard du droit des denrées alimentaires et ne pas pouvoir être mis sur le marché.

En résumé

Quiconque traite des colonies d’abeilles doit :

utiliser exclusivement des préparations autorisées
documenter les traitements
respecter les délais d’attente
éviter les traitements à l'acide formique pendant la période de miellée

L’utilisation de médicaments n’est pas facultative sur le plan juridique, mais clairement réglementée – et constitue une interface centrale entre santé animale et sécurité des denrées alimentaires.

5. Droit de la protection des animaux – qualification juridique

5.1 Base légale

Le droit suisse de la protection des animaux vise à protéger la dignité et le bien-être des animaux et à prévenir les contraintes injustifiées. Les dispositions fondamentales sont fixées dans la Loi sur la protection des animaux (LPA, RS 455).

Les prescriptions concrètes relatives à la détention des animaux et à la manière de traiter les animaux sont toutefois largement précisées dans l’Ordonnance sur la protection des animaux (OPAn, RS 455.1). Le champ d’application matériel de cette ordonnance est défini à l’art. 1 OPAn.

Selon cette disposition, l’ordonnance règle la manière de traiter, de détenir et d’utiliser:

les animaux vertébrés
les céphalopodes (Cephalopoda)
certains crustacés décapodes de la sous-ordre Reptantia

Les abeilles domestiques (Apis mellifera) appartiennent au groupe des insectes et ne font donc pas partie de ces catégories animales. L’ordonnance sur la protection des animaux ne contient par conséquent pas de prescriptions spécifiques concernant la détention, les soins ou l’utilisation des colonies d’abeilles.

5.2 Signification pour l’apiculture

Dans la pratique apicole, cela signifie que le droit fédéral ne prévoit pas d’exigences minimales détaillées en matière de protection des animaux pour la détention des abeilles domestiques, contrairement à ce qui existe pour certaines autres espèces animales.

Les obligations juridiques des apiculteurs découlent principalement d’autres domaines du droit, notamment:

du droit des épizooties, qui vise à garantir la santé des cheptels ainsi qu’à prévenir et combattre les maladies animales
du droit des médicaments vétérinaires, qui régit l’utilisation des médicaments dans les colonies d’abeilles
ainsi que du droit des denrées alimentaires lorsque le miel ou d’autres produits de la ruche sont mis sur le marché

Ces domaines constituent le cadre juridique principal de la réglementation fédérale de l’apiculture.

5.3 Portée pratique

Même si le droit fédéral ne prévoit pas de prescriptions spécifiques en matière de protection des animaux pour les abeilles, l’apiculture demeure une forme de détention animale qui implique des responsabilités. Une prise en charge appropriée des colonies d’abeilles — notamment une alimentation suffisante, une installation adéquate et des soins adaptés — correspond non seulement aux bonnes pratiques apicoles, mais constitue également une condition essentielle pour maintenir les colonies en bonne santé au sens du droit des épizooties.

5.4 Qualification systématique

Dans le système juridique suisse, le droit des épizooties et le droit de la protection des animaux poursuivent des objectifs différents.

Le droit des épizooties vise notamment à protéger:

la santé animale publique
la prévention de la propagation des maladies animales
les autres cheptels

Le droit de la protection des animaux, en revanche, est principalement orienté vers la protection de l’animal individuel et de son bien-être.

Pour l’apiculture, cela signifie que la réglementation fédérale repose principalement sur des prescriptions relatives à la santé animale, à l’utilisation des médicaments et à la sécurité des denrées alimentaires, tandis que des prescriptions spécifiques de protection des animaux pour la détention des abeilles domestiques ne sont pas prévues par le droit fédéral.

5.5 Bases légales

Art. 1 OPAn – Champ d’application de l’ordonnance sur la protection des animaux
Art. 4 LPA – Principe du bien-être de l’animal
Art. 6 LPA – Exigences relatives à la détention et aux soins des animaux

Zusammengefasst

Pour la détention des abeilles domestiques, le droit fédéral ne prévoit pas de prescriptions spécifiques de protection des animaux concernant la détention, les soins ou l’utilisation, telles qu’elles existent par exemple pour les animaux de rente ou les animaux de compagnie.

La réglementation de l’apiculture en droit fédéral repose principalement sur des prescriptions relatives à la santé animale, à l’utilisation des médicaments et à la sécurité des denrées alimentaires.

6. Droit de la construction, de l’implantation et du voisinage

Le choix de l’emplacement n’est pas seulement une question apicole, mais également une question juridique. Outre le droit des épizooties et le droit des denrées alimentaires, le droit public des constructions et le droit civil peuvent être pertinents.

6.1 Droit des constructions et du choix de l’emplacement

Le droit des constructions et du choix de l’emplacement est organisé de manière fédérale en Suisse. La Confédération fixe le cadre juridique par la loi sur l’aménagement du territoire (LAT, RS 700). Selon l’art. 22, al. 1 LAT, les constructions et installations ne peuvent être érigées ou modifiées qu’avec une autorisation de l’autorité compétente.

La réglementation concrète et l’exécution relèvent des lois cantonales sur les constructions ainsi que des règlements communaux des constructions et des zones.

6.1.1 Question préalable : construction ou installation (art. 22 LAT) ?

Pour les apiculteurs, la première question consiste à déterminer si un emplacement de rucher peut être qualifié de construction ou installation au sens de l’art. 22 LAT. De cette qualification dépend l’existence d’une obligation d’obtenir un permis de construire.

Il convient notamment de distinguer entre :

ruches mobiles sans fondations fixes
abris ou supports simples
ruchers avec fondations ou ancrage structurel

Les ruches mobiles sans installations fixes ne sont en règle générale pas considérées comme des constructions ou installations au sens du droit de l’aménagement du territoire. En revanche, les installations fixes, notamment les abris couverts, les constructions solidement ancrées ou les ruchers dotés de fondations, peuvent être qualées de constructions ou d’installations et être ainsi soumises à une autorisation de construire.

6.1.2 Logique des zones : zone à bâtir – zone agricole – zone non constructible

Il convient en outre de déterminer dans quelle zone d’affectation se situe l’emplacement. La LAT distingue notamment les zones à bâtir, les zones agricoles et les zones non constructibles.

Zone à bâtir : Dans la zone à bâtir, l’admissibilité d’une installation est déterminée par le règlement communal des constructions et des zones.

Zone agricole : Dans la zone agricole, les constructions et installations sont admissibles lorsqu’elles sont nécessaires à l’exploitation agricole (art. 16a LAT). La qualification d’une activité apicole comme activité agricole et la question de savoir si une installation est considérée comme nécessaire à l’exploitation doivent être examinées au cas par cas.

Zone non constructible : Dans les zones non constructibles, les constructions et installations ne peuvent en principe être autorisées que si l’utilisation est liée au lieu ou si une autorisation exceptionnelle est accordée conformément à l’art. 24 LAT.

6.1.3 Surfaces forestières

Les emplacements de rucher situés en forêt sont en outre soumis au droit forestier. Les installations bâties ne sont en règle générale pas considérées comme des constructions forestières et ne peuvent donc être autorisées que dans des conditions restrictives. Les autorités forestières cantonales sont compétentes.

Point pratique : Avant la construction d’un rucher fixe ou d’une installation solidement ancrée, il est recommandé de contacter suffisamment tôt la commune ou l’autorité cantonale compétente afin de clarifier les obligations d’autorisation et la conformité à l’affectation de la zone.

6.2 Droit du voisinage

Le Code civil suisse (CC) oblige les propriétaires à s’abstenir de toute immission excessive sur les fonds voisins (art. 684 CC).

En présence d’abeilles, une immission excessive peut être retenue lorsque :

de grandes quantités d’abeilles pénètrent régulièrement sur des parcelles voisines
des piqûres se produisent de manière répétée
l’utilisation du fonds est sensiblement entravée

L’appréciation se fait en tenant compte :

des conditions locales
du nombre de colonies
de la distance à la limite
des mesures de protection prises

6.3 Responsabilité du détenteur d’animal

Si des abeilles causent un dommage, une responsabilité peut être engagée conformément à l’art. 56 CO.

Le détenteur d’animal est en principe responsable, mais il peut se libérer s’il prouve que :

la détention était conforme aux règles de l’art
toutes les mesures de précaution nécessaires ont été prises

Le droit de poursuite de l’essaim (art. 725 CC) autorise l’apiculteur à poursuivre et à récupérer un essaim échappé, pour autant que cela se fasse sans délai.

En résumé

Les questions d’implantation concernent non seulement l’apiculture, mais aussi :

le droit public des constructions
le droit privé du voisinage
le droit de la responsabilité

L’apiculture est en principe admissible – l’élément déterminant étant la proportionnalité et la prise en considération du contexte concret.

7. Droit de l’environnement et des produits phytosanitaires

La protection des abeilles contre les effets nocifs des produits phytosanitaires est régie par le droit des produits chimiques et des produits phytosanitaires. Ces prescriptions s’adressent en premier lieu aux utilisateurs de produits phytosanitaires, mais concernent indirectement les apiculteurs.

7.1 Autorisation et conditions d’utilisation

Les produits phytosanitaires ne peuvent être mis sur le marché et utilisés que s’ils sont autorisés (art. 11 OPPh).

L’autorisation est accordée en tenant compte des risques pour :

l’être humain
l’environnement
les organismes non ciblés (y compris les abeilles)

L’autorisation est assortie de conditions d’utilisation contraignantes. Celles-ci peuvent notamment concerner :

l’interdiction d’application pendant la floraison
l’application uniquement en dehors des périodes de vol des abeilles
le respect de distances déterminées

Le respect de ces conditions est juridiquement obligatoire.

7.2 Rôle des apiculteurs

Les apiculteurs ne sont en règle générale pas les destinataires principaux du droit des produits phytosanitaires. Les prescriptions deviennent particulièrement pertinentes en cas :

de suspicion d’empoisonnement
de dommages en lien avec des produits phytosanitaires

Dans de tels cas, il est important :

de documenter le dommage
d’informer le plus rapidement possible l’autorité compétente
de collaborer avec les autorités d’exécution

Selon les circonstances, des prétentions civiles pour acte illicite (art. 41 CO) peuvent être envisagées.

7.3 Classification systématique

Le droit des produits phytosanitaires complète d’autres domaines juridiques :

droit des épizooties (en cas de mortalité massive)
droit civil (réparation du dommage)
droit de l’environnement

Il ne s’agit pas d’un droit spécial propre à l’apiculture, mais d’une composante du droit général de l’environnement et des produits chimiques.

En résumé

La protection juridique des abeilles s’effectue indirectement par :

des obligations d’autorisation
des conditions d’utilisation contraignantes
le contrôle par les autorités

Pour les apiculteurs, la documentation appropriée et la notification rapide en cas de suspicion d’empoisonnement sont déterminantes.

8. Production primaire et contrôles officiels

La récolte du miel est juridiquement considérée comme une production primaire au sens du droit des denrées alimentaires. L’apiculture se situe ainsi au premier maillon de la chaîne alimentaire.

8.1 Que signifie production primaire ?

Relèvent notamment de la production primaire :

la détention des colonies d’abeilles
le prélèvement des rayons de miel
l’extraction du miel
le conditionnement en récipients destinés à la vente

N’en font pas partie les étapes de transformation industrielle plus poussées qui dépassent le cadre de l’apiculture habituelle.

La qualification en tant que production primaire est importante, car les exigences du droit des denrées alimentaires sont conçues de manière fondée sur les risques et dépendent de la nature et de l’ampleur de l’activité.

8.2 Lien avec d’autres domaines juridiques

La production primaire n’est pas isolée, mais constitue l’interface entre :

droit des épizooties (maintien de la santé des colonies)
droit des médicaments vétérinaires (documentation, délais d’attente)
droit des denrées alimentaires (hygiène, étiquetage, traçabilité)

Alors que le droit des épizooties protège la santé animale, la production primaire concerne la sécurité de la denrée alimentaire produite.

8.3 Contrôles officiels

Le respect des prescriptions légales est soumis au contrôle cantonal.

Les contrôles peuvent notamment comprendre :

la vérification de l’enregistrement des ruchers
la consultation des contrôles des effectifs
le contrôle des journaux de traitement
l’inspection de la transformation du miel
la vérification des conditions d’hygiène
des prélèvements d’échantillons

La planification s’effectue sur une base fondée sur les risques. Les critères peuvent être :

le nombre de colonies
la nature et l’ampleur de l’activité
des constatations antérieures
la situation épizootique actuelle

Les apiculteurs sont tenus :

de tolérer les contrôles
de fournir des renseignements
de présenter les documents

8.4 Conséquences possibles en cas de constatations

En cas de manquements constatés, les autorités peuvent :

fixer des délais pour remédier aux défauts
imposer des conditions
effectuer des contrôles ultérieurs
dans les cas graves, engager des procédures administratives ou pénales

L’objectif des contrôles n’est pas la sanction pour elle-même, mais la garantie de la santé animale et de la sécurité des denrées alimentaires.

En résumé

L’apiculture, en tant que production primaire, fait partie de la chaîne alimentaire et est soumise à des contrôles officiels.

Les exigences sont fondées sur les risques, mais s’appliquent indépendamment de la taille de l’exploitation. Documentation, hygiène et coopération avec les autorités sont des éléments centraux d’une apiculture conforme au droit.

9. Financement et protection des données

Outre les obligations matérielles, le droit fédéral règle également le financement des mesures relevant du droit des épizooties ainsi que le traitement des données personnelles en lien avec l’enregistrement des ruchers.

9.1 Caisse des épizooties et indemnisation

Le financement de la lutte contre les épizooties est régi par la Loi sur les épizooties (art. 31 ss LFE).

En cas d’épizootie, des indemnités peuvent notamment être prévues en cas de mesures ordonnées par les autorités – par exemple en cas d’abattage ou d’élimination non dommageable d’animaux.

L’organisation concrète des caisses des épizooties et d’éventuelles contributions des détenteurs d’animaux relève du droit cantonal d’exécution.

Selon le canton, une obligation de contribution peut exister, par exemple :

une contribution de base par exploitation
une contribution dépendant du nombre de colonies

Il ne s’agit pas d’une assurance privée, mais d’un élément de financement de droit public relevant du droit des épizooties.

9.2 Enregistrement et protection des données

L’enregistrement des ruchers entraîne le traitement de données personnelles, notamment :

nom de l’apiculteur
adresse
données relatives à l’emplacement
nombre de colonies

Ce traitement repose sur une base légale (art. 18a OFEp) et est soumis à la Loi fédérale sur la protection des données (LPD).

Les registres sont tenus au niveau cantonal. Les abeilles ne font pas partie de la banque de données centrale sur le trafic des animaux (TVD).

Les données ne peuvent être utilisées qu’aux fins prévues par la loi, notamment :

surveillance des épizooties
localisation des ruchers
mise en œuvre de mesures de séquestre

Les personnes concernées ont droit à l’accès et à la rectification des données inexactes.

En résumé

Le droit des épizooties ne règle pas seulement des obligations, mais également :

le financement des mesures de lutte contre les épizooties
le traitement licite des données d’enregistrement

La tenue des registres constitue une condition préalable à une exécution efficace – dans le respect des exigences en matière de protection des données.

10. Check-list : Mon apiculture est-elle conforme au droit ?

La vue d’ensemble suivante résume les principales obligations relevant du droit fédéral. Elle ne remplace pas un conseil juridique individuel, mais permet une auto-évaluation systématique.

10.1 Enregistrement et emplacement

☐ Tous les ruchers – y compris saisonniers ou temporairement vides – sont-ils enregistrés ?

☐ Les changements d’emplacement ou les nouveaux ruchers ont-ils été annoncés dans le délai prescrit ?

☐ Le numéro d’identification est-il correctement apposé ?

☐ En cas d’importation ou d’exportation, les prescriptions du droit des épizooties sont-elles respectées (certificat sanitaire, notification, etc.) ?

10.2 Contrôle des effectifs

☐ Les entrées et sorties de colonies sont-elles documentées ?

☐ La date, le nombre, la provenance ou la destination ainsi que l’emplacement sont-ils enregistrés ?

☐ Les documents sont-ils conservés pendant au moins trois ans ?

10.3 Droit des épizooties

☐ Les épizooties des abeilles soumises à déclaration (notamment loque américaine, loque européenne) me sont-elles connues ?

☐ En cas de suspicion, informerais-je immédiatement l’inspecteur compétent ?

☐ Mes colonies sont-elles contrôlables et accessibles ?

10.4 Varroa

☐ Un contrôle régulier de l’infestation est-il effectué ?

☐ Des mesures de lutte appropriées sont-elles mises en œuvre ?

☐ Les traitements autorisés sont-ils documentés (journal des traitements) ?

10.5 Médicaments vétérinaires

☐ N’utilisé-je que des préparations autorisées ?

☐ Tenu-je un journal des traitements ?

☐ Respecté-je systématiquement les délais d’attente ?

☐ Après un éventuel traitement printanier ou d'urgence à l'acide formique, aucun miel concerné n'a-t-il été mis sur le marché ?

10.6 Droit des denrées alimentaires

☐ Ai-je annoncé mon activité en tant qu’établissement du secteur alimentaire (si nécessaire) ?

☐ Ai-je mis en place une autocontrole appropriée ?

☐ Les mesures d’hygiène sont-elles documentées et appliquées ?

☐ La traçabilité est-elle garantie ?

☐ Les étiquettes sont-elles juridiquement conformes (pas d’allégations thérapeutiques) ?

☐ Le poids net est-il indiqué correctement (balance étalonnée) ?

10.7 Questions de construction et d’emplacement

☐ Les constructions fixes sont-elles autorisées ?

☐ Les voisins ne subissent-ils pas d’atteintes excessives ?

☐ Des mesures de protection (distance, direction de vol, écran) ont-elles été prises en compte ?

10.8 Documentation et contrôle

☐ Tous les documents pertinents sont-ils disponibles et ordonnés ?

☐ Serais-je en mesure de coopérer pleinement et de fournir des informations complètes lors d’un contrôle ?

11. Conclusion

L’apiculture est juridiquement bien encadrée, mais structurée de manière claire.

Quiconque :

enregistre ses ruchers,
documente les mouvements,
annonce les maladies,
utilise correctement des médicaments autorisés,
travaille dans le respect de l’hygiène et étiquette correctement,

respecte l’essentiel du cadre juridique fédéral.

La conformité juridique n’est pas une fin bureaucratique en soi, mais sert à protéger :

ses propres colonies,
les exploitations apicoles voisines,
les consommatrices et consommateurs,
ainsi que la santé animale publique.

►Plus de détails : Apiculture dans le droit fédéral

En savoir plus :

Liste des abréviations

LA – Loque américaine

LChim – Loi sur les produits chimiques (RS 813.1)

LE – Loque européenne

LPD – Loi fédérale sur la protection des données (RS 235.1)

OEDAi – Ordonnance concernant l’importation, le transit et l’exportation d’animaux et de produits animaux (RS 916.443.10)

LPTh – Loi fédérale sur les médicaments et les dispositifs médicaux (Loi sur les produits thérapeutiques) (RS 812.21)

OHyg – Ordonnance sur l’hygiène (RS 817.024.1)

ODAlOUs – Ordonnance sur les denrées alimentaires et les objets usuels (RS 817.02)

OIDAl – Ordonnance du DFI concernant l’information sur les denrées alimentaires (RS 817.022.16)

LDAl – Loi fédérale sur les denrées alimentaires et les objets usuels (RS 817.0)

OIQ – Ordonnance sur les indications de quantité (RS 941.204)

Loi sur la métrologie – Loi fédérale sur la métrologie (RS 941.20)

CO – Loi fédérale complétant le Code civil suisse (Livre cinquième : Droit des obligations) (RS 220)

OPPh – Ordonnance sur les produits phytosanitaires (RS 916.161)

LAT – Loi fédérale sur l’aménagement du territoire (RS 700)

OMédV – Ordonnance sur les médicaments vétérinaires (RS 812.212.27)

LPA – Loi fédérale sur la protection des animaux (RS 455)

LFE – Loi fédérale sur les épizooties (RS 916.40)

OFEp – Ordonnance sur les épizooties (RS 916.401)

OCCEA – Ordonnance sur la coordination des contrôles dans les exploitations agricoles (RS 910.15)

OIDAl-OAT – Ordonnance du DFI sur les denrées alimentaires d’origine animale (RS 817.022.108)

OPPr – Ordonnance sur la production primaire (RS 916.020)

Bibliographie

(Législation fédérale – état du droit en vigueur)

Bogdanov, S. et al.(2002) Influence of formic acid treatments on the formic acid content of honey. Agroscope / Swiss Bee Research.
Code civil suisse (CC), RS 210. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/24/233_245_233/fr
Code des obligations (CO), RS 220. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/27/317_321_377/fr
Codex Alimentarius Commission. Codex Standard for Honey (CODEX STAN 12-1981, rev. 2001). FAO/WHO. https://www.fao.org/4/i0842e/i0842e20.pdf
Loi fédérale sur la protection des données (LPD), RS 235.1. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2022/491/fr
Loi sur la protection des animaux (LPA), RS 455. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2008/416/fr
Loi sur les produits chimiques (LChim), RS 813.1. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2004/724/fr
Loi sur les produits thérapeutiques (LPTh), RS 812.21. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2001/422/fr
Loi sur les denrées alimentaires et les objets usuels (LDAl), RS 817.0. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2017/329/fr
Loi fédérale sur la métrologie (LMétr), RS 941.20. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2012/518/fr
Loi sur les épizooties (LFE), RS 916.40. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/1966/143_143_143/fr
Loi sur l’aménagement du territoire (LAT), RS 700. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/1979/1573_1573_1573/fr
Ordonnance sur la protection des animaux (si mentionnée), RS 455.1.
Ordonnance sur les médicaments vétérinaires (OMédV), RS 812.212.27. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2004/775/fr
Ordonnance sur l’hygiène (OHyg), RS 817.024.1. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2017/345/fr
Ordonnance concernant l’information sur les denrées alimentaires (OIDAl), RS 817.022.16. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2017/341/fr
Ordonnance du DFI sur les denrées alimentaires d’origine animale (ODAlOA), RS 817.022.108. https://www.fedlex.admin.ch/eli/cc/2017/349/fr
Ordonnance sur les denrées alimentaires et les

L'abeille d'hiver

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Que sont les abeilles d’hiver ?

Les abeilles d’hiver sont des ouvrières produites lorsque la colonie entre progressivement dans son état d’hivernage.

Elles ne constituent pas une caste distincte au même titre que la reine, mais un état saisonnier spécifique de l’ouvrière, adapté à une période où la colonie doit traverser des conditions défavorables de température et de disponibilité alimentaire. Knoll et al. (2020) présentent explicitement la formation des abeilles d’hiver comme un mécanisme adaptatif permettant à la colonie de franchir ces périodes difficiles.

Dans les régions tempérées, la distinction entre abeilles d’hiver — dites longévives — et abeilles d’été — dites de courte durée de vie — reste en partie théorique. Le passage d’un état à l’autre est progressif et dépend du contexte géographique et saisonnier. Knoll et al. (2020) rappellent ainsi que septembre et avril peuvent être considérés comme des mois de transition, soulignant qu’il ne s’agit pas de deux catégories entièrement séparées, mais d’une transformation graduelle de la population ouvrière.

La fonction de ces abeilles est centrale pour la survie de la colonie. Pendant la mauvaise saison, elles restent dans la ruche, participent à la formation de la grappe thermorégulatrice et produisent de la chaleur en activant leurs muscles thoraciques. Mais leur rôle ne se limite pas à « tenir » pendant l’hiver. Knoll et al. (2020) vont jusqu’à parler d’une « caste de stockage nutritif » au sens fonctionnel : les abeilles d’hiver accumulent d’importantes réserves de lipides et de protéines, qu’elles conservent pendant toute la période froide, puis mobilisent pour relancer l’élevage du couvain dès le retour des conditions favorables. C’est donc une génération de survie, mais aussi une génération de redémarrage. Dans la littérature scientifique, ces abeilles sont désignées par le terme technique diutinus (du latin “de longue durée”), un terme introduit par Maurizio (1950) pour désigner ce phénotype longévif distinct des ouvrières estivales. On parle ainsi d’“abeilles diutinus” ou d’“abeilles d’hiver (diutinus)” de manière interchangeable dans la littérature spécialisée.

Un point souvent sous-estimé concerne leur activité en vol. Contrairement à l’image d’abeilles confinées et passives, Minaud et al. (2025) montrent que les abeilles d’hiver réalisent, lorsque les conditions le permettent, des niveaux de vol étonnamment élevés par rapport aux abeilles d’été — sans que leurs performances ne semblent compromises. Cette plasticité comportementale est cohérente avec leur rôle de transition : elles ne sont pas que des réservoirs de nutriments, mais des ouvrières actives capables de reprendre progressivement les fonctions de nourrices et de butineuses au printemps.

2. En quoi diffèrent-elles des abeilles d’été ?

La différence la plus évidente entre abeilles d’hiver et abeilles d’été est leur longévité.

Les abeilles d’été sont décrites comme des ouvrières vivant en moyenne 25 à 40 jours, alors que les abeilles d’hiver peuvent vivre jusqu’à 250 jours ou davantage (Knoll et al., 2020). Cette différence de durée de vie reflète un état physiologique distinct, façonné pour la survie de la colonie pendant la mauvaise saison.

Au cœur de cette physiologie se trouve la vitellogénine (Vg), une protéine multifonctionnelle qui joue le rôle de molécule centrale du phénotype hivernal (Knoll et al., 2020). Les abeilles d’hiver en accumulent de grandes quantités dans leur hémolymphe et dans leur corps gras, où elle représente 30 à 50 % des protéines circulantes chez certains individus (Erban et al., 2013). Cette accumulation n’est pas anodine : la Vg agit simultanément comme réservoir nutritif, antioxydant, modulateur immunitaire et frein au vieillissement comportemental. En maintenant des niveaux élevés de Vg, l’abeille d’hiver reste physiologiquement dans un état proche de la nourrice — avec une activité de butinage retardée — ce qui est précisément la condition permettant une durée de vie prolongée.

Cette dynamique repose sur une boucle hormonale : Vg élevée et hormone juvénile (HJ) basse s’inhibent mutuellement. Chez les abeilles d’été actives, l’HJ monte avec l’âge, ce qui pousse l’ouvrière vers le butinage — une fonction coûteuse qui raccourcit la vie. Chez les abeilles d’hiver, ce basculement est retardé : l’HJ reste basse, la Vg reste haute, et la progression vers les stades à courte durée de vie est différée (Knoll et al., 2020 ; Schilcher et Scheiner, 2023).

Sur le plan métabolique, les différences sont tout aussi marquées. Les abeilles d’hiver présentent une activité mitochondriale réorganisée (Cormier et al., 2022), des teneurs en tréhalose environ deux fois plus élevées que celles des abeilles d’été (Lee et al., 2022), et un profil antioxydant distinct — notamment une catalase plus active et une peroxydation lipidique moindre (Orčić et al., 2017). Ces adaptations semblent réduire la production de radicaux libres et ainsi limiter les dommages oxydatifs liés à l’âge.

Sur le plan immunitaire, le tableau est plus nuancé. Les abeilles d’hiver montrent généralement une immunité humorale renforcée — notamment une expression accrue des gènes antimicrobiens — mais une réponse cellulaire parfois réduite (Hurychová et al., 2024). Parallèlement, l’hivernage est associé à une susceptibilité accrue à certains virus, en particulier le virus des ailes déformées (Deformed Wing Virus, DWV), ce qui souligne que la robustesse immunitaire hivernale a ses propres limites (Steinmann et al., 2015).

C’est Bresnahan et al. (2021) qui apportent l’éclairage le plus frappant sur ce point. Leur analyse transcriptomique révèle que les abeilles d’hiver présentent un profil en « mix and match » : leur corps gras ressemble à celui des nourrices d’été — orienté vers le stockage et l’immunité — tandis que leur muscle de vol ressemble à celui des butineuses — prêt à la thermogenèse. Cette combinaison, propre aux abeilles d’hiver, n’est observée chez aucun autre stade estival. Elle exprime précisément la double mission qui leur incombe : maintenir la chaleur du groupe tout en conservant leurs réserves internes intactes.

Il faut enfin éviter de figer ce portrait en un modèle trop rigide. Quinlan et Grozinger (2024) rappellent que les marqueurs classiquement associés au phénotype hivernal ne varient pas nécessairement tous dans le même sens au même moment. Dans leur étude sur des nourrices de dix jours, les abeilles d’automne avaient des corps gras plus grands, mais une expression relative de la Vg plus faible que celles d’été. La saison expliquait mieux ces différences que la seule surface de couvain — ce qui anticipe le prochain chapitre.

Abeilles d’été vs. abeilles d’hiver : principaux traits distinctifs

Caractéristique	Abeille d’été	Abeille d’hiver
Durée de vie	25–40 jours	Jusqu’à 250 jours ou plus
Vitellogénine (Vg)	Faible à modérée	Très élevée (30–50 % des prot. circulantes)
Hormone juvénile (HJ)	Croissante avec l’âge	Persistamment basse
Corps gras	Réduit avec l’âge	Hypertrophié, maintenu tout l’hiver
Glandes hypopharyngiennes	Variables selon le stade	Hypertrophiées
Profil transcriptomique	Nourrice OU butineuse	« Mix and match » : corps gras = nourrice, muscle de vol = butineuse
Tréhalose (hémolymphe)	Niveau de référence	~2× plus élevé
Immunité humorale	Modérée	Renforcée (gènes antimicrobiens ↑)
Tâches principales	Nourrissage → butinage	Thermorégulation → nourrissage → butinage (printemps)

Sources : Knoll et al. (2020) ; Erban et al. (2013) ; Bresnahan et al. (2021) ; Lee et al. (2022) ; Hurychová et al. (2024).

3. Quand la colonie commence-t-elle à produire ses abeilles d’hiver ?

La colonie ne commence pas à produire ses abeilles d’hiver à une date fixe et universelle.

Dans les climats tempérés, il s’agit d’une transition progressive qui s’installe de la fin de l’été à l’automne, à mesure que l’élevage du couvain ralentit puis cesse. Döke et al. (2015) décrivent ce cycle clairement : après le pic printanier et le développement estival, le couvain diminue à la fin de l’été, s’interrompt en automne, et c’est durant cette phase de déclin que sont produites les ouvrières longévives destinées à passer l’hiver.

Il faut donc éviter une formulation trop rigide du type « les abeilles d’hiver naissent en septembre ». Mattila et al. (2001) montrent que la proportion d’abeilles d’hiver augmente cohorte après cohorte au cours de l’automne : dans les colonies témoins de leur étude, les premières abeilles d’hiver apparaissaient dans la cohorte introduite le 31 août, tandis que dans les colonies remérées, leur apparition était décalée au 12 septembre. Ce décalage illustre un point important : la transition dépend aussi de signaux internes à la colonie. Le remérage a retardé l’apparition des abeilles d’hiver, ce qui suggère que la dynamique de ponte et la structure de la colonie influencent le calendrier de la transition. Autrement dit, le calendrier de production des abeilles d’hiver ne dépend pas seulement de la saison, mais aussi de la dynamique interne de la colonie, dont la réduction progressive de la ponte fait probablement partie.

Les travaux de Mattila et Otis (2007) confirment que ce calendrier n’est pas seulement une affaire de saison « vue de l’extérieur ». En manipulant l’apport de pollen à l’automne, ils montrent que prolonger sa disponibilité retardait la baisse du couvain et décalait vers plus tard l’apparition de la population d’abeilles d’hiver ; à l’inverse, une réduction précoce du pollen accélérait la transition. La disponibilité pollinique agit donc comme un signal puissant qui conditionne le rythme du basculement vers la population hivernante.

Ce n’est donc pas un jour précis qui compte, mais le moment où la colonie cesse progressivement de privilégier l’expansion et commence à investir dans la survie. La date exacte varie selon le climat, l’environnement floral, la dynamique de ponte et l’état interne de la colonie — ce que Döke et al. (2015) résument en présentant l’entrée dans l’état d’hivernage comme un processus régulé par plusieurs facteurs environnementaux et sociaux, et non comme un simple basculement calendaire.

4. Quels facteurs orientent cette transition ?

La transition vers les abeilles d’hiver ne repose pas sur un déclencheur unique.

La lecture la plus solide de la littérature est celle d’un processus multifactoriel dans lequel plusieurs signaux convergent pour faire basculer la colonie d’une logique d’expansion vers une logique de survie. Knoll et al. (2020) résument cette idée en reliant la transition hivernale aux mécanismes qui régulent normalement la division du travail — via les réserves nutritionnelles, l’HJ, la Vg, la démographie de la colonie et les phéromones sociales.

Le rôle du couvain et de ses signaux chimiques est le mieux établi. Quand l’élevage du couvain diminue à l’automne, la charge de nourrissement supportée par les jeunes ouvrières baisse, et la pression exercée par la phéromone du couvain sur la physiologie des ouvrières s’atténue. Smedal et al. (2009) ont montré, dans un dispositif factoriel, que la phéromone synthétique du couvain suffisait à elle seule à réduire la quantité de Vg stockée dans le corps gras des ouvrières, et que l’exposition à cette phéromone réduisait la survie à long terme des colonies. Le couvain n’agit donc pas seulement par la charge de nourrissement qu’il impose, mais aussi par son signal social.

Cependant, réduire la transition à la seule quantité de couvain serait inexact. Quinlan et Grozinger (2024) ont comparé des nourrices de dix jours en été et en automne dans des colonies présentant des niveaux variables de couvain, et concluent que la saison prédit mieux la physiologie des ouvrières que la seule surface de couvain. Des facteurs saisonniers supplémentaires — notamment la disponibilité du pollen et la structure démographique de la colonie — semblent nécessaires pour induire pleinement le phénotype hivernal.

Le pollen occupe ici une place particulière, car il agit à deux niveaux. D’une part, il conditionne directement la capacité de la colonie à maintenir du couvain : sans apport suffisant, l’élevage s’effondre. D’autre part, son recul saisonnier fournit un signal environnemental cohérent avec l’approche de l’hiver. Mattila et Otis (2007) ont démontré expérimentalement que la diminution des ressources polliniques constitue un signal puissant qui initie le passage vers une population hivernante sans couvain — agissant donc en grande partie via le couvain, comme relais entre conditions extérieures et dynamique interne de la colonie.

Cette lecture permet de préciser un point important : les études disponibles documentent surtout le moment où la colonie réduit puis interrompt l’élevage du couvain, plutôt que l’arrêt de ponte de la reine au sens strict. Autrement dit, elles montrent bien quand et dans quelles conditions la colonie devient progressivement sans couvain, mais ne mesurent pas directement la ponte de la reine. On peut néanmoins considérer cette dynamique comme un bon indicateur indirect du ralentissement puis de l’arrêt de ponte, puisque la baisse du couvain reflète très vraisemblablement un changement coordonné de l’état reproductif de la colonie.

Les travaux de Mattila et al. (2001) vont dans le même sens en montrant que ce calendrier dépend aussi de facteurs internes. Dans leurs colonies témoins, les premières abeilles d’hiver apparaissaient plus tôt que dans les colonies remérées, et la fin du couvain était elle aussi décalée vers plus tard après remérage. Le remérage n’a donc pas simplement modifié un détail du calendrier : il a déplacé de manière nette le moment où la colonie a commencé à produire l’essentiel de sa population hivernante. Cela renforce l’idée que la reine n’arrête pas sa ponte selon une simple date saisonnière, mais dans le cadre d’un changement d’état global de la colonie.

La température et la photopériode font partie du contexte saisonnier dans lequel s’inscrit cette transition, mais les données disponibles suggèrent qu’elles n’en constituent pas, à elles seules, le déclencheur principal. Les études expérimentales montrent surtout que la température joue un rôle important dans la reprise du couvain en fin d’hiver, tandis que son rôle dans l’arrêt automnal du couvain paraît plus indirect et intriqué avec l’offre en pollen, la dynamique du couvain et l’état global de la colonie (Knoll et al., 2020 ; DeGrandi-Hoffman et al., 2025).

Enfin, la démographie coloniale contribue à ce tableau. Une colonie qui entre dans l’automne change de structure d’âge, de proportion d’ouvrières jeunes et âgées, et de contexte social global. Quinlan et Grozinger (2024) insistent sur le fait que la physiologie automnale des ouvrières ne se laisse pas expliquer complètement par la seule surface de couvain. L’état hivernal émerge d’un contexte d’ensemble, pas d’une variable isolée.

La transition vers les abeilles d’hiver résulte donc d’un changement d’état global de la colonie. Le recul du couvain et de son signal phéromonal est l’élément le mieux étayé ; la baisse de l’offre en pollen semble jouer un rôle majeur en pilotant ce recul ; la saison dans son ensemble — température, photopériode, démographie — constitue le contexte dans lequel ces signaux s’exercent. La formulation la plus juste n’est donc pas de chercher « le » facteur déclencheur, mais de reconnaître que les abeilles d’hiver apparaissent lorsque plusieurs signaux convergent et que la colonie cesse progressivement de privilégier l’expansion pour entrer dans une logique de survie.

5. Pourquoi cette biologie compte-t-elle autant au rucher ?

L’intérêt pratique de cette biologie est simple :

en fin d’été, l’enjeu n’est pas seulement d’avoir encore beaucoup d’abeilles dans la ruche, mais de produire une génération d’automne capable de vivre longtemps, de maintenir la grappe d’hivernage et de relancer la colonie au printemps. Döke et al. (2015) rappellent que le succès de l’hivernage dépend à la fois de la force de la colonie, des réserves disponibles, de la qualité de la reine, et de la pression exercée par le varroa, les virus et d’autres stress.

C’est ici que les travaux de Dainat et al. (2012) apportent un message particulièrement fort. Dans leur suivi de colonies en Suisse, les ouvrières provenant de colonies qui allaient mourir pendant l’hiver présentaient une espérance de vie plus courte dès la fin de l’automne, des infestations plus élevées par Varroa destructor et des charges plus élevées de DWV. Dans leur analyse multivariée, seuls DWV et V. destructor étaient associés de manière significative à une réduction de la durée de vie des abeilles d’hiver. Le varroa et le DWV ne réduisent pas seulement la taille de la population — ils dégradent la qualité biologique de la génération hivernante elle-même.

Le mécanisme est aujourd’hui mieux compris. Kunc et al. (2022) montrent, par une analyse multi-omique, que les ouvrières parasitées par V. destructor en période de production des abeilles d’hiver présentent des perturbations métaboliques étendues et des réserves appauvries — précisément les traits dont dépend la longévité hivernale. La parasitisation pendant la phase de production des abeilles d’hiver est donc doublement préjudiciable : elle fragilise les individus au moment même où la colonie a besoin d’individus robustes.

La nutrition de fin d’été et d’automne compte elle aussi, non seulement pour les réserves de la ruche, mais pour la physiologie de la population qui entre en hivernage. Les études les plus récentes montrent qu’une plus grande diversité pollinique en automne est directement associée à de meilleures réserves corporelles et à une survie hivernale supérieure (Mainardi et al., 2025). La question n’est donc pas uniquement « est-ce que la ruche est assez lourde ? », mais « dans quel état physiologique les ouvrières d’automne entrent-elles dans l’hiver ? »

Ricigliano et al. (2018) rappellent aussi que l’hivernage ne se déroule pas partout de la même manière. Dans leur contexte de climat méridional, les colonies survivantes n’étaient pas totalement sans couvain et l’activité extérieure se poursuivait pendant l’hiver, avec un coût nutritionnel et immunitaire potentiel plus élevé. Cette étude rappelle que l’hivernage peut prendre des formes différentes selon les contextes climatiques, et qu’il faut adapter le modèle aux conditions locales.

Ce que cela signifie concrètement pour l’apiculteur·trice

Comprendre la biologie des abeilles d’hiver permet de relire les interventions de fin d’été non plus comme une préparation « logistique », mais comme une protection active de la génération hivernante. Quatre points méritent une attention particulière.

Qualité avant quantité.
L’objectif n’est pas seulement d’avoir « beaucoup d’abeilles » en automne, mais des abeilles physiologiquement capables de vivre plusieurs mois. Une colonie avec une grande population fragilisée par le DWV est plus vulnérable qu’une colonie plus petite mais saine.

Traitement varroa : agir avant la production des abeilles d’hiver.
Dainat et al. (2012) et Kunc et al. (2022) montrent clairement que la pression de V. destructor pendant la phase de production des abeilles d’hiver (juillet–août) réduit leur longévité et appauvrit leurs réserves. Un traitement estival visant à abaisser le niveau d’infestation avant l’éclosion des futures abeilles d’hiver est donc biologiquement justifié. Le traitement après l’arrêt complet du couvain reste recommandé pour son efficacité maximale, mais ne compense pas une infestation élevée pendant la phase de production. Pour les recommandations précises de traitement adaptées à la région, se référer aux protocoles Agroscope et au Centre apicole de référence (p. ex. BGD/KZB).

Diversité pollinique : au-delà du poids de la ruche.
La diversité florale en automne conditionne directement la qualité physiologique des abeilles d’hiver, via la Vg et les réserves corporelles (Mainardi et al., 2025). Un territoire appauvri en pollen diversifié — même avec des apports sucrés suffisants — ne garantit pas une génération d’automne robuste. Lorsque l’offre pollinique automnale est clairement insuffisante, un complément protéique peut être envisagé ; son efficacité dépend toutefois du produit et du contexte, et ne remplace pas une diversité florale adéquate.

Qualité de la reine et dynamique de couvain.
La qualité de la reine peut influencer la dynamique de couvain et mérite à ce titre une attention particulière en période de transition automnale (Döke et al., 2015). Le contrôle de la reine en été reste un élément de gestion important, même si le calendrier optimal dépend du contexte local.

Comprendre les abeilles d’hiver change la manière de lire la période allant de juillet à octobre. À ce moment-là, l’apiculteur·trice ne prépare pas seulement l’hivernage au sens matériel ; il ou elle agit sur la qualité de la génération d’abeilles qui devra survivre plusieurs mois, maintenir la colonie en vie et permettre le redémarrage printanier. C’est pourquoi la pression de V. destructor et des virus, la qualité nutritionnelle de l’environnement, l’état des réserves et la qualité de la reine doivent être lus ensemble, et non séparément.

Voir aussi :

Références

Bresnahan, S. T., Döke, M. A., Giray, T., & Grozinger, C. M. (2021). Tissue-specific transcriptional patterns underlie seasonal phenotypes in honey bees (Apis mellifera). Molecular Ecology, 31(1), 174–184. https://doi.org/10.1111/mec.16220

Cormier, S., Léger, A., Boudreau, L., & Pichaud, N. (2022). Overwintering in North American domesticated honeybees (Apis mellifera) causes mitochondrial reprogramming while enhancing cellular immunity. Journal of Experimental Biology, 225(9), jeb244440. https://doi.org/10.1242/jeb.244440

Dainat, B., Evans, J. D., Chen, Y. P., Gauthier, L., & Neumann, P. (2012). Dead or alive: Deformed wing virus and Varroa destructor reduce the life span of winter honeybees. Applied and Environmental Microbiology, 78(4), 981–987. https://doi.org/10.1128/AEM.06537-11

DeGrandi-Hoffman, G., Graham, H., Corby-Harris, V., Chambers, M., Watkins-deJong, E., Ihle, K., & Bilodeau, L. (2025). Adapting overwintering honey bee (Apis mellifera L.) colony management in response to warmer fall temperatures associated with climate change. Insects, 16(3), 266. https://doi.org/10.3390/insects16030266

Döke, M. A., Frazier, M., & Grozinger, C. M. (2015). Overwintering honey bees: Biology and management. Current Opinion in Insect Science, 10, 185–193. https://doi.org/10.1016/j.cois.2015.05.014

Erban, T., Jedelský, P. L., & Titěra, D. (2013). Two-dimensional proteomic analysis of honeybee, Apis mellifera, winter worker hemolymph. Apidologie, 44(4), 404–418. https://doi.org/10.1007/s13592-012-0190-5

Hurychová, J., Dostál, J., Kunc, M., Šreibr, S., Dostálková, S., Petřivalský, M., Hyršl, P., Titěra, D., Danihlík, J., & Dobeš, P. (2024). Modeling seasonal immune dynamics of honey bee (Apis mellifera L.) response to injection of heat-killed Serratia marcescens. PLOS ONE, 19(10), e0311415. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0311415

Knoll, S., Pinna, W., Varcasia, A., Scala, A., & Cappai, M. G. (2020). The honey bee (Apis mellifera L., 1758) and the seasonal adaptation of productions: Highlights on summer to winter transition and back to summer metabolic activity. A review. Livestock Science, 235, 104011. https://doi.org/10.1016/j.livsci.2020.104011

Kunc, M., Dobeš, P., Ward, R., Lee, S., Čegan, R., Dostálková, S., Holušová, K., Hurychová, J., Eliáš, S., Pinďáková, E., Čukanová, E., Prodělalová, J., Petřivalský, M., Danihlík, J., Havlík, J., Hobza, R., Kavanagh, K., & Hyršl, P. (2022). Omics-based analysis of honey bee (Apis mellifera) response to Varroa sp. parasitisation and associated factors reveals changes impairing winter bee generation. Insect Biochemistry and Molecular Biology, 147, 103877. https://doi.org/10.1016/j.ibmb.2022.103877

Lee, S., Kalčic, F., Duarte, I., Titěra, D., Kamler, M., Mrna, P., Hyršl, P., Danihlík, J., Dobeš, P., Kunc, M., Pudło, A., & Havlík, J. (2022). ¹H NMR profiling of honey bee bodies revealed metabolic differences between summer and winter bees. Insects, 13(2), 193. https://doi.org/10.3390/insects13020193

Mainardi, G., Sponsler, D. B., Minaud, É., Vardakas, F., Charistos, L., Requier, F., Hatjina, F., & Steffan-Dewenter, I. (2025). Floral diversity enhances winter survival of honeybee colonies across climatic regions. Journal of Applied Ecology. https://doi.org/10.1111/1365-2664.70054

Mattila, H. R., Harris, J. L., & Otis, G. W. (2001). Timing of production of winter bees in honey bee (Apis mellifera) colonies. Insectes Sociaux, 48(2), 88–93. https://doi.org/10.1007/PL00001764

Mattila, H. R., & Otis, G. W. (2007). Dwindling pollen resources trigger the transition to broodless populations of long-lived honeybees each autumn. Ecological Entomology, 32(5), 496–505. https://doi.org/10.1111/j.1365-2311.2007.00904.x

Minaud, É., Rebaudo, F., & Requier, F. (2025). Long-lived winter honey bees show unexpectedly high levels of flight activity compared to short-lived summer bees. Apidologie, 56(1), 9. https://doi.org/10.1007/s13592-024-01144-x

Mizutani, R., & Fuchikawa, T. (2025). Investigation of the effect of temperature and colonial air on the ontogeny of circadian rhythms in young worker honey bees Apis mellifera. Physiological Entomology, 50(3), 305–314. https://doi.org/10.1111/phen.12491

Orčić, S., Nikolić, T., Purać, J., Šikoparija, B., Blagojević, D., Vukašinović, E., Plavša, N., Stevanović, J., & Kojić, D. (2017). Seasonal variation in the activity of selected antioxidant enzymes and malondialdehyde level in worker honey bees. Entomologia Experimentalis et Applicata, 165(1), 15–24. https://doi.org/10.1111/eea.12633

Quinlan, G. M., & Grozinger, C. M. (2024). Evaluating the role of social context and environmental factors in mediating overwintering physiology in honey bees (Apis mellifera). Journal of Experimental Biology, 227(8), jeb247314. https://doi.org/10.1242/jeb.247314

Rajagopalan, K., DeGrandi-Hoffman, G., Pruett, M., Jones, V., Corby-Harris, V., Pireaud, J., Curry, R., Hopkins, B., & Northfield, T. (2024). Warmer autumns and winters could reduce honey bee overwintering survival with potential risks for pollination services. Scientific Reports, 14, 5042. https://doi.org/10.1038/s41598-024-55327-8

Ricigliano, V. A., Mott, B. M., Floyd, A. S., Copeland, D. C., Carroll, M. J., & Anderson, K. E. (2018). Honey bees overwintering in a southern climate: Longitudinal effects of nutrition and queen age on colony-level molecular physiology and performance. Scientific Reports, 8, 10475. https://doi.org/10.1038/s41598-018-28732-z

Schilcher, F., & Scheiner, R. (2023). New insight into molecular mechanisms underlying division of labor in honeybees. Current Opinion in Insect Science, 58, 101080. https://doi.org/10.1016/j.cois.2023.101080

Smedal, B., Brynem, M., Kreibich, C. D., & Amdam, G. V. (2009). Brood pheromone suppresses physiology of extreme longevity in honeybees (Apis mellifera). Journal of Experimental Biology, 212(23), 3795–3801. https://doi.org/10.1242/jeb.035063

Steinmann, N., Corona, M., Neumann, P., & Dainat, B. (2015). Overwintering is associated with reduced expression of immune genes and higher susceptibility to virus infection in honey bees. PLOS ONE, 10(7), e0129956. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0129956

Optimiser les bonnes pratiques apicoles pour la production de miel

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

L’apiculture moderne se situe à l’interface entre production alimentaire, qualité des produits et équilibre écologique. Le miel, substance naturelle complexe issue du nectar floral transformé par les abeilles, présente une grande diversité de caractéristiques physiques, chimiques et biologiques qui conditionnent sa qualité, sa stabilité et ses usages.

1) Diversité et caractéristiques des miels

Les miels présentent une grande diversité liée à leur origine botanique et géographique. Les miels unifloraux se distinguent par des profils sensoriels, des couleurs, des vitesses de cristallisation et des compositions chimiques spécifiques, directement influencés par les espèces végétales butinées. Ces différences conditionnent non seulement l’aspect et le goût du miel, mais aussi certaines de ses propriétés physicochimiques.

La variabilité observée entre miels de nectar et miels de miellat reflète des différences marquées en sucres, minéraux et composés bioactifs. Cette diversité constitue un élément central de la qualité perçue et mesurée du miel, mais complique également toute généralisation quant à ses propriétés biologiques.

2) Composition chimique du miel

Le miel est un produit naturel complexe contenant plusieurs centaines de composés appartenant à différentes classes chimiques. Les glucides constituent la fraction majoritaire, dominée par le fructose et le glucose, dont les proportions influencent la viscosité, la cristallisation et la valeur énergétique du miel. Le rapport fructose/glucose est fréquemment utilisé comme indicateur de l’origine botanique.

Outre les sucres, le miel contient des acides aminés, principalement issus du pollen, des protéines, des enzymes et une large gamme de minéraux. La proline représente une part importante des acides aminés libres et peut servir de marqueur de l’authenticité et de l’origine du miel. Les minéraux, dominés par le potassium, contribuent aux propriétés nutritionnelles et à la conductivité électrique du miel.

3) Paramètres physicochimiques et indicateurs de qualité

Plusieurs paramètres sont utilisés pour évaluer la qualité et la fraîcheur du miel. La conductivité électrique renseigne sur la teneur en sels minéraux et acides organiques, et constitue un indicateur de l’origine botanique. L’acidité du miel participe à sa stabilité microbiologique et à son comportement lors du stockage.

La teneur en hydroxyméthylfurfural (HMF) est reconnue comme un indicateur sensible des traitements thermiques et du vieillissement du miel. Les enzymes, telles que la diastase et la glucose oxydase, jouent un rôle clé dans les transformations biochimiques du miel, mais sont particulièrement sensibles à la chaleur et aux conditions de conservation.

4) Influence des pratiques apicoles et environnementales

La qualité du miel dépend étroitement des pratiques apicoles mises en œuvre et de l’environnement dans lequel évoluent les colonies. La gestion des ruches, le choix des emplacements, l’exposition aux pesticides et les méthodes de récolte influencent la composition et la stabilité du miel.

Les conditions de stockage et de transformation, notamment l’exposition à la chaleur et la durée de conservation, peuvent altérer certains paramètres de qualité tels que l’activité enzymatique et la formation de composés indésirables. Par ailleurs, les abeilles sont sensibles à la pollution environnementale, ce qui peut se répercuter indirectement sur la qualité du miel produit.

5) Miel et usages médicaux

Le miel est utilisé depuis des millénaires pour ses propriétés biologiques perçues. Des études expérimentales et cliniques ont mis en évidence des activités antibactériennes, antioxydantes et anti-inflammatoires, attribuées à une combinaison de facteurs tels que l’osmolarité, l’acidité, la production de peroxyde d’hydrogène et la présence de composés bioactifs.

Toutefois, l’intensité et la nature de ces propriétés varient fortement selon le type de miel, son origine florale et ses conditions de production. Cette variabilité, associée à un nombre limité d’essais cliniques standardisés, impose une interprétation prudente des usages médicaux du miel, en particulier en contexte de santé humaine.

6) Transfert vers la pratique apicole

La diversité botanique des ressources mellifères influence directement la composition et les caractéristiques du miel, ce qui implique une attention particulière au choix des emplacements de ruches.
La gestion des colonies et des ruches conditionne la stabilité et la qualité finale du miel, avec des effets mesurables sur certains paramètres physicochimiques.
Les pratiques de récolte et de transformation doivent limiter l’exposition du miel à la chaleur afin de préserver les enzymes et d’éviter l’augmentation de composés liés au vieillissement.
Les conditions de stockage jouent un rôle déterminant dans l’évolution de la qualité du miel au cours du temps.
Les propriétés biologiques du miel varient fortement selon son origine et son traitement, ce qui invite à une interprétation prudente de ses usages non alimentaires.
L’adoption de bonnes pratiques apicoles contribue à la fois à la qualité du miel, à la santé des colonies et à la valorisation économique des produits de la ruche.

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Voir aussi:

Fondements scientifiques (sélection)

Alvarez-Suarez, J. et al., 2013, Honey as a source of dietary antioxidants, Current Medicinal Chemistry.

Bogdanov, S., 2016, Book of Honey – Honey types.

Da Silva, P. M. et al., 2016, Honey: chemical composition, stability and authenticity, Food Chemistry.

Machado De-Melo, A. A. et al., 2018, Composition and properties of Apis mellifera honey, Journal of Apicultural Research.

Pauliuc, D. et al., 2022, Advanced characterization of monofloral honeys, Agriculture.

FAO, 2021, Good beekeeping practices for sustainable apiculture.

L’isolation des ruches à l’épreuve de la thermorégulation collective des abeilles

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

0. Abstract

Cet article propose une analyse critique des travaux récents sur la thermorégulation des abeilles mellifères (Apis mellifera) et l’impact de l’isolation selon différents contextes climatiques et apicoles. En s’appuyant sur des recherches biophysiques, écophysiologiques et évolutives, il montre que la colonie dispose d’une capacité d’autorégulation remarquable, fondée sur la production collective de chaleur, la régulation du CO₂ et de l’humidité, ainsi qu’un comportement coopératif adaptatif.

Les résultats de la littérature indiquent que l’isolation peut offrir un avantage dans les régions froides ou pour les petites colonies, mais qu’elle devient contre-productive lorsqu’elle empêche le repos hivernal ou affaiblit la sélection naturelle. L’article plaide ainsi pour une approche contextuelle et évolutive de la gestion hivernale : une apiculture durable repose sur un équilibre entre intervention et confiance dans la résilience naturelle des abeilles.

1. Introduction – Pourquoi la question reste pertinente

L’isolation des ruches pendant l’hiver demeure une pratique ancienne et controversée, tant parmi les apiculteurs que dans la recherche apicole. Certaines études rapportent une réduction mesurable de la consommation énergétique et des pertes hivernales dans des colonies placées dans des ruches isolées (St. Clair et al., 2022 ; Alburaki & Corona, 2021). D’autres travaux soulignent toutefois que les abeilles mellifères (Apis mellifera) possèdent des mécanismes de thermorégulation collectifs remarquablement efficaces, rendant une telle intervention parfois superflue, voire contre-productive à long terme (Oskin et al., 2022 ; Seeley, 2019).

Cette controverse reflète une tension fondamentale entre deux logiques : celle de la compensation technique des contraintes environnementales et celle de la sélection naturelle qui façonne la résilience des lignées. D’un côté, l’isolation est perçue comme un moyen rationnel d’atténuer le stress thermique et de préserver les réserves de miel ; de l’autre, elle risque d’interférer avec les processus d’adaptation évolutive en favorisant la survie de colonies génétiquement moins tolérantes au froid (Neumann & Blacquière, 2017).

Les recherches récentes en biophysique et en écophysiologie ont considérablement affiné la compréhension du microclimat interne de la ruche. Cook et al. (2021) ont montré que certaines pratiques apicoles – telles que la réduction de la masse thermique par retrait de cadres – peuvent temporairement accroître les pertes de chaleur, nécessitant une dépense énergétique supplémentaire pour rétablir l’équilibre thermique. Oskin et al. (2022) confirment que la température du cœur de la grappe dépend avant tout de la densité et de l’activité métabolique des abeilles, bien plus que des caractéristiques des parois de la ruche. Dans la même lignée, Stabentheiner et al. (2021) décrivent la colonie comme un superorganisme homéotherme, capable de réguler activement la production et la dissipation de chaleur – une propriété unique parmi les insectes sociaux.

Le débat sur l’isolation s’inscrit aujourd’hui dans un contexte climatique changeant. Desai & Currie (2016) et DeGrandi-Hoffman et al. (2025) montrent que des automnes plus doux et des hivers raccourcis prolongent la période de ponte, augmentant ainsi la consommation de ressources et la vulnérabilité aux parasites. Parallèlement, Smoliński et al. (2021) soulignent que l’élévation saisonnière des températures renforce la prolifération de Varroa destructor, complexifiant encore la gestion thermique des colonies. L’isolation pourrait donc tantôt offrir un avantage adaptatif dans des régions froides, tantôt amplifier des déséquilibres métaboliques ou parasitaires dans des climats plus tempérés.

L’objectif de cet article est d’examiner, à partir de la littérature scientifique récente, les effets réels et potentiels de l’isolation des ruches sur la thermorégulation, la survie hivernale et la dynamique évolutive des colonies. Il s’agira d’évaluer de manière critique les arguments empiriques et théoriques qui sous-tendent cette pratique, afin de déterminer dans quelle mesure elle constitue une aide, une neutralité ou une entrave pour les abeilles dans différents contextes climatiques et apicoles.

2. Les bases biologiques de la thermorégulation

La colonie d’abeilles mellifères fonctionne comme un superorganisme capable de maintenir une température interne remarquablement stable malgré les fluctuations extérieures. Cette homéostasie thermique repose sur une interaction complexe entre la physiologie individuelle, la densité de la grappe et la régulation collective de la ventilation et de l’humidité (Stabentheiner, Kovac, Mandl & Käfer, 2021). Contrairement à la plupart des insectes, les abeilles adultes peuvent produire de la chaleur par thermogenèse musculaire endothermique. En hiver, les ouvrières se regroupent pour former une grappe dense dont la température centrale varie entre 25 °C et 35 °C selon la présence de couvain, tandis que la périphérie peut descendre jusqu’à 10 °C. Ce gradient thermique interne constitue un mécanisme d’économie d’énergie essentiel à la survie (Seeley, 2019).

Le maintien de ce microclimat est assuré par une coordination collective : les abeilles du centre produisent activement la chaleur par contractions musculaires, tandis que celles de la périphérie régulent les pertes thermiques en ajustant la densité de la grappe selon le niveau de refroidissement local. Ce mouvement d’expansion et de contraction rythmique assure une distribution homogène de la chaleur et empêche la formation de zones froides létales.

Illustration 2: Le maintien du microclimat est assuré par une coordination collective (Oliver, 2016)

Lorsque la colonie est en phase de repos hivernal sans couvain, les abeilles du centre demeurent quasi immobiles et entrent dans un état de torpeur ou de sommeil collectif, tandis que celles de la périphérie assurent par intermittence la production de chaleur. En revanche, en présence de couvain, la thermogenèse se concentre dans le cœur de la grappe, maintenant une température stable autour de 34 °C. Ce basculement dynamique entre production et isolation illustre la flexibilité remarquable du superorganisme, capable d’adapter sa stratégie énergétique aux conditions internes et externes.

Oskin et al. (2022) ont montré que la stabilité thermique dépend avant tout de la densité et de la structure géométrique de la grappe plutôt que des propriétés isolantes des parois de la ruche. Ces observations confirment que la colonie s’autorégule principalement par des mécanismes internes, où la configuration spatiale joue un rôle déterminant.

Au-delà de la température, la concentration en dioxyde de carbone (CO₂) et le taux d’humidité constituent des paramètres clés du microclimat hivernal. Meikle & Weiss (2025) ont démontré que température et CO₂ suivent des cycles circadiens même pendant l’hivernage, suggérant une modulation métabolique visant à limiter la dépense énergétique. Newton et al. (2024) ont montré que les variations du CO₂ peuvent être utilisées comme indicateur de l’activité du couvain et de la taille de la population hivernante. Des niveaux modérément élevés, mais toujours régulés par la colonie elle-même, semblent bénéfiques : ils réduisent la ventilation excessive et maintiennent un taux d’humidité favorable à la thermorégulation, tout en limitant la prolifération de Varroa destructor (Bahreini & Currie, 2015).

Dans cette perspective, la ruche agit comme une chambre bioclimatique auto-régulée. Les échanges de chaleur, d’humidité et de gaz ne dépendent pas uniquement des conditions externes mais surtout des comportements collectifs et de la morphologie interne de la colonie. Stabentheiner et al. (2021) soulignent que la thermorégulation des abeilles est un phénomène émergent : aucune abeille ne contrôle la température à elle seule, mais l’ensemble du groupe y parvient par rétroactions multiples et adaptatives. Ces propriétés expliquent la résilience des colonies sauvages observée par Seeley (2019) dans les forêts de l’Arnot : malgré l’absence d’isolation artificielle, elles maintiennent une stabilité thermique comparable à celle des colonies gérées.

En somme, les bases biologiques de la thermorégulation montrent que la survie hivernale des abeilles repose avant tout sur des mécanismes endogènes d’autorégulation collective. L’intervention humaine par isolation externe ne peut améliorer le confort thermique qu’à la marge, et seulement lorsqu’elle s’inscrit en complément – non en substitution – des processus naturels de la colonie.

3. Les effets positifs de l’isolation : résultats empiriques et limites expérimentales

Les arguments en faveur de l’isolation des ruches reposent principalement sur des observations expérimentales montrant une diminution de la consommation énergétique et une meilleure survie hivernale, notamment dans les régions à climat rigoureux. St. Clair et al. (2022) ont mené une série d’essais en conditions contrôlées au Canada, démontrant que des ruches équipées de housses isolantes présentaient une mortalité hivernale significativement plus faible et une réduction moyenne de la consommation de miel de 12 %. Ces bénéfices étaient particulièrement marqués dans les colonies de petite taille, où la masse thermique est insuffisante pour maintenir seule une température stable.

Les résultats d’Alburaki & Corona (2021) vont dans le même sens : les ruches en polyuréthane, plus isolantes que le bois, limitent les pertes thermiques et réduisent la dépense métabolique des abeilles sans effets négatifs observés sur le couvain ou la santé des colonies. Ces auteurs soulignent toutefois la nécessité d’évaluer l’impact environnemental de tels matériaux synthétiques avant leur adoption à large échelle. Des approches plus écologiques ont été proposées par Casado Sanz et al. (2024), qui ont comparé plusieurs isolants naturels (chanvre, laine, liège) à l’aide d’un réseau de capteurs numériques. Leurs résultats montrent que la laine et le chanvre offrent le meilleur compromis entre rétention de chaleur et perméabilité à l’humidité, préservant ainsi un équilibre hygrométrique favorable à la colonie.

D’autres travaux suggèrent que l’isolation n’agit pas seulement sur le plan thermique, mais aussi sur la dynamique physiologique et comportementale des abeilles. Cook et al. (2021) ont montré que la couleur, la composition et l’exposition solaire des ruches modifient significativement les températures internes, influençant à leur tour le rythme d’activité et la reprise de ponte au printemps. Une isolation adéquate peut réduire les amplitudes thermiques journalières, stabilisant le microclimat interne et facilitant une reprise homogène du couvain lorsque les conditions extérieures s’améliorent. Ces effets se traduisent par une économie de ressources énergétiques à long terme, surtout après des interventions apicoles qui perturbent la masse thermique de la ruche.

Desai & Currie (2016) ont montré, à travers une vaste étude sur les pertes hivernales au Canada, que l’isolation contribue modestement mais positivement à la survie des colonies, en particulier lorsque les conditions extérieures sont instables. Leur analyse indique que la force de la population à l’automne reste le principal facteur de survie, mais que l’isolation offre un soutien complémentaire dans les situations de stress thermique. Ces conclusions sont cohérentes avec les observations de DeGrandi-Hoffman et al. (2025), selon lesquelles des automnes plus chauds entraînent des consommations accrues et un besoin d’adapter la gestion thermique, y compris par une isolation modulable.

Sur le plan microclimatique, Meikle, Barg & Weiss (2022) ont observé que les colonies parviennent à maintenir des régimes de température et de CO₂ relativement constants, même lorsque les conditions de ventilation changent. Ce constat suggère que l’isolation externe, lorsqu’elle est bien calibrée, peut renforcer cette stabilité en réduisant les gradients de température sans entraver la régulation interne de la colonie.

En somme, la littérature favorable à l’isolation indique qu’une protection thermique adaptée au contexte climatique peut améliorer l’efficacité énergétique et la survie hivernale des colonies. Les bénéfices apparaissent toutefois dépendants de la taille de la population, du matériau utilisé et du climat local : l’isolation agit comme un levier d’optimisation, non comme une garantie universelle de performance.

4. Risques et effets secondaires d’une isolation excessive

Si plusieurs études mettent en évidence les bénéfices énergétiques de l’isolation, d’autres soulignent ses limites et les effets secondaires potentiels lorsqu’elle perturbe les mécanismes naturels de régulation du microclimat. Mitchell (2023) a montré, à travers une modélisation biophysique de la grappe hivernale, que l’isolation excessive peut transformer la ruche en « puits thermique », c’est-à-dire en environnement où la chaleur produite par les abeilles ne se dissipe plus correctement. Cette accumulation entraîne un stress physiologique accru, une ventilation plus fréquente et donc une dépense énergétique paradoxalement plus élevée. Le modèle de Mitchell suggère qu’une partie du flux thermique sortant est nécessaire au maintien du gradient qui régule la circulation d’air et l’humidité.

Minaud et al. (2024) ont confirmé expérimentalement cette observation : dans les colonies présentant des températures internes élevées durant l’hiver, la mortalité au printemps était significativement plus forte. Leurs mesures indiquent que la température moyenne du cœur de la grappe constitue un indicateur précoce de déséquilibre métabolique ; au-delà de 35 °C, le couvain est maintenu de manière artificielle, ce qui prolonge la consommation de réserves et favorise l’épuisement des abeilles. Ces résultats mettent en évidence un paradoxe : une isolation trop efficace peut maintenir des conditions thermiques « confortables » mais biologiquement inadaptées au repos hivernal.

Sur le plan comportemental et évolutif, Neumann & Blacquière (2017) ont développé le concept de « Darwinian beekeeping », selon lequel la surprotection des colonies – par traitements chimiques ou interventions physiques telles que l’isolation – affaiblit les processus de sélection naturelle. En permettant la survie d’individus ou de lignées moins résistants au froid et aux pathogènes, ces pratiques pourraient, à long terme, réduire la résilience génétique globale des populations d’abeilles.

Des effets indirects sur le microenvironnement de la ruche ont également été rapportés. Sonmez Oskay et al. (2025) soulignent que certains matériaux modernes – en particulier les polymères et mousses synthétiques – peuvent libérer des composés volatils susceptibles d’altérer le comportement chimiosensoriel des abeilles ou d’interagir avec les traitements acaricides. De plus, une isolation qui limite trop la ventilation peut favoriser l’accumulation d’humidité et de CO₂, créant un milieu propice au développement de moisissures ou de pathogènes secondaires. Bahreini & Currie (2015) avaient déjà montré que des niveaux de CO₂ non régulés par la colonie peuvent provoquer un stress respiratoire et réduire l’activité de vol à la reprise du printemps.

Enfin, plusieurs études indiquent que la surisolation modifie la dynamique naturelle de transition entre les phases de repos et d’activité. Meikle & Weiss (2025) ont observé que les cycles circadiens de température et de CO₂, essentiels à la régulation métabolique hivernale, tendent à s’atténuer dans les ruches trop hermétiques. Or, ces oscillations contribuent probablement à la synchronisation interne du superorganisme et à la communication chimique au sein de la grappe.

Illustration 3: La surisolation est contreproductive (https://backyardhive.com)

Ainsi, les arguments contre l’isolation ne remettent pas en cause son utilité ponctuelle, mais insistent sur la nécessité d’une approche équilibrée. Une isolation inadaptée – trop épaisse, non respirante ou appliquée uniformément sans considération du contexte climatique et biologique – peut perturber les processus d’autorégulation, accroître la mortalité et freiner l’adaptation évolutive des colonies. La thermorégulation des abeilles est avant tout un phénomène dynamique ; toute intervention externe doit respecter cette plasticité physiologique et comportementale.

5. Une question de contexte : climat, physiologie et pratiques apicoles

Les résultats de la recherche convergent vers un constat nuancé : l’efficacité et la pertinence de l’isolation dépendent fortement du contexte climatique, de la force de la population et du type de ruche. Les bénéfices observés dans les régions à hiver long et rigoureux ne se traduisent pas nécessairement dans des environnements plus tempérés. Desai et Currie (2016) ont montré, dans une vaste étude menée au Canada, que l’isolation contribue à réduire les pertes hivernales uniquement lorsque les températures extérieures demeurent durablement inférieures à –10 °C. Au-delà de ce seuil, les colonies non isolées mais de forte taille parviennent à maintenir leur microclimat interne sans dépense énergétique excessive. La variable déterminante n’est donc pas l’isolation en soi, mais la combinaison entre conditions thermiques, taille du groupe et réserves disponibles.

Le changement climatique complexifie davantage cette équation. DeGrandi-Hoffman et al. (2025) soulignent que l’allongement des périodes de ponte à l’automne, lié au réchauffement global, modifie profondément les besoins énergétiques des colonies. Des hivers plus doux conduisent à une activité prolongée du couvain, augmentant la consommation de nourriture et la vulnérabilité face aux parasites comme Varroa destructor. Dans ce contexte, une isolation trop efficace peut maintenir artificiellement des températures favorables à la ponte et empêcher le repos hivernal nécessaire à la longévité des ouvrières. À l’inverse, une isolation légère, favorisant une baisse modérée de la température interne, peut encourager une transition physiologique vers la dormance et limiter la prolifération du couvain et des parasites (Smoliński et al., 2021).

Les études de Newton et al. (2024) apportent une dimension complémentaire : la mesure en continu du dioxyde de carbone (CO₂) permet d’évaluer l’adéquation entre ventilation et activité métabolique. Les colonies adaptent spontanément leur niveau de CO₂ et d’humidité en fonction de la densité de la grappe et de la température ambiante, maintenant un équilibre bioclimatique interne. Une isolation mal ajustée perturbe cette autorégulation, alors qu’une isolation respirante ou partielle peut, au contraire, stabiliser ces paramètres sans les contraindre. L’utilisation de matériaux naturels tels que le chanvre ou la laine (Casado Sanz et al., 2024) offre ainsi une alternative intéressante, car elle combine conductivité thermique modérée et capacité d’échange hygrométrique.

Les pratiques apicoles locales influencent également la pertinence de l’isolation. Dans les régions exposées au vent ou aux fortes amplitudes thermiques, la protection des parois latérales et du toit permet de réduire les fluctuations et les condensations internes (Cook et al., 2021). En revanche, dans les zones plus douces, il peut être préférable de miser sur une ventilation naturelle contrôlée plutôt que sur un confinement thermique excessif. L’isolation devient alors un outil de micro-gestion contextuelle : elle doit être modulée selon la saison, l’exposition, la force de la colonie et le type de matériaux.

Ainsi, l’isolation des ruches n’est ni un remède universel ni une pratique à proscrire. Elle s’inscrit dans une stratégie adaptative où la compréhension fine du climat local, du comportement collectif des abeilles et de leur physiologie saisonnière est essentielle. L’objectif n’est pas de remplacer la thermorégulation naturelle, mais de la soutenir lorsque les conditions externes dépassent la capacité d’ajustement du superorganisme. Une apiculture durable repose sur cette approche contextuelle, fondée sur l’observation, la mesure et la flexibilité plutôt que sur l’application uniforme de solutions techniques.

6. Perspective évolutive et apicole à long terme

Au-delà des considérations thermiques et matérielles, la question de l’isolation interroge la relation même entre l’apiculteur et le vivant qu’il accompagne. D’un point de vue évolutif, la thermorégulation de la colonie résulte d’un long processus de sélection naturelle ayant façonné des comportements collectifs d’une remarquable efficacité. Depuis des millions d’années, les abeilles survivent aux variations climatiques extrêmes sans recours à des dispositifs artificiels. Cette résilience repose sur une dynamique d’adaptation continue : ajustement de la taille de la grappe, modulation du couvain, migration vers des cavités mieux isolées ou encore régulation métabolique collective selon les contraintes du milieu (Seeley, 2019 ; Stabentheiner et al., 2021).

Dans cette perspective, l’intervention humaine ne devrait pas se substituer à ces mécanismes, mais les accompagner avec discernement. Comme le rappellent Neumann & Blacquière (2017), une apiculture « darwinienne » privilégie la sélection naturelle des lignées adaptées plutôt que la compensation technique des faiblesses. L’isolation systématique ou le nourrissement excessif peuvent, à long terme, réduire la pression sélective et favoriser la dépendance des colonies à l’assistance humaine. Inversement, la diversité génétique, la tolérance au froid et la capacité d’autorégulation sont des atouts qu’il convient de préserver, voire de renforcer, en limitant les interventions correctives aux seuls cas nécessaires.

La priorité absolue de tout apiculteur devrait rester la santé des abeilles. Cette santé s’obtient rarement par des solutions humaines projetées sur le monde animal, mais en comprenant les spécificités biologiques et comportementales propres à l’espèce. Les abeilles ne fonctionnent ni selon nos besoins ni selon nos rythmes ; elles incarnent un modèle d’équilibre collectif et de régulation naturelle qu’il faut observer avant de vouloir corriger. Tirer des parallèles naïfs avec la physiologie humaine conduit souvent à des interventions inadaptées : la colonie n’a pas besoin de confort artificiel, mais d’un environnement propice à son propre mode d’adaptation.

Illustration 4: Une population d'abeilles en bonne santé est toujours la priorité numéro un. (Foto PatoSan, Pixabay.com)

L’évolution rapide du climat impose néanmoins de repenser ces équilibres. Des hivers plus doux, des automnes prolongés et des épisodes de froid plus courts bouleversent les cycles physiologiques des abeilles (DeGrandi-Hoffman et al., 2025). L’apiculteur est ainsi confronté à un double défi : anticiper les effets du réchauffement tout en évitant de rompre l’adaptation naturelle des colonies. Dans ce contexte, l’isolation peut devenir un outil de transition écologique : non pour standardiser les pratiques, mais pour offrir une flexibilité mesurée dans des environnements de plus en plus instables.

À long terme, la durabilité apicole se construira moins par l’accumulation de solutions techniques que par une compréhension fine des dynamiques du vivant. Faire confiance aux processus d’autorégulation, observer les signaux du microclimat et ajuster les interventions au cas par cas constituent les fondements d’une approche évolutive et responsable. La ruche n’est pas un objet à maîtriser, mais un écosystème à accompagner : une alliance entre savoir scientifique, observation sensible et humilité écologique.

7. Conclusion – L’équilibre entre intervention et confiance

La question de l’isolation des ruches ne peut être tranchée en termes absolus. Elle illustre au contraire la tension permanente entre deux logiques complémentaires : l’intervention technique, destinée à compenser les contraintes immédiates de l’environnement, et la confiance dans la capacité naturelle des abeilles à s’autoréguler. Les travaux récents montrent que la colonie d’abeilles, en tant que superorganisme, dispose d’un arsenal physiologique et comportemental sophistiqué pour maintenir un équilibre thermique, hydrique et gazeux même dans des conditions extrêmes (Stabentheiner et al., 2021 ; Meikle & Weiss, 2025). Ce pouvoir d’autorégulation, fruit d’une longue évolution, constitue le fondement de la résilience apicole.

Les études favorables à l’isolation (St. Clair et al., 2022 ; Alburaki & Corona, 2021 ; Casado Sanz et al., 2024) confirment qu’une protection thermique bien conçue peut réduire la consommation énergétique et les pertes hivernales, surtout chez les petites colonies ou dans les régions très froides. Toutefois, les travaux de Mitchell (2023) et de Minaud et al. (2024) rappellent que cette amélioration apparente peut se retourner contre la colonie lorsqu’elle perturbe les cycles naturels de repos et de ventilation. Une isolation excessive risque d’altérer l’équilibre physiologique de la grappe, d’augmenter la mortalité printanière et de freiner la sélection naturelle des lignées les plus résistantes (Neumann & Blacquière, 2017).

La littérature récente plaide ainsi pour une approche contextuelle et évolutive : l’isolation ne devrait pas être envisagée comme une norme universelle, mais comme un outil modulable selon le climat, la force de la population, le type de ruche et les objectifs apicoles. Dans les climats froids, une isolation partielle et respirante peut soutenir la thermorégulation sans la contraindre. Dans les zones tempérées, la priorité devrait être donnée à la ventilation naturelle et à la sélection de lignées adaptées. Cette flexibilité rejoint les principes de l’« apiculture darwinienne », qui privilégie la diversité génétique et l’adaptation locale plutôt que la standardisation technique. En définitive, la première responsabilité de l’apiculteur n’est pas d’isoler la ruche, mais de fortifier la colonie. Des abeilles en bonne santé, nombreuses et cohérentes dans leur organisation, créent leur propre microclimat : leur vitalité vaut mieux que n’importe quelle solution technique.

À long terme, le défi n’est pas de rendre la ruche étanche au froid, mais de renforcer la symbiose entre l’abeille, son habitat et le climat. L’isolation, dans cette perspective, doit être comprise non comme un bouclier, mais comme un dialogue : un ajustement subtil entre protection et liberté. Cultiver cette confiance dans la résilience du vivant, tout en accompagnant son adaptation, constitue sans doute la voie la plus prometteuse pour une apiculture durable, alignée sur les principes de la biologie évolutive et du respect des dynamiques naturelles.

Depuis près de cent millions d’années, les abeilles ont survécu aux glaciations, aux dérives climatiques et aux bouleversements de la Terre, en ajustant leur organisation collective sans autre aide que la leur. Notre espèce, apparue il y a à peine deux cent mille ans, ne représente qu’un instant dans cette longue histoire du vivant.

Se souvenir de cette antériorité, c’est comprendre que faire confiance aux abeilles, c’est aussi reconnaître la sagesse adaptative que des millions d’années d’évolution ont inscrite dans leur comportement. La durabilité véritable naît de cette confiance : celle qui relie l’humain à un vivant plus ancien et infiniment plus expérimenté.

8. Pratiques apicoles et recommandations opérationnelles

Avant toute mesure d’isolation, la priorité absolue de l’apiculteur doit être d’assurer la force et la santé des colonies avant l’hiver. Une population compacte, occupant au moins quatre à six cadres bien garnis d’abeilles, dispose d’une inertie thermique suffisante pour maintenir son microclimat et résister au froid. Des colonies faibles, même parfaitement isolées, restent vulnérables à la famine, aux maladies et au déséquilibre thermique. L’investissement principal doit donc porter sur la vitalité du cheptel : reines jeunes et fécondes, réserves suffisantes, contrôle raisonné du Varroa et absence de stress avant l’hivernage.

L’application pratique des connaissances sur la thermorégulation collective suppose ensuite une approche raisonnée de l’isolation, adaptée au climat, à la taille de la population et au cycle saisonnier. L’objectif général demeure de réduire les pertes hivernales et de limiter la consommation de miel sans perturber la thermorégulation naturelle du superorganisme.

Quand isoler ?

L’isolation externe se justifie principalement dans les régions où les températures descendent durablement en dessous de –10 °C ou lorsque les ruches sont exposées à des vents froids et persistants. Dans les zones tempérées, une isolation légère et respirante suffit, voire une simple protection contre le vent et les précipitations.

Matériaux recommandés

Les isolants naturels – laine de mouton, chanvre ou liège – offrent un excellent compromis entre isolation thermique et perméabilité à l’humidité, favorisant un bon équilibre hygrométrique et une respiration adéquate de la ruche (Casado Sanz et al., 2024). Ces matériaux, renouvelables et biodégradables, s’intègrent harmonieusement dans une apiculture durable, respectueuse de l’environnement et du bien-être des abeilles.

Illustration 5: Les matériaux naturels sont à privilégier (https://backyardhive.com)

Les matériaux synthétiques, tels que le polystyrène ou le polyuréthane, présentent certes une efficacité thermique élevée, mais leur faible perméabilité peut entraîner une surchauffe, une condensation excessive et un stress physiologique pour les abeilles (Mitchell, 2023 ; Sonmez Oskay et al., 2025). De plus, certains produits issus de la construction – mousses plastiques, panneaux composites ou feuilles à base d’aluminium – peuvent libérer, sous l’effet de la chaleur, des composés volatils susceptibles d’altérer la communication chimique ou la microflore de la ruche. Leur fabrication et leur élimination soulèvent par ailleurs des enjeux de durabilité et de recyclage, contraires aux principes d’une apiculture écologique.

Une isolation soignée du couvre-cadres, réalisée avec des matériaux naturels et respirants tout en maintenant une ventilation efficace, constitue la pratique la plus équilibrée : la ruche doit « respirer ».

Isolation des petites colonies et des nuclei

Les petites populations possèdent une masse thermique réduite ; elles perdent la chaleur plus rapidement et bénéficient donc clairement d’une isolation renforcée. La stratégie consiste à réduire le volume à chauffer (partition chaude et cadres resserrés), à ajouter un isolant latéral et supérieur (laine, liège, feuille alu-bulles) et à maintenir une ventilation légère afin d’éviter condensation et moisissures. L’objectif est de soutenir la thermorégulation collective sans empêcher la baisse hivernale d’activité, nécessaire au repos des abeilles.

Favoriser le développement printanier

Au printemps, une isolation bien modulée peut accélérer la reprise du couvain. L’usage de partitions isolantes à haute performance (PIHP) autour du nid à couvain, dès la fin de l’hiver, favorise une température stable autour de 34 °C et une homogénéité du couvain. Ce dispositif soutient le développement des nourrices et la formation de nuclei d’élevage. Toutefois, l’isolation doit être retirée progressivement lorsque la température extérieure dépasse 15 °C, afin d’éviter un excès de chaleur et une stimulation prématurée de la ponte pouvant mener à une fièvre d’essaimage.

Risques d’une is eolation tropfficace

Une ruche « trop chaude » maintient une activité hivernale prolongée : absence d’arrêt de ponte, consommation excessive de réserves, reproduction continue du Varroa destructor et fatigue prématurée des abeilles d’hiver. Ces effets recoupent les observations de Minaud et al. (2024), qui associent des températures internes élevées à une mortalité printanière accrue. La recommandation centrale reste donc de viser un équilibre : favoriser un repos hivernal complet plutôt qu’un confort artificiel permanent.

Nourrissement hivernal

L’apport de candi peut être utile en cas de risque de famine, notamment lors des retours de froid en fin d’hiver. Il doit toutefois être réservé aux cas avérés de besoin et non pratiqué systématiquement. Le sirop liquide, trop stimulant, est à éviter. Un nourrissement excessif comporte plusieurs risques :

sélection involontaire de populations dépendantes de l’homme ;
affaiblissement de la sélection naturelle des lignées adaptées au climat local ;
transmission d’une génétique « assistée » moins durable à long terme (Neumann & Blacquière, 2017).

Synthèse des recommandations

Objectif	Stratégie recommandée	Risques en cas de mauvaise application
Réduire les pertes hivernales	Isolation partielle et respirante si en dessous de –10 °C	Surchauffe, humidité, prolifération de Varroa
Soutenir les petites colonies	Volume réduit + isolation douce	Condensation si ruche trop étanche
Favoriser le redémarrage printanier	PIHP modulables autour du couvain	Ponte précoce, déséquilibre énergétique
Prévenir la famine	Apport de candi si besoin réel	Sélection de populations dépendantes

L’isolation n’est pas un remède universel : elle complète la thermorégulation naturelle sans la remplacer. La priorité doit rester la santé et la force de la population, la diversité génétique et la confiance dans la résilience du superorganisme. Observer, adapter, moduler – jamais standardiser.

Voir aussi :

Bibliographie

Alburaki, M., & Corona, M. (2021). Polyurethane honey bee hives provide better winter insulation than wooden hives. Journal of Apicultural Research, 60(5), 710–718. https://doi.org/10.1080/00218839.2021.1999578

Bahreini, R., & Currie, R. W. (2015). The potential of bee-generated carbon dioxide for control of Varroa mite (Mesostigmata: Varroidae) in indoor overwintering honey bee colonies. Journal of Economic Entomology, 108(5), 2153–2167. https://doi.org/10.1093/jee/tov202

Casado Sanz, M., Prado-Jimeno, R., & Fuentes-Pérez, J. F. (2024). Comparative study of natural fibres to improve insulation in wooden beehives using sensor networks. Applied Sciences, 14(13), 5760. https://doi.org/10.3390/app14135760

Cook, D., Blackler, A., McGree, J., & Hauxwell, C. (2021). Thermal impacts of apicultural practice and products on the honey bee colony. Journal of Economic Entomology, 114(2), 538–546. https://doi.org/10.1093/jee/toab023

DeGrandi-Hoffman, G., Graham, H., Corby-Harris, V., Chambers, M., Watkins-deJong, E., Ihle, K., & Bilodeau, L. (2025). Adapting overwintering honey bee (Apis mellifera L.) colony management in response to warmer fall temperatures associated with climate change. Insects, 16(3), 266. https://doi.org/10.3390/insects16030266

Desai, S. D., & Currie, R. W. (2016). Effects of wintering environment on honey bee colony loss and population dynamics. PLOS ONE, 11(7), e0159615. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0159615

Genersch, E., et al. (2010). The German bee monitoring project: A long term study to understand periodically high winter losses of honey bee colonies. Apidologie, 41(3), 332–352. https://doi.org/10.1051/apido/2010014

Meikle, W. G., Barg, A., & Weiss, M. (2022). Honey bee colonies maintain CO₂ and temperature regimes in spite of change in hive ventilation characteristics. Apidologie, 53, 51. https://doi.org/10.1007/s13592-022-00954-1

Meikle, W. G., & Weiss, M. (2025). Temperature and CO₂ concentration in honey bee hives exhibit circadian rhythms. Scientific Reports, 15(1), 22042. https://doi.org/10.1038/s41598-025-03614-3

Minaud, E., Rebaudo, F., Mainardi, G., Vardakas, P., Hatjina, F., Steffan-Dewenter, I., & Requier, F. (2024). Temperature in overwintering honey bee colonies reveals brood status and predicts colony mortality. Ecological Indicators, 169, 112961. DOI: 10.1016/j.ecolind.2024.112961

Mitchell, D. (2023). Honeybee cluster—not insulation but stressful heat sink. Journal of the Royal Society Interface, 20, 20230488. https://doi.org/10.1098/rsif.2023.0488

Neumann, P., & Blacquière, T. (2017). The Darwin cure for apiculture? Natural selection and managed honey bee health. Evolutionary Applications, 10(3), 226–230. https://doi.org/10.1111/eva.12448

Newton, M. I., Chamberlain, L., McVeigh, A., & Bencsik, M. (2024). Winter carbon dioxide measurement in honeybee hives. Applied Sciences, 14(4), 1679. https://doi.org/10.3390/app14041679

Newton, M. I., McVeigh, A., Tsakonas, C., & Bencsik, M. (2022). A monitoring system for carbon dioxide and humidity in honeybee hives. Engineering Proceedings, 27(1), 89. https://doi.org/10.3390/ecsa-9-13171

Oliver, R. (2016, July). Understanding Colony Buildup and Decline, Part 13a: The Physics of the Winter Cluster. American Bee Journal, 156(7), 777–782. https://scientificbeekeeping.com/understanding-colony-buildup-and-decline-part-13a/

Oskin, S., et al. (2022). Modeling beehive microclimate at the end of wintering. Biophysics, 67(2), 317–328. https://doi.org/10.1134/S0006350922010122

Oskin, S. V., & Ovsyannikov, D. A. (2019). Modeling the main physical processes in beehives. Biophysics, 64(2), 129–136. https://doi.org/10.1134/S0006350919010159

Oskin, S. V., Ovsyannikov, D. A., & Shishigin, I. N. (2022). Modeling beehive microclimate at the end of wintering. Biophysics, 67(1), 85–91. DOI: https://doi.org/10.1134/S0006350922010122

Seeley, T. D. (2007). Honey bees of the Arnot Forest: A population of feral colonies persisting with Varroa destructor. Apidologie, 38(1), 19–29. https://doi.org/10.1051/apido:2006055

Seeley, T. D. (2019). The lives of wild honey bees: Insights into their social organization and survival. Apidologie, 50(1), 3–16.

Smoliński, M., et al. (2021). Raised seasonal temperatures reinforce autumn Varroa destructor infestation in honey bee colonies. Scientific Reports, 11, 23304. https://doi.org/10.1038/s41598-021-01369-1

Sonmez Oskay, D., et al. (2025). Impact of stress factors internal and external to the hive on honey bees. Journal of Apicultural Research. https://doi.org/10.1080/00218839.2023.2247840

St. Clair, A. L., et al. (2022). Honey bee hive covers reduce food consumption and colony mortality during overwintering. PLOS ONE, 17(4), e0266219. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0266219

Stabentheiner, A., Kovac, H., Mandl, M., & Käfer, H. (2021). Coping with the cold and fighting the heat: thermal homeostasis of a superorganism, the honeybee colony. Journal of Comparative Physiology A, 207(3), 337–351. https://doi.org/10.1007/s00359-021-01464-8

Propolis

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

Par Janine Kevits

La propolis, origine et nature.

Le terme de propolis [1] s’applique au produit réalisé par l’abeille, constitué à partir de résines collectées sur les végétaux, et mélangées à de la cire. On appellera donc propolis la substance rencontrée dans la ruche ; ce que l’abeille ramène dans ses corbeilles est de la résine.

Sous les climats tempérés le peuplier est considéré dans la littérature comme étant la première source de résine, mais d’autres arbres en fournissent également: les bouleaux et les trembles, les saules et les pins ; et sous les climats européens plus méridionaux, en plus des espèces déjà citées, les cyprès et les cistes, les eucalyptus et les châtaigniers [3]. La résine se récolte sur l’écorce des troncs et branches, à la surface de certains fruits et surtout sur les bourgeons et les jeunes feuilles ; elle est sécrétée dans un but de protection, soit sur les parties blessées d’un arbre pour protéger celui-ci de l’intrusion de parasites ou d’agents pathogènes, soit sur les jeunes bourgeons et feuilles qu’elle protège des maladies bactériennes et fongiques.

Sous les climats tropicaux ou équatoriaux, la résine est également produite par des fleurs et serait une manière, pour certaines plantes, d’attirer les abeilles qui assurent leur pollinisation. Marginale sous nos climats, la collecte de résine est en effet pratiquée à un rythme bien plus soutenu par les abeilles tropicales, comme on le verra ci-dessous. Il n’est donc pas étonnant que certaines plantes à fleurs aient acquis, par co-évolution avec les abeilles, des mécanismes de production de résine visant à attirer leurs pollinisateurs, comme d’autres plus nombreuses l’ont fait avec le nectar.

Dalechampia scandens, une fleur productrice de résine, est usuellement pollinisée par les abeilles qui collectent cette ressource.

Généralement les abeilles disposent sans problème de sources de résine. Toutefois, lorsqu’elles en sont privées, elles peuvent récolter des substituts peu recommandables, comme de l’asphalte ou de la peinture, qu’elles mélangent avec la « vraie » propolis, ce qui en altère évidemment la qualité [1][3]. Il vaut donc mieux s’assurer que les abeilles disposent d’une végétation adéquate à proximité du rucher, précaution surtout valable pour les abeilles élevées en ville.

Une récolte laborieuse

Seule une petite partie des butineuses récoltent la propolis (1% ou moins) [13]. C’est en effet, en poids, la collecte la plus marginale de nos colonies : 50 à 150g/an en moyenne ; mais la plus « propolisante » des abeilles mellifères, la Caucasienne, pourrait en ramasser jusqu’à 1 kg [3]. On ignore tout des critères sur lesquels elles se basent pour choisir leurs sources de résine.

La récolte n’est pas facile on l’a dit. L’abeille doit tout d’abord dégager la résine du végétal, l’extraire au besoin des poils couvrant le bourgeon ou la feuille, et parfois fragmenter celle-ci à l’aide des mandibules. Les particules de résine, une fois dégagées, sont triturées à l’aide des mandibules puis reprises par les pattes antérieures, passées à une des pattes médiane et de là à la corbicule d’une des pattes postérieures [15]. L’abeille s’envole alors, et parfois tourne autour de la source pour se poser une nouvelle fois et compléter la charge ; ce « pré-vol » pourrait être pour elle un moyen d’apprécier l’importance de la charge déjà collectée. L’ensemble du processus prend entre quelques minutes et une heure de temps. Une partie de la propolis peut aussi être transportée entre les mandibules [10].

De retour au nid, l’abeille se rend à l’endroit où la propolis doit être déposée ; elle y est déchargée par d’autres abeilles La butineuse est en effet incapable de décoller elle-même la résine de ses corbicules. L’enlèvement d’une charge de propolis est un processus de longue durée : il peut prendre de une à sept heures et il arrive que plusieurs ouvrières collaborent simultanément au déchargement d’une même butineuse. Celle-ci, si elle n’est pas déchargée assez vite, procède à des danses tremblantes, exactement comme les butineuses de nectar ; ces danses ont pour effet de recruter de nouvelles receveuses de propolis. La plupart des butineuses de propolis ne se contentent pas de la collecte, mais procèdent aussi à la mise en œuvre du produit. Se faisant alors « cimentières », elles découpent et malaxent, à l’aide des mandibules, des morceaux de résine qui sont mélangés à de la cire pour en faire la propolis proprement dite ; et utilisent ensuite ce matériau pour effectuer les opérations de cimentage et de calfatage nécessaires au confort de la ruche. Parfois aussi la propolis est déposée provisoirement dans un lieu de stockage d’où elle sera reprise en fonction des besoins. Les butineuses de propolis ne constituent donc pas une catégorie distincte des abeilles cimentières, classe d’ouvrières chargées de la maintenance du nid. Toutefois les ouvrières qui manipulent la propolis sont en moyenne un peu plus jeunes que les butineuses ; on y trouve aussi des abeilles d’âge moyen, comme le sont les magasinières qui traitent le nectar. Certaines de ces jeunes cimentières, devenues butineuses, ne collecteront d’ailleurs pas de résine, mais se tourneront vers d’autres ressources, pollen ou nectar [10].

La récolteuse est incapable de se défaire elle-même de sa charge de propolis ; ce sont d’autres ouvrières qui effectuent la décharge

Le travail de la propolis se distingue donc de celui du pollen ou du nectar en ceci, que celles qui utilisent le produit sont largement confondues avec celles qui le récoltent. On notera aussi que la décharge, si elle est faite par d’autres ouvrières comme celle du nectar, a lieu au centre du nid (et non à l’entrée comme c’est le cas pour le nectar), ce qui se comprend à deux points de vue. D’une part, ce système rationalise les mouvements à l’intérieur de la ruche, puisqu’une seule charge est divisée entre plusieurs ouvrières – le gros du trajet est donc effectué par une seule abeille, la butineuse, tandis qu’il le serait par plusieurs cimentières si celles-ci devaient se rendre à l’entrée de la ruche pour s’approvisionner. D’autre part, ce système permet à la butineuse de s’informer des besoins en propolis de la colonie.

Car la récolte de résine, comme celle du pollen, du nectar ou de l’eau, fait l’objet d’une régulation. Le déclencheur du butinage est vraisemblablement fourni par l’état du nid : surfaces rugueuses, nécessitant un lissage, fissures à boucher, courants d’air à combattre, objets malodorants à couvrir (les languettes de thymol ! Une partie des butineuses de propolis observées par Nakamura et Seeley (2006) ont été vues inspectant les crevasses en y insérant les antennes, qui sont, rappelons-le, le principal organe du toucher de l’abeille - en laboratoire ces butineuses spécialisées discriminent d’ailleurs les stimuli tactiles mieux que les autres [12]. La régulation du butinage serait donc effectuée par les butineuses elles-mêmes, qui procèdent par évaluation directe de la demande, système évidemment facilité par le fait que ces butineuses sont aussi le plus souvent celles qui mettront la matière en œuvre. Mais ceci n’exclut pas qu’il existe aussi une régulation par la danse, comme pour le nectar ou le pollen. Des danses frétillantes sont en effet exécutées par les butineuses de propolis, mais, à la différence des danses pour le butinage du nectar ou du pollen, elles ont lieu, non sur les pistes de danses situées près de l’entrée de la ruche, mais près des sites d’utilisation [10]. Ceci suggère que le recrutement vise, non pas les butineuses inoccupées qui fréquentent les pistes de danses, mais bien les cimentières occupées au calfatage. Une raison d’être de cette particularité, pourrait être que les cimentières expérimentées seraient aussi de meilleures butineuses, la manipulation de la résine nécessitant une habileté particulière. Il n’est d’ailleurs pas étonnant que les butineuses de résine soient ordinairement très fidèles à cette tâche : sur 80 abeilles observées plusieurs jours de suite par Nakamura et Seeley, 63 ont collecté la résine plusieurs jours en suivant, 17 seulement passant à une autre ressource après 1 seul jour de collecte de résine. La plus persistante n’a fait que collecter de la résine pendant 18 jours d’affilée ! Une experte, certainement…

Le déclencheur du butinage de propolis est vraisemblablement fourni par l’état du nid : surfaces rugueuses, nécessitant un lissage, fissures à boucher, etc.

Si les deux hypothèses quant au déclenchement du butinage (évaluation des besoins et danse) étaient vérifiées conjointement, cela signifierait que les abeilles sont capables d’intégrer des informations provenant de plusieurs sources distinctes pour ajuster leur comportement aux besoins de la colonie : encore un bon point pour le mini-cerveau de nos petites amies ! Toutefois la démonstration n’est pas entière à ce jour. L’effet des danses sur le butinage n’est en effet pas démontré ; ce pourrait n’être là qu’un vestige de comportements de butinage plus généraux [12].

Composition de la propolis

La propolis est un mélange très complexe ; plus de 300 molécules différentes y ont été identifiées. On y trouve, grosso modo, 30% de cire, 50% de résine, 10% d’huiles essentielles et aromatiques, 5% de pollen et 5% de substances diverses, organiques et minérales. Ce sont évidemment les résines et les huiles aromatiques qui lui confèrent ses propriétés médicinales. Les principaux constituants de celles-ci sont des terpènes, qui confèrent à la propolis son odeur particulière, et des flavonoïdes (voir encadré). On y trouve aussi des acides phénoliques, dont l’acide caféique et ses dérivés qui sont responsables d’une bonne partie de ses propriétés pharmacologiques (pour la composition détaillée voir [9]. La propolis renferme aussi des vitamines (B1, B2, B6, C, E, les acides nicotinique et folique), des minéraux (calcium, magnésium, fer, cuivre, zinc, manganèse, nickel, cobalt, vanadium et strontium) et des enzymes [8]. Environ 10% de ses composés (principalement des terpènes) sont volatils.

La propolis varie sensiblement en composition selon la région d’origine et les espèces végétales sur lesquelles elle a été récoltée ; cela pose d’ailleurs problème pour la standardisation du produit à des fins pharmaceutiques. Elle présente des couleurs variées (brune, rouge, jaune ou verdâtre) et différentes textures - sous nos climats, la propolis rouge est ainsi plus dure et cassante que celle de couleur jaune-vert, plus molle et collante.

La composition chimique de la propolis varie selon l’espèce végétale récoltée. Ces variations se reflètent dans sa couleur et sa texture.

Toutefois, aux températures basses, toutes les propolis deviennent dures et cassantes (raison pour laquelle le matériel apicole se nettoie à froid ; l’eau chaude, pour autant que nécessaire, ne s’utilise que dans un second temps).

Fait surprenant, malgré ces différences physico-chimiques, toutes les propolis étudiées ont des propriétés médicinales grosso-modo similaires [2].

Des propriétés connues de longue date

Ces propriétés, notamment antibactériennes, sont connues depuis l’antiquité.

Depuis quand, et par qui, il n’est pas aisé de le savoir. On lit souvent, par exemple, que les anciens Egyptiens s’en servaient pour l’embaumement de leurs momies. D’une recherche, limitée il est vrai, je n’ai toutefois trouvé aucune confirmation crédible de cet usage ; s’il est certain que la momie, une fois enroulée dans ses bandelettes, était traitée à l’aide d’une résine antibactérienne, le fait que cette résine ait été ou ait contenu de la propolis ne semble pas attesté.

Mais des auteurs antiques en parlent, et avec pertinence. Aristote par exemple (384-322 avant notre ère) en dit ceci : Ainsi, quand on leur livre la ruche toute vide, elles construisent les cellules de cire, en y apportant les larmes de toutes les fleurs et celles des arbres, comme le saule, l'orme, et les arbres qui produisent le plus de matières visqueuses. Elles enduisent soigneusement de cette matière le plancher de la ruche, afin de se défendre des autres animaux. C'est ce que les éleveurs nomment la collisis (en grec κόλληση signifie « collage », NDLR) ; les abeilles s'en servent aussi pour bâtir les entrées de la ruche, quand elles sont trop larges[2]. Et plus loin encore, il évoque ce qu’il considère comme une autre substance mais n’en est pas moins aussi de la propolis : A la bouche de la ruche, le bord de l'entrée est enduit de mythis. Cette matière, qui est d'un noir assez foncé, est comme une purification de la cire pour les abeilles, et l'odeur en est très-forte. C'est un remède contre les contusions et les plaies qui suppurent.

Quatre siècles plus tard, Pline l’Ancien (23-79 de notre ère) n’en dit pas autre chose. Lui aussi parle des larmes des arbres qui produisent une glu, avec le suc, la gomme, la résine du saule, de l'orme et du roseau. Avec ces substances et d'autres sucs plus amers, elles (les abeilles, NDLR) font d'abord un enduit dont elles revêtent tout l'intérieur de la ruche, sorte de défense contre l'avidité d'autres petites bêtes; car elles savent bien qu'elles vont fabriquer ce qui peut être un objet de convoitise. Puis avec la même matière elles rétrécissent les portes trop larges. Il parle encore de la propolis comme étant une des couches de la cire, ce qui est faux, mais cite comme origine la gomme des pins et des peupliers, ce qui est vrai, et dit qu’on s'en sert beaucoup dans les compositions médicamenteuses.[3]

Les Grecs et Romains de l’antiquité connaissaient donc, non seulement la substance, mais aussi son origine, l’usage qu’en fait l’abeille, et ses propriétés médicinales. Ces dernières sont toujours d’actualité, aujourd’hui plus que jamais d’ailleurs ; la propolis se vend sous diverses formes, brute, en solution alcoolique ou en gélules. C’est un peu une mode, mais celle-ci n’est pas sans fondement : ses propriétés médicinales ont fait l’objet de nombreuses études scientifiques, réalisées surtout sur des cultures de cellules et sur l’animal. Elles viennent principalement de composés extractibles par l’alcool, ce qui explique le succès des solutions alcooliques. Antibactérienne, antivirale, antifongique, elle a aussi des propriétés antioxydantes, antiinflammatoires, et antitumorales. Elle protège des organes comme le cœur et le foie, améliore la régénération des cartilages osseux et est cicatrisante, notamment des blessures de la bouche ou de la cornée. Elle est toutefois aussi allergène, et peut s’avérer dangereuse pour les personnes qui y sont hypersensibles [6].

On ne s’étendra pas plus sur ce point ; les personnes intéressées par les propriétés pharmacologiques de la propolis peuvent se reporter à la revue de S. Bogdanov (2015), qui en dresse liste, et liste aussi les études scientifiques qui les supportent. Tournons-nous plutôt vers le petit monde des insectes, qui eux aussi utilisent activement ces propriétés.

Insectes et résines, une association répandue

L’évolution du comportement de collecte de résine est mal connue. Notamment on ignore si ce type de collecte est antérieure ou postérieure à la séparation entre fourmis et abeilles au sein des hyménoptères [12]. Car en effet, les abeilles ne sont pas les seules à utiliser des résines végétales, des fourmis le font aussi.

La fourmi du bois Formica paralugubris par exemple incorpore des morceaux de résine de pin solidifiée à son nid, ce qui a pour effet d’y inhiber le développement des micro-organismes parasites. Un grand nid peut en contenir jusqu’à 20 kg [7]. La présence de cette résine diminue l’effort immunitaire fourni par l’individu. La résine protège aussi le couvain ; les fourmis ouvrières en accroissent d’ailleurs la récolte lorsque du couvain est présent dans le nid, et la placent préférentiellement à proximité de celui-ci [4]. L’usage semble prophylactique et non curatif : en effet la récolte ne s’accroît pas en réponse à la contamination par deux des microchampignons pathogènes pour la fourmi (ils ne le sont pas pour l’abeille) : Beauveria bassania (Ibid.) et Metarhizium anisopliae [5].

Dans le genre Apis, l’usage de la propolis variable suivant les espèces : A. cerana n’en utilise pas du tout ; A. dorsata s’en sert occasionnellement pour solidifier l’ancrage de son rayon à la branche qui lui sert de support. Chez A. florea par contre l’usage est systématique : son rayon unique est également accroché dans un arbre, et elle enduit d’un manchon de propolis tout branche pouvant donner accès à son nid pour en barrer l’accès aux fourmis [12].

Apis mellifera aussi utilise systématiquement de la propolis dans son nid, et cela dans des buts variés. Dans les colonies domestiques, l’usage le plus fréquent est le colmatage des fissures de la ruche ; et des piliers de propolis sont parfois constitués pour en rétrécir l’entrée. La propolis sert aussi embaumer le cadavre d’un animal tué à l’intérieur de la ruche et trop volumineux pour en être sorti par les abeilles, comme par exemple celui d’une souris. Enfin, le bord des cellules est généralement enduit d’une fine couche de propolis qui l’épaissit et le solidifie, formant le réseau à mailles hexagonales sur lequel l’abeille se déplace; la propolis contribue à donner à ce réseau les caractéristiques de résistance nécessaires à la transmission, par le rayon, des ondes vibratoire qui sont l’un des moyens de communication des abeilles entre elles, utilisé notamment lors de la danse [14].

Les abeilles ajoutent un peu de propolis au bourrelet formant le bord des cellules afin de solidifier celui-ci, qui sert de support au déplacement de l’abeille.

Les colonies férales ou sauvages recouvrent la paroi interne du creux qui abrite le nid d’une couche de propolis sur toute la hauteur des rayons, créant ainsi une mince « enveloppe » de moins d’un millimètre d’épaisseur. Cette enveloppe permet de solidifier l’ancrage des rayons et sans doute aussi de protéger le nid contre l’humidité extérieure, notamment celle qui pourrait provenir de la sève lorsque le nid occupe le creux d’un arbre [12].

L’abeille domestique (au sens de « détenue par l’homme ») récolte moins de propolis que ses congénères vivant dans la nature. Il est possible que la raison en soit la sélection par laquelle les apiculteurs ont tenté, entre autres objectifs, de réduire la production de cette matière collante qui complique l’ouverture des ruches et la manipulation des cadres [12].

Des abeilles mélipones[4] collectent également la résine, et c’est même, pour certaines, une substance à ce point importante que les sources en sont exploitées quotidiennement et font l’objet d’une garde. L’usage dépend de l’espèce, et est des plus varié, voire parfois extravagant. Si certaines l’utilisent pour protéger le nid des fourmis, en façonner l’entrée ou embaumer un petit prédateur tout comme nos abeilles, d’autres s’en servent dans un but plus guerrier. Des abeilles du genre Melipona en roulent des boulettes qu’elles conservent près de l’entrée : en cas d’attaque par un prédateur, elles les empilent pour former un mur défensif. D’autres appliquent de la résine collante sur les poils du prédateur qu’elle attaquent (elles ne piquent pas mais certaines espèces mordent ou émettent des sécrétions caustiques). D’autres encore s’en servent pour former un mur intérieur, derrière l’entrée. La résine est mélangée à de la cire, mais aussi parfois à de la boue, ou à de petites pierres [11].

Si dans le monde des insectes la propolis sert un peu à tout (colle, mastic et même arme de guerre), les effets les plus importants de sa présence dans le nid sont, on l’aura compris, d’ordre sanitaire. Car chez l’abeille aussi, les effets pharmacologiques de la propolis sont démontrés. Quels sont-ils ? Cela, ami lecteurs, sera pour une prochaine livraison de LSA. Car pour les comprendre bien, il faut explorer préalablement ce qu’est le système immunitaire de l’abeille, petit exercice qu’on vous promet pour bientôt. D’ici là, portez-vous bien… avec de la propolis à portée de la main, les rhumes ne devraient pas vous empoisonner l’hiver !

Terpènes, flavonoïdes et autres composants de la propolis

Propolis brute

Les terpènes sont des composés hydrocarbonés, à chaine linéaire ou cyclique, généralement odorants (l’un d’eux est responsable de l’odeur particulière des oranges ; d’autres, des parfums du basilic, du camphre, du thym, de l’eucalyptus…). Ils sont très présents dans les résines, notamment dans la résine de pin, mais aussi dans les huiles essentielles de fleurs. La vitamine A est un terpène ; l’arôme et la saveur du houblon, recherchés dans la bière, sont dus à des terpènes. Ils sont très utilisés dans les industries alimentaire, pharmaceutique et cosmétique, et dans la biotechnologie. Les propriétés médicinales qui leur sont attachées sont nombreuses : préventifs des cancers, antifongiques, antiviraux, antibactériens, anti-hyperglycémiques et anti-inflammatoires. Certains d’entre eux modifient la chimie du cerveau : ce sont des terpènes qui produisent les arômes, mais aussi les effets du cannabis.

Les flavonoïdes sont des composés polyphénoliques (composés organiques comportant plusieurs cycles de 6 carbones) très présents dans les plantes. On trouve, parmi eux, les pigments qui donnent aux fleurs et aux fruits leurs couleurs jaune, orange, rouge (tomates, framboises…), et d’autres responsables des couleurs bleues ou mauves (myrtilles, mûres…). Un même pigment peut donner une gamme de couleurs différentes selon l’acidité (le pH) du milieu. Ils ont une grande valeur alimentaire, quoiqu’ils soient peu absorbés par l’organisme humain ; notamment, ils ont des propriétés antioxydantes et anti-inflammatoires, et leur consommation est associée à la diminution du risque de développer certains types de cancers. C’est pourquoi il faut manger des fruits et des légumes ; cinq gouttes de propolis par jour ne compensent pas une déficience alimentaire en produits végétaux !

Les acides phénoliques ont grosso modo les mêmes propriétés que les flavonoïdes. L’acide caféique, ainsi dénommé car il est très présent dans le café – mais distinct de la caféine -, en est un. Il est le responsable principal de certaines propriétés curatives de la propolis (antioxydant, antimutagène).

[1] Le terme vient d’un mot grec qui signifie « devant la ville », car les abeilles utilisent parfois cette matière pour boucher partiellement l’entrée de vol.

[2] Histoire des animaux, livre IX, chapitre XXVII, §6. Source : site de Philippe Remacle et associés : http://remacle.org/bloodwolf/philosophes/Aristote/animaux9ab.htm#XXVII. Ce site expose les traductions françaises d’un très grand nombre d’auteurs notamment latins et grecs – mais de beaucoup d’autres aussi ! Il vaut la visite.

[3] Histoire naturelle, livre IX, § V et VI. ibid.: http://remacle.org/bloodwolf/erudits/plineancien/.

[4] Les Mélipones ou abeilles sans aiguillon (les stingless bees des Anglophones) sont indigènes sur les continents africain et américain. Il en existe quelque 800 espèces différentes.

Voir aussi :

Bibliographie

[1] Alqarni AS, Rushdi AI, Owayss AA, Raweh HS, El-Mubarak AH et Simoneit BRT, 2015 : Organic Tracers from Asphalt in Propolis Produced by Urban Honey Bees, Apis mellifera Linn. PLoS ONE 10(6): e0128311. doi:10.1371/journal.pone.0128311

[2] Bogdanov S, 2015 : Propolis : Composition, Health, Medicine, a review. Cet article est disponible (en anglais) sur le site Bee-Hexagon de Stefan Bogdanov, chercheur du centre suisse de Liebefeld (http://www.bee-hexagon.net/)

[3] Bogdanov S et Bankova V, 2015 : The Propolis Book Chapter 1 : Propolis: Origin, Production, Composition. Cet ouvrage de premier intérêt est également disponible sur le site Bee-Hexagon (http://www.bee-hexagon.net/)

[4] Brütsch T et Chapuisat M, 2014: Wood ants protect their brood with tree resin, Animal Behaviour 93: 157-161

[5] Castella G, Chapuisat M et Christe P, 2007: Prophylaxis with resin in wood ants, Animal Behaviour 75: 1591-1596

[6] Castro SL, 2001 : Propolis: biological and pharmacological activities. Therapeutic uses of this bee-product, Annual Rev Biom Sci 3: 49–83

[7] Christe P, Oppliger A, Bancala F, Castella G et Chapuisat M, 2003: Evidence for collective medication in ants, Ecology Letters 6: 19–22

[8] Farooqui T et Farooqui AA, 2012: Beneficial effects of propolis on human health and neurological diseases, Frontiers in Bioscience E4, 779-793

[9] Huang S, Zhang C-P, Wang K, Li GQ et Hu F-L, 2014: Recent Advances in the Chemical Composition of Propolis, Molecules 19: 19610-19632; doi:10.3390/molecules191219610

[10] Nakamura J et Seeley TD, 2006: The functional organization of resin work in honeybee colonies, Behav Ecol Sociobiol 60: 339–349

[11] Roubik DW, 2006: Stingless bee nesting biology, Apidologie 37(2): 124-143

[12] Simone-Finstrom M et Spivak M, 2010: Propolis and bee health: the natural history and significance of resin use by honey bees, Apidologie 41: 295–311

[13] Simone-Finstrom MD et Spivak M, 2012: Increased Resin Collection after Parasite Challenge: A Case of Self-Medication in Honey Bees? PLoS ONE 7(3): e34601. doi:10.1371/journal.pone.0034601

[14] Tautz J, 2009: L’étonnante abeille, De Boeck éd.

[15] Weinstein Teixeira E, Negri G, Meira RMSA, Message D et Salatino A, 2005: Plant origin of green propolis: bee behavior, plant anatomy and chemistry, Evid Based Complement Alternat Med. 2: 85–92.

Introduction à la génétique des abeilles

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

Considérons le cas par exemple des faux bourdons, qui sont donc les mâles de la colonie :

Ils ont un grand-père maternel (mais pas de grand-père paternel), ni de père !
Ils peuvent avoir des filles et des petites-filles et des petits fils mais ils ne peuvent pas avoir de fils !

Diploïde et Haploïde

La cause de toute cette bizarrerie est en fait un système de détermination du sexe (appelé du nom barbare « d’haplodiploïdie ») complètement différent de l’espèce humaine. Nous savons tous que tous les œufs (de poule par exemple, mais c’est la même chose exactement chez la femme) doivent être fécondés pour donner un poussin, poule ou coq, un enfant, mâle ou femelle.

Mais dans le monde curieux de l’abeille, un mâle est créé à partir d’un œuf pondu par la reine bien sûr, mais sans être fécondé par le sperme. Ce processus de reproduction à partir d’œufs non fécondés s’appelle la parthénogenèse. L’abeille mâle (le faux bourdon) est dite « haploïde » parce que les chromosomes qu’il possède sont en simple exemplaire.

La situation plus familière, où la reine a fécondé un ovule avec du sperme, aboutit à une femelle. Cet œuf femelle est ainsi destiné à devenir soit une ouvrière, soit une reine. Les abeilles femelles sont dites « diploïdes » parce que dans leur cas, à la différence des mâles, les chromosomes qu’elles contiennent vont par paire.

Au commencement était l’œuf …

Chez l’espèce humaine la mère comme le père donnent chacun la moitié de leur patrimoine génétique, c’est-à-dire la moitié de leurs chromosomes (c’est ce qu’on appelle la réduction chromatique). On peut ainsi dire à ce sujet que nous sommes seulement les demis enfants de nos parents puisqu’une sélection de chromosomes a eu lieu chez chacun d’eux, qui n’a donc donné que la moitié de leurs 46 chromosomes, soit 23 chromosomes de la part de la mère par l’ovule, et 23 chromosomes de la part du père par le spermatozoïde. Cet héritage explique que nous ressemblions à nos parents qui nous ont donné chacun la moitié de leurs caractéristiques.

Chez les abeilles le même principe existe, mais seulement chez les femelles. Les abeilles femelles sont le résultat d’œufs fécondés. Comme chez l’espèce humaine, c’est le mélange des 16 chromosomes propres à l’abeille femelle et des 16 chromosomes apportés par le faux bourdon, qui aboutissent à la naissance d’une abeille femelle. A la différence de l’espèce humaine, un œuf fécondé, chez l’abeille, ne donne naissance qu’à une fille, jamais à un mâle.

Côté mâle, ça se complique … On l’a vu les mâles (faux bourdons) n’ont qu’un seul exemplaire de chaque chromosome et sont dits haploïdes : ils ne possèdent que 16 chromosomes (tous seulement issus de la reine, leur mère, qui leur a donné naissance), à la différence d’une abeille femelle qui, étant diploïde, possède bien les chromosomes en double (issus à la fois du père et de la reine sa mère), soit au total 32 chromosomes pour une abeille femelle.

Résumons-nous :

16 chromosomes de la reine mère + 16 chromosomes de sperme de faux bourdon = femelle (ouvrière ou reine), avec 32 chromosomes.

16 chromosomes de la reine + 0 chromosome du sperme du faux bourdon = mâle avec 16 chromosomes seulement.

Mélange contre clonage

On peut donc dire que les femelles sont le résultat d’un mélange de chromosomes issus à la fois des spermatozoïdes des faux bourdons et des chromosomes de l’ovule de la reine. Les possibilités de combinaisons de chromosomes sont dans ce cas très nombreuses.

De l’autre côté, les mâles ne sont les résultats que de 16 chromosomes identiques ; les faux bourdons ne sont donc rien de plus que des clones néanmoins imparfaits de leurs mères, parce qu’ils ont hérité d’elle l’intégralité de leur patrimoine génétique mais seulement de 16 chromosomes. Par conséquent, les ovules de la reine assurent la variabilité génétique et la dizaine ou la vingtaine de jeux de spermatozoïdes dans la spermathèque assure au contraire une certaine constance ou stabilité génétique.

Les avantages de la diversité génétique chez les abeilles

La diversité génétique est fondamentale pour les abeilles. Là où la diversité génétique est limitée, une population d’abeille est potentiellement vulnérable par exemple aux mêmes maladies ou aux mêmes parasites. Si l’une des menaces frappe la population, l’effet dans ce cas peut alors être dévastateur.

Au contraire, dans une population présentant une diversité génétique plus importante, une maladie peut affecter une partie seulement de la population, alors qu’une autre peut être résistante. Cela signifie concrètement que la diversité génétique réduit les chances qu’un événement catastrophique anéantisse toute la colonie ou tout le rucher.

Le rôle de la reine dans la diversité génétique

Le comportement de la reine lors de l’accouplement favorise de fait cette diversité génétique. Au cours de ses vols d’accouplement, la Reine va s’accoupler avec de nombreux faux-bourdons. Puisque ces faux-bourdons (qui peuvent venir d’un rayon de 10 km, pour certains peut-être 15 km !) ont diverses caractéristiques génétiques, ils offrent une diversité génétique qui se retrouvera dans la progéniture (femelle) de la Reine.

Ces vols d’accouplement (qui se déroulent sur quelques jours) auront pour résultat la collecte de sperme de 10 à 20 faux-bourdons. La Reine va stocker ce sperme dans sa spermathèque durant toute sa vie.

De retour à la ruche, elle commencera alors sa vie de ponte, à raison d’environ 2 000 œufs par jour. La Reine peut alors ou non féconder chaque œuf, et donc décider du sexe. Quand elle féconde un ovule, elle puise dans son large « stock » de sperme de sa spermathèque. Cela signifie que si toutes les abeilles de la colonie ont la même mère – la Reine – la progéniture féminine (les ouvrières) a des pères différents. Les ouvrières sont à la fois des sœurs jumelles et des demies-sœurs …

Quant aux faux-bourdons ils n’ont qu’une mère et pas de père … D’un point de vue formellement génétique d’ailleurs, comme les faux-bourdons ne font que transmettre le patrimoine génétique de leur mère, on ne devrait pas parler de « père » d’une abeille, mais plutôt de « grand-mère » : le faux-bourdon, une grand-mère en réalité ?

La gelée royale, faiseuse de Reines

Chez les abeilles, Reines et ouvrières sont des femelles … mais comment les larves deviennent-elles ouvrières ou Reines alors que toutes les deux ont des chromosomes de la mère (la reine pondeuse) et d’un père (à travers le sperme d’un faux-bourdon) ?

La réponse réside dans l’alimentation par la gelée royale, un aliment donné à toutes les larves habituellement seulement au cours de leurs trois premiers jours d’existence.

Dans la majorité des cas, cette alimentation par la gelée royale cesse au bout de trois jours et il en résulte alors soit une ouvrière, soit un faux-bourdon. Comme on l’a vu (voir « L’histoire revisitée de la vie si particulière des Reines d’abeilles ») c’est la colonie qui décide quand elle a besoin d’une nouvelle reine. Quand c’est le cas, une larve femelle continue alors à recevoir de la gelée royale au-delà des trois jours habituels.

Cela change la façon dont les gènes sont «marqués», c’est-à-dire comment ils se développent. En particulier, cela inhibe les gènes des ouvrières et donc par défaut révèle les gènes de la Reine.

Comment certaines pratiques d’élevage peuvent affaiblir les populations d’abeilles ?

La diversité génétique est importante pour les abeilles comme pour toutes les espèces. Et pourtant, des importations massives de souches d’abeilles étrangères, l’utilisation de plus en plus répandue d’hybrides non recherchées pour leur adaptation aux conditions locales mais d’abord et quasi exclusivement pour leur rendement en miel, la transhumance enfin qui assure l’homogénéisation de cette banalisation des abeilles existantes et de moins en moins riches génétiquement, toutes ces pratiques peuvent à terme menacer gravement le patrimoine génétique des abeilles et donc leur capacité à s’adapter à des évènements majeurs comme des crises écologiques ou le changement climatique par exemple.

Source: https://reinesdabeilles.fr/introduction-a-la-genetique-des-abeilles/

Voir aussi :

Fourmis au rucher: simple nuisance, biais de diagnostic ou vrai problème?

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Des fourmis dans la ruche : faut-il s'inquiéter ?

Objectif
Comprendre pourquoi la présence de fourmis dans ou sur une ruche suscite souvent une inquiétude spontanée, et pourquoi l'état actuel des connaissances invite à une lecture plus nuancée.

La présence de fourmis dans ou sur une ruche suscite souvent une inquiétude spontanée. Elle évoque facilement l'image d'un ravageur, d'un prédateur ou d'un parasite des abeilles. Pourtant, l'état actuel des connaissances invite à une lecture plus nuancée. En Suisse, comme plus largement en Europe tempérée, les données disponibles ne soutiennent pas l'idée que les fourmis constituent un ravageur majeur bien documenté des colonies fortes d'Apis mellifera. La littérature évaluée par les pairs décrit surtout des fourmis présentes sur les ruches, exploitant certaines ressources ou associées à l'écologie des agents pathogènes, mais elle ne fournit pas de preuve solide d'un impact direct quantifié sur la productivité, la survie ou l'affaiblissement de colonies fortes (Dainat et al., 2011 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Cette distinction est essentielle. Dire que les fourmis ne sont pas, en Suisse, un problème majeur bien démontré ne revient pas à dire qu'elles sont toujours sans importance. Les observations de terrain et plusieurs travaux empiriques montrent qu'elles peuvent fréquenter les ruches, utiliser certains éléments périphériques comme sites de passage ou d'installation, exploiter des ressources accessibles et interagir avec des agents pathogènes des abeilles (Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025). En revanche, les études européennes disponibles ne montrent pas, à ce jour, de manière rigoureuse et quantifiée, que les fourmis provoquent régulièrement des pertes de couvain, une baisse de productivité, un affaiblissement mesurable ou une mortalité accrue de colonies fortes en conditions tempérées (Tiritelli et al., 2025).

Dans le contexte suisse, les éléments les mieux étayés concernent surtout des effets indirects ou contextuels. Le plus solide sur le plan pratique est probablement le biais qu'elles peuvent introduire dans l'interprétation de la chute naturelle du varroa : en retirant des acariens tombés sur le plateau, elles peuvent conduire à une sous-estimation du niveau d'infestation observé (Dainat et al., 2011). Par ailleurs, plusieurs travaux montrent que des fourmis associées aux ruches peuvent porter des virus d'abeilles, et parfois en permettre la réplication. Cela les inscrit clairement dans l'écologie sanitaire du rucher, même si leur rôle exact dans une transmission de retour vers les abeilles n'est pas encore démontré de manière causale dans des conditions comparables à celles de la Suisse (Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Le cas des fourmis du genre Lasius illustre bien cette nuance. En Suisse, Lasius platythorax a été collectée directement sur des ruches, et des travaux expérimentaux ont montré que des Lasius pouvaient acquérir certains virus d'abeilles par voie alimentaire ; pour le virus de la paralysie aiguë de l'abeille (Acute bee paralysis virus, ABPV), une réplication a même été mise en évidence chez ces fourmis (Schläppi et al., 2020). Autrement dit, les fourmis présentes au rucher ne sont pas de simples figurantes sans intérêt biologique. Mais l'importance pratique de ces espèces comme pilleuses de ressources ou comme facteur direct d'affaiblissement des colonies reste encore mal quantifiée en Europe tempérée (Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Il faut aussi éviter l'erreur inverse, qui consisterait à conclure que les fourmis ne peuvent jamais représenter un problème réel. Dans d'autres régions du monde, en particulier dans des systèmes dominés par des espèces invasives comme Linepithema humile ou Nylanderia fulva, des interactions beaucoup plus marquées ont été observées : exploitation intense des ressources sucrées, stress accru des colonies, hausse des charges virales chez les abeilles et, dans certains cas, abandon de la ruche (Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020). Mais ces situations reposent sur d'autres espèces, d'autres densités et d'autres contextes écologiques ; elles ne peuvent donc pas être transposées automatiquement aux ruchers suisses.

La bonne question n'est donc pas simplement : « Y a-t-il des fourmis dans la ruche ? » Elle est plutôt : que viennent-elles y chercher, que sait-on vraiment de leurs effets en Suisse, et dans quels cas leur présence devient-elle pratiquement ou biologiquement pertinente ? C'est à cette question que cet article tente de répondre. Son objectif n'est ni de banaliser la présence des fourmis, ni de la dramatiser, mais de distinguer ce qui est bien établi, ce qui reste plausible sans être démontré, et ce qui relève encore d'une véritable lacune de recherche (Dainat et al., 2011 ; Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

2. Pourquoi les fourmis viennent-elles au rucher ?

Objectif
Comprendre ce qui attire les fourmis au rucher : ressources accessibles et micro-habitats favorables, plutôt qu'une attaque dirigée contre les abeilles.

Lorsqu'on observe des fourmis dans ou sur une ruche, il est tentant d'y voir d'emblée une attaque dirigée contre les abeilles. La littérature disponible conduit pourtant à une lecture plus simple et plus plausible : les fourmis semblent avant tout attirées par des ressources accessibles et par des micro-habitats favorables. Dans les études européennes disponibles, elles sont surtout décrites sur les couvre-cadres, à proximité des entrées, dans des éléments périphériques de la ruche ou dans des zones où elles peuvent profiter à la fois d'une source de nourriture et d'un environnement relativement stable (Tiritelli et al., 2025).

Le premier facteur d'attraction paraît être la nourriture. Les observations de rucher montrent que les fourmis peuvent exploiter différentes ressources disponibles autour des colonies : substances sucrées, miel, nectar, sirop, pollen, abeilles mortes et, dans certains cas, couvain ou autres matières organiques présentes dans l'environnement de la ruche (Payne et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025). Les auteurs rappellent que de nombreuses espèces de fourmis fréquentant les ruches ont un régime alimentaire généraliste, volontiers tourné vers les substances sucrées et d'autres ressources faciles à exploiter. Les ruches offrent donc, du point de vue d'une fourmi, un environnement potentiellement riche en nourriture, même si l'importance quantitative réelle de cette exploitation n'a pas encore été mesurée en Europe tempérée (Tiritelli et al., 2025).

Le second facteur d'attraction concerne le micro-habitat. Les fourmis ne viennent pas seulement chercher une ressource ponctuelle : elles peuvent aussi tirer parti des conditions offertes par certains éléments de la ruche. Tiritelli et al. (2025) proposent ainsi que les ruches puissent fournir des conditions microclimatiques relativement stables, ainsi qu'une forme de protection indirecte contre certains prédateurs ou perturbations extérieures. Cette hypothèse est cohérente avec des observations répétées de fourmis installées sur les couvre-cadres, dans des interstices ou dans d'autres parties périphériques de la ruche. Elle est aussi compatible avec des travaux plus généraux sur l'écologie des fourmis, qui montrent que le choix des sites de nidification et l'architecture des nids répondent fortement aux contraintes thermiques et microclimatiques (Sankovitz & Purcell, 2021). Il faut toutefois souligner que, dans le cas des ruches d'abeilles, ces mécanismes restent surtout déduits d'observations et de l'écologie générale des fourmis, plutôt que démontrés par des expériences ciblées au rucher.

Les observations faites hors d'Europe vont dans le même sens et permettent de mieux visualiser les mécanismes possibles. Dans les ruchers étudiés au Texas, Payne et al. (2020) ont observé des fourmis en train de piller des ressources sucrées directement dans les ruches ou dans les nourrisseurs, de prélever du pollen, de consommer des abeilles mortes, d'attaquer du couvain et de s'installer entre le toit et le couvre-cadre, dans le bois de la ruche ou sous des objets posés sur celle-ci. Ces données proviennent d'un autre contexte écologique, avec d'autres espèces de fourmis et parfois des espèces invasives, si bien qu'elles ne doivent pas être transposées directement à la Suisse. Elles restent néanmoins utiles pour comprendre pourquoi une ruche peut représenter, pour une fourmi, à la fois une source de nourriture et un site d'installation opportuniste (Payne et al., 2020).

À ce stade, la conclusion la plus solide est donc la suivante : les fourmis semblent venir au rucher moins pour « attaquer les abeilles » que pour exploiter une combinaison de ressources et de conditions favorables. Les substances sucrées jouent probablement un rôle central, ce qui est cohérent avec l'écologie alimentaire de nombreuses fourmis, largement orientée vers les glucides liquides et autres ressources énergétiques facilement accessibles (Lanan, 2014). En parallèle, certains éléments périphériques de la ruche peuvent offrir des conditions physiques attractives pour des fourmis à la recherche d'un site relativement protégé et thermiquement favorable (Sankovitz & Purcell, 2021 ; Tiritelli et al., 2025). Mais il faut être clair sur le niveau de preuve : dans le contexte apicole européen, ces facteurs sont aujourd'hui fortement suggérés, non expérimentalement démontrés à l'échelle de la ruche.

Cette précision est importante pour la suite de l'article. Si les fourmis sont attirées d'abord par des ressources accessibles et par des micro-habitats favorables, alors leur présence au rucher doit être interprétée en priorité comme un phénomène opportuniste. Cela explique aussi pourquoi certaines mesures de bon sens apicole --- propreté du nourrissement, limitation des coulures de sirop, réduction des abris inutiles, attention portée aux éléments périphériques de la ruche --- paraissent biologiquement pertinentes, même si elles ont encore été peu testées de manière expérimentale directement sur des ruches d'abeilles (Dainat et al., 2011 ; Thornley et al., 2024 ; Tiritelli et al., 2025).

3. Ce que l'on sait vraiment en Suisse

Objectif
Présenter ce que les données suisses et européennes montrent réellement : biais de diagnostic du varroa, rôle dans l'écologie des virus, mais absence de preuve d'un affaiblissement direct quantifié des colonies fortes.

Lorsqu'on se limite strictement au contexte suisse, le tableau qui se dessine est à la fois intéressant et relativement sobre. Les fourmis au rucher y sont bien documentées, mais les données les plus solides ne soutiennent pas l'image d'un ravageur majeur des colonies fortes d'Apis mellifera. Les travaux suisses et, plus largement, la littérature européenne évaluée par les pairs montrent surtout quatre choses : les fourmis sont fréquentes au rucher, certaines sont étroitement associées aux ruches, elles peuvent fausser le comptage de la chute naturelle du varroa, et elles participent à l'écologie des virus d'abeilles. En revanche, il n'existe pas, à ce jour, de base empirique robuste montrant qu'elles provoquent régulièrement en Suisse un affaiblissement direct, quantifié, de colonies fortes et saines (Dainat et al., 2011 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Un premier constat concerne la fréquence de leur présence. En Suisse romande, l'enquête exploratoire de Huber suggère que les fourmis sont courantes dans ou sur les ruches, en particulier dans des zones périphériques comme le couvre-cadre, le toit et le tiroir. Cette source est utile pour décrire la réalité de terrain et rappeler que la présence de fourmis n'est nullement exceptionnelle au rucher. Il faut toutefois garder à l'esprit qu'il s'agit d'un travail descriptif non standardisé, dont l'auteur lui-même souligne les limites méthodologiques. Autrement dit, Huber renseigne bien la pratique apicole suisse, mais ne constitue pas à lui seul une démonstration scientifique d'impact biologique ou économique sur les colonies (Huber, 2024).

Le point le mieux démontré expérimentalement en Suisse concerne le diagnostic du varroa. Dainat et al. (2011) ont montré que des fourmis présentes sur les supports de ruches peuvent retirer des varroas tombés sur les plateaux de fond, ce qui conduit à des comptages artificiellement plus faibles. Dans leur essai, les colonies protégées par des barrières physiques contre les fourmis présentaient des comptages de varroas mieux concordants avec les estimations de l'infestation phorétique. En pratique, cela signifie que la présence de fourmis peut biaiser l'interprétation de la chute naturelle, non parce qu'elle modifie directement l'infestation réelle, mais parce qu'elle modifie ce que l'apiculteur observe sur le plateau (Dainat et al., 2011).

Le deuxième domaine solidement documenté en Suisse touche à la question des agents pathogènes, et plus particulièrement au genre Lasius. Schläppi et al. (2020) ont montré, dans un rucher suisse, que des fourmis associées aux ruches --- identifiées sur le terrain comme Lasius platythorax et testées expérimentalement avec Lasius niger --- pouvaient acquérir des virus d'abeilles par voie alimentaire. Dans leur système expérimental, le virus des ailes déformées (Deformed wing virus, DWV) et l'ABPV étaient détectés chez les fourmis, mais seul l'ABPV montrait des signes de réplication, accompagnés de symptômes cliniques chez les fourmis. De plus, tous les échantillons de Lasius platythorax prélevés sur le rucher portaient l'ABPV ainsi que le DWV-A et le DWV-B, avec détection du brin négatif de l'ABPV. En Suisse, Lasius apparaît donc comme le meilleur exemple documenté de fourmis étroitement associées aux ruches et biologiquement pertinentes du point de vue virologique. En revanche, cette étude ne mesurait ni perte de couvain, ni baisse de production, ni survie des colonies, ni autre indicateur direct de dommage à l'échelle de la colonie d'abeilles (Schläppi et al., 2020). Il faut souligner ici une limite importante : les données suisses les mieux documentées concernent des espèces du genre Lasius ; d'autres genres sont présents aux ruchers suisses (notamment Formica, Myrmica, Tetramorium), mais leur importance pratique dans ce contexte est beaucoup moins étudiée. Les constats sur Lasius ne peuvent donc pas être automatiquement généralisés à l'ensemble des fourmis présentes au rucher.

C'est ici que la prudence d'interprétation est essentielle. Ce que montrent bien les données suisses, c'est que les fourmis ne sont ni de simples détails anecdotiques ni, à l'inverse, un ravageur majeur solidement démontré. Elles sont surtout un phénomène opportuniste et contextuel : elles fréquentent les ruches, peuvent tirer parti de certaines ressources ou de certains micro-habitats, faussent parfois un diagnostic apicole important, et s'inscrivent dans le paysage sanitaire du rucher. Ce que les données suisses ne montrent pas, en revanche, c'est qu'elles affaiblissent de façon régulière et quantifiable des colonies fortes. La littérature européenne va globalement dans le même sens : elle documente surtout la présence des fourmis sur les ruches, leur interface avec les agents pathogènes et leur intérêt pour certaines ressources, mais pas un effet direct quantifié sur la performance ou la survie des colonies (Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

La formulation la plus juste, à ce stade, est donc probablement la suivante : en Suisse, les fourmis au rucher sont bien réelles et parfois biologiquement pertinentes, mais leur importance pratique comme facteur direct d'affaiblissement des colonies reste mal quantifiée. Cela justifie une vigilance apicole raisonnable --- en particulier pour le suivi du varroa et la lecture des questions sanitaires --- sans pour autant soutenir une vision dramatisée des fourmis comme ravageur majeur des colonies fortes (Dainat et al., 2011 ; Huber, 2024 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

4. Pathogènes : une question importante, mais encore incomplètement résolue

Objectif
Distinguer avec précision les quatre niveaux d'interaction fourmis-pathogènes : portage, réplication virale, rôle de réservoir, et transmission vers les abeilles — en indiquant ce qui est démontré et ce qui reste incertain.

La question des agents pathogènes est probablement l'aspect le plus biologiquement intéressant des interactions entre fourmis et ruches. Elle impose toutefois une grande précision de langage. En effet, plusieurs études montrent aujourd'hui que des fourmis associées aux ruches peuvent porter des virus d'abeilles, et parfois même en permettre la réplication. Mais cela ne signifie pas encore que leur rôle comme vecteurs vers les abeilles soit clairement démontré dans les conditions qui nous intéressent ici. Pour interpréter correctement la littérature, il faut donc distinguer quatre niveaux : le portage d'agents pathogènes, la réplication virale chez la fourmi, un rôle possible de réservoir, et enfin une transmission de retour vers les abeilles avec effet mesuré chez celles-ci (Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Le premier niveau, aujourd'hui bien établi, est celui du portage. Dans plusieurs systèmes, des fourmis associées aux ruches portent fréquemment des virus connus chez l'abeille domestique. En Italie, Tiritelli et al. (2025) ont mis en évidence chez des fourmis nichant dans ou sur des ruches plusieurs pathogènes d'abeilles, notamment le DWV, le virus des cellules royales noires (Black queen cell virus, BQCV) et le virus de la paralysie chronique (Chronic bee paralysis virus, CBPV), avec des fréquences de détection élevées chez les adultes et, pour certains, aussi dans le couvain des fourmis. Aux États-Unis, Payne et al. (2020) ont trouvé au moins un virus d'abeilles dans 89 % des échantillons de fourmis collectés dans ou à proximité des ruchers, contre 15 % seulement dans des sites sans ruches. En Suisse, Schläppi et al. (2020) ont montré que des fourmis du genre Lasius prélevées sur un rucher portaient elles aussi plusieurs virus associés aux abeilles. À ce stade, on peut donc affirmer sans grande hésitation que les fourmis associées aux ruches font bien partie de l'environnement dans lequel circulent des agents pathogènes des abeilles.

Le deuxième niveau est biologiquement plus fort : il concerne la réplication du virus chez la fourmi. Ici, les fourmis ne sont plus seulement des organismes souillés par contact avec des ressources infectées ; elles deviennent, pour certains virus au moins, de véritables hôtes biologiques. C'est précisément ce qu'illustre l'étude suisse de Schläppi et al. (2020). Dans leur expérimentation, Lasius niger acquérait le DWV et l'ABPV après ingestion de matériel infecté, mais seul l'ABPV montrait des signes de réplication, accompagnés de symptômes cliniques chez les fourmis. Sur le terrain, tous les échantillons de Lasius platythorax prélevés au rucher portaient l'ABPV ainsi que le DWV-A et le DWV-B, et l'ABPV y présentait également des indices de réplication. En Italie, Tiritelli et al. (2025) vont plus loin encore en rapportant, pour plusieurs virus, des signaux de réplication dans les fourmis adultes et dans leur couvain. Ces résultats conduisent à une conclusion importante : selon les espèces de fourmis et selon les virus considérés, les fourmis ne sont pas toujours de simples porteuses passives ; elles peuvent aussi agir comme hôtes biologiques.

Le troisième niveau est celui du réservoir. Ici, la question n'est plus seulement de savoir si un virus peut se retrouver ou se répliquer dans une fourmi, mais s'il peut s'y maintenir dans le temps et faire des colonies de fourmis un compartiment biologique durable de la circulation virale. Les résultats disponibles vont dans ce sens pour certains systèmes, même si leur portée pratique reste encore difficile à quantifier au rucher. Les travaux de Schläppi et al. (2020) soutiennent déjà cette idée pour l'ABPV chez Lasius, tandis que Tiritelli et al. (2025) interprètent la forte prévalence et la réplication de plusieurs pathogènes dans des fourmis nichant sur les ruches comme compatibles avec un rôle de réservoir et de vecteur potentiel. Cette hypothèse reste plausible mais non encore démontrée au sens épidémiologique strict. Ces résultats rendent difficile de considérer les fourmis comme de simples visiteurs fortuits, même si l'importance épidémiologique précise de leur rôle reste encore à établir.

Le quatrième niveau --- et le plus délicat --- concerne une transmission de retour vers les abeilles, avec un effet mesurable du côté des colonies. C'est ici que la prudence doit être maximale. À ce jour, la littérature ne démontre pas encore, de manière directe et causale, qu'une fourmi infectée transmet ensuite un virus à des abeilles dans une expérience contrôlée où l'on suivrait l'infection et ses conséquences chez les abeilles. Le système le plus convaincant à ce jour est celui de la fourmi d'Argentine (Linepithema humile) en Nouvelle-Zélande : Dobelmann et al. (2023) ont montré que la présence de cette espèce invasive autour des ruches était associée à des charges virales plus élevées en DWV et en BQCV chez les abeilles, ainsi qu'à des signes de stress de la colonie. Ce résultat est très important, mais il ne permet pas encore de trancher complètement entre plusieurs mécanismes possibles. La transmission de retour est donc plausible, parfois suggérée, mais pas encore démontrée de manière pleinement causale dans des conditions comparables à celles du rucher suisse (Dobelmann et al., 2023).

La formulation la plus juste est plus nuancée : les fourmis associées aux ruches portent fréquemment plusieurs virus d'abeilles ; dans plusieurs systèmes, elles peuvent aussi héberger et parfois répliquer certains de ces virus ; en revanche, leur rôle exact dans la transmission de retour vers les abeilles, et surtout son importance pratique pour les colonies en Suisse, reste encore incertain (Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025). Au vu des travaux disponibles, les fourmis ne sont pas seulement des visiteurs banals du rucher ; elles peuvent participer à la circulation et, selon les systèmes, à la maintenance de certains virus dans l'environnement immédiat des colonies. Ce point justifie une vigilance scientifique et pratique, mais non une dramatisation simpliste (Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

5. Pourquoi d'autres régions du monde connaissent des problèmes plus graves

Objectif
Expliquer pourquoi certaines situations hors de Suisse sont plus préoccupantes, et montrer que ces cas — liés à des espèces invasives dans d'autres contextes écologiques — ne sont pas directement transposables au rucher suisse.

Si la situation apparaît relativement peu dramatique en Suisse, cela ne signifie pas que les fourmis soient partout anodines pour les abeilles. La littérature internationale montre au contraire que, dans certains contextes, elles peuvent devenir un problème réel pour les colonies d'Apis mellifera. Mais ce point doit être formulé avec précision : les cas les mieux documentés concernent surtout des espèces invasives ou particulièrement dominantes, dans des systèmes où les densités de fourmis sont élevées et où la pression sur les ruches peut devenir constante (Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020).

Le cas le mieux documenté dans un climat tempéré est celui de la fourmi d'Argentine (Linepithema humile) en Nouvelle-Zélande. Dans cette étude, des ruches ont été placées dans des sites avec ou sans présence de fourmis d'Argentine. Les colonies exposées présentaient des charges virales plus élevées en DWV et en BQCV, ainsi que des signes de stress accru. En revanche, l'étude n'a pas montré d'augmentation significative de la mortalité des colonies sur la durée observée. Ce résultat est important, car il montre qu'un effet biologiquement sérieux peut exister sans provoquer immédiatement un effondrement visible de la colonie (Dobelmann et al., 2023).

Un autre type de situation problématique est illustré par les observations menées dans des ruchers du sud des États-Unis. Payne et al. (2020) y ont décrit des fourmis appartenant à quatorze genres différents, avec comme interaction la plus fréquente le pillage de ressources sucrées à l'intérieur des ruches ou dans les nourrisseurs. Les auteurs rapportent aussi du prélèvement de pollen, de la consommation d'abeilles mortes, des attaques sur le couvain et l'occupation de certaines parties de la ruche. Dans deux ruchers, des colonies ont même abandonné leur ruche à la suite d'un pillage massif attribué à des fourmis très abondantes, notamment Nylanderia fulva et Linepithema humile. Ces données montrent néanmoins qu'à très forte densité, certaines fourmis peuvent dépasser le simple statut de visiteuses opportunistes (Payne et al., 2020).

Des enquêtes menées dans d'autres contextes apicoles suggèrent également une association entre présence de fourmis et pertes plus élevées, mais ces données restent difficiles à interpréter et peu transposables au contexte suisse (De Freitas et al., 2023).

Ces études permettent d'établir un point important : oui, il existe des systèmes où les fourmis constituent un vrai problème pour les colonies d'abeilles. Mais ces situations concernent souvent des espèces invasives ou très agressives dans des contextes climatiques et écologiques différents de ceux des ruchers suisses. Le contraste international ne remet donc pas en cause une lecture apaisée du cas suisse ; il permet au contraire de mieux la justifier. Il montre que le niveau de risque dépend fortement des espèces concernées et du contexte écologique (Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020).

6. Que faire en pratique ?

Objectif
Présenter les mesures pratiques proportionnées et non chimiques recommandées au rucher suisse : observation, réduction des ressources attractives, barrières physiques, vigilance lors du suivi du varroa.

Face aux fourmis, la réponse la plus appropriée au rucher n'est généralement ni la panique ni la lutte chimique, mais une gestion proportionnée et réfléchie. Il faut toutefois être clair sur le niveau de preuve disponible. Les mesures pratiques recommandées aujourd'hui reposent sur un mélange d'expérience apicole, de plausibilité biologique et, dans un nombre encore très limité de cas, de données expérimentales directes. À ce jour, la littérature évaluée par les pairs offre très peu d'essais spécifiquement consacrés à la gestion non chimique des fourmis sur des ruches d'Apis mellifera. L'exception la mieux documentée concerne l'exclusion physique des fourmis pour améliorer la fiabilité du comptage de la chute naturelle du varroa (Dainat et al., 2011). Pour le reste, les recommandations relèvent surtout du bon sens apicole et d'une logique écologique cohérente, mais encore peu testée directement au rucher (Thornley et al., 2024).

Encadré – Fourmis au rucher : que faire en pratique ?

Observer avant d’agir. La présence de quelques fourmis sur ou dans une ruche ne signifie pas automatiquement qu’un problème grave est en cours. Il faut d’abord vérifier si elles exploitent réellement une ressource accessible, si elles s’installent durablement, ou si elles gênent un suivi sanitaire.

Réduire ce qui les attire et soigner le nourrissement. Éviter les coulures de sirop, les restes de nourrissement, le candi accessible à l’extérieur et les éléments souillés. Un nourrissement propre et bien maîtrisé réduit fortement l’attractivité du rucher.

Limiter l’accès par des moyens mécaniques. Des barrières physiques au niveau des supports de ruche peuvent réduire l’accès des fourmis. C’est la mesure la mieux documentée, en particulier pour éviter qu’elles ne biaisent le comptage de la chute naturelle du varroa.

Interpréter avec prudence la chute naturelle du varroa. Si des fourmis fréquentent le plateau de fond, elles peuvent emporter des varroas tombés et conduire à une sous-estimation du niveau réel d’infestation.

Chercher la cause du problème, pas seulement les fourmis. Corriger les facteurs rendant la ruche ou le rucher attractifs est souvent plus utile que de se focaliser uniquement sur les fourmis.

Éviter absolument les insecticides au rucher. La lutte chimique contre les fourmis à proximité des abeilles est à proscrire. Elle peut représenter un risque bien plus sérieux pour les colonies que les fourmis elles-mêmes.

La première règle est donc d'observer avant d'agir. Une note saisonnière s'impose d'emblée : la présence des fourmis est surtout pertinente durant les périodes chaudes et lors des nourrissements ; elle tend à devenir marginale en hiver, lorsque les fourmis sont inactives. Quelques fourmis sous un toit, sur un couvre-cadre ou sur un tiroir en été ne signifient pas automatiquement qu'un problème grave est en cours. L'intervention devient plus pertinente lorsqu'on observe une fréquentation importante et répétée, un accès manifeste à une source de nourriture, une installation durable dans certaines parties de la ruche, ou encore une gêne dans un contexte déjà fragile (Service sanitaire apicole, 2024).

La deuxième mesure consiste à réduire l'attractivité du rucher. C'est probablement la recommandation la plus intuitive, et aussi l'une des plus plausibles biologiquement. En pratique, cela signifie nourrir proprement, éviter les coulures de sirop, ne pas laisser de candi ou de restes de nourriture accessibles à l'extérieur, retirer les résidus attirants, nettoyer les éléments souillés et éviter de transformer certaines parties de la ruche en refuge stable (Service sanitaire apicole, 2024 ; Tiritelli et al., 2025).

La troisième piste est de limiter physiquement l'accès des fourmis. C'est ici que l'on dispose du meilleur ancrage expérimental. En Suisse, Dainat et al. (2011) ont montré qu'un système de supports de ruches dont les pieds reposaient dans des récipients remplis d'eau réduisait fortement l'accès des fourmis aux plateaux de fond. Il faut bien le formuler : cette étude démontre l'intérêt de barrières physiques pour prévenir un biais de diagnostic, non pour prouver que ces barrières protègent directement les colonies contre une perte de production ou un affaiblissement mesurable. Elle n'en fournit pas moins un principe pratique solide : lorsqu'un accès des fourmis pose problème, les barrières physiques au niveau des supports de ruche sont une option rationnelle et documentée (Dainat et al., 2011).

Un exemple tiré d'un contexte très différent illustre un mécanisme analogue, sans pouvoir être transposé directement à la Suisse. Thornley et al. (2024) ont travaillé dans le cadre spécifique de ruches utilisées comme barrières anti-éléphants en Afrique sub-saharienne, avec des colonies d'Apis mellifera scutellata et des espèces de fourmis locales dominantes. Ils ont montré que des modifications du placement et de la conception des nourrisseurs réduisaient fortement l'accès des fourmis à la ressource. Cet exemple rappelle surtout que l'architecture d'un dispositif peut modifier l'accès des fourmis à une ressource, sans constituer pour autant une preuve directement transposable au rucher suisse. Il suggère néanmoins la pertinence pratique de mesures similaires : soigner l'implantation des ruches, éviter les ponts végétaux ou matériels facilitant l'accès, et porter une attention particulière à la propreté et à la disposition des nourrisseurs (Thornley et al., 2024).

Une vigilance particulière s'impose lors du suivi du varroa. C'est probablement le point pratique le plus important et le mieux étayé scientifiquement. Si des fourmis fréquentent le plateau de fond, les comptages de chute naturelle peuvent être artificiellement abaissés. Dans ce cas, il convient d'interpréter les résultats avec prudence et, si nécessaire, de protéger le dispositif de comptage contre l'accès des fourmis. L'enjeu est ici un risque concret de sous-estimation de la pression parasitaire, avec toutes les conséquences que cela peut avoir sur la décision de traitement (Dainat et al., 2011 ; Service sanitaire apicole, 2024).

Il faut aussi rappeler que la présence des fourmis peut parfois être moins un problème autonome qu'un indicateur de contexte. Une ruche déjà affaiblie est vraisemblablement moins capable d'absorber une pression supplémentaire, même opportuniste ; cette idée reste toutefois biologiquement plausible plutôt que directement démontrée pour les fourmis. Dans ce cas, la stratégie la plus utile n'est pas forcément de se concentrer d'abord sur les fourmis elles-mêmes, mais de corriger les conditions qui rendent la ruche ou le rucher attractifs (Service sanitaire apicole, 2024).

Enfin, le message pratique le plus clair est sans doute le suivant : il ne faut pas utiliser d'insecticides ou d'appâts toxiques contre les fourmis au rucher. Cette recommandation relève à la fois du bon sens apicole et de la sécurité sanitaire. Les sources suisses signalent même des cas graves d'intoxication de colonies liés à l'usage de biocides contre les fourmis à proximité des abeilles (Service sanitaire apicole, 2024 ; Tschuy, 2020). Le rapport bénéfice-risque est ici défavorable : une lutte chimique mal placée peut créer pour les abeilles un danger nettement plus sérieux que celui que l'on prétend éviter.

À retenir : au rucher suisse, les fourmis relèvent le plus souvent d'un problème opportuniste et contextuel. La réponse la plus appropriée est généralement une gestion propre, mécanique et proportionnée, non une lutte chimique.

7. Conclusion : nuisance limitée, vigilance ciblée

Objectif
Synthétiser les conclusions de l'article : ni ravageur majeur, ni non-sujet — une position intermédiaire fidèle à la littérature disponible, fondée sur une vigilance proportionnée et non chimique.

Au rucher suisse, les fourmis ne constituent pas, à l'état actuel des connaissances, un ravageur majeur bien documenté des colonies fortes d'Apis mellifera. Les données disponibles montrent surtout qu'elles peuvent fausser le comptage de la chute naturelle du varroa et s'inscrire dans l'écologie des agents pathogènes autour du rucher. Leur capacité à porter et parfois à répliquer des virus d'abeilles est bien documentée, mais leur rôle exact dans une transmission de retour vers les abeilles reste encore incomplètement résolu (Dainat et al., 2011 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

L'absence de preuve solide d'un dommage direct quantifié n'est pas une preuve d'innocuité absolue. Elle signifie surtout que, dans le contexte européen, la question a été peu étudiée sous l'angle de la performance des colonies. Cette lacune justifie une prudence dans les deux sens : il ne serait pas justifié de dramatiser les fourmis comme un ennemi majeur, mais il serait également imprudent de les considérer comme totalement sans intérêt biologique ou pratique (Payne et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Oui, certaines études menées ailleurs dans le monde montrent que des espèces invasives à forte densité, comme Linepithema humile ou Nylanderia fulva, peuvent devenir un vrai problème pour les colonies. Mais ces situations ne peuvent pas être transposées automatiquement à la Suisse. Le fait qu'il existe ailleurs des systèmes problématiques ne contredit pas une lecture apaisée du cas suisse ; il la rend au contraire plus rigoureuse, en montrant que le niveau de risque dépend fortement du contexte (Dobelmann et al., 2023 ; Payne et al., 2020).

Au rucher suisse, les fourmis ne sont généralement ni un ravageur majeur des colonies fortes, ni un non-sujet. Elles relèvent surtout d'un phénomène opportuniste, d'un facteur de nuisance possible, d'un biais diagnostique potentiel et d'un élément de l'écologie des agents pathogènes autour des ruches. C'est précisément cette position intermédiaire --- ni alarmiste, ni désinvolte --- qui paraît aujourd'hui la plus fidèle à la littérature disponible (Dainat et al., 2011 ; Schläppi et al., 2020 ; Tiritelli et al., 2025).

Voir aussi :

Bibliographie

Dainat, B., Kuhn, R., Cherix, D., & Neumann, P. (2011). A scientific note on the ant pitfall for quantitative diagnosis of Varroa destructor. Apidologie, 42(6), 740–742. https://doi.org/10.1007/s13592-011-0071-3

De Freitas, C. D., Oki, Y., Resende, F., Zamudio, F., De Freitas, G., De Rezende, K., De Souza, F., De Jong, D., Quesada, M., Carvalho, A., Pires, C., & Fernandes, G. (2023). Impacts of pests and diseases on the decline of managed bees in Brazil: A beekeeper perspective. Journal of Apicultural Research, 62(5), 969–982. https://doi.org/10.1080/00218839.2022.2099188

Dobelmann, J., Felden, A., & Lester, P. J. (2023). An invasive ant increases deformed wing virus loads in honey bees. Biology Letters, 19(1), Article 20220416. https://doi.org/10.1098/rsbl.2022.0416

Huber, M. (2024). Étude sur les fourmis dans les ruches en Suisse romande. Revue suisse d'apiculture, 145(1–2), 83–88. https://www.e-periodica.ch/digbib/view?lang=fr&pid=api-005%3A2024%3A145%3A%3A88

Lanan, M. (2014). Spatiotemporal resource distribution and foraging strategies of ants (Hymenoptera: Formicidae). Myrmecological News, 20, 53–70.

Payne, A. N., Shepherd, T. F., & Rangel, J. (2020). The detection of honey bee (Apis mellifera)-associated viruses in ants. Scientific Reports, 10, Article 2923. https://doi.org/10.1038/s41598-020-59712-x

Sankovitz, M., & Purcell, J. (2021). Ant nest architecture is shaped by local adaptation and plastic response to temperature. Scientific Reports, 11, Article 21363. https://doi.org/10.1038/s41598-021-02491-w

Schläppi, D., Chejanovsky, N., Yañez, O., & Neumann, P. (2020). Foodborne transmission and clinical symptoms of honey bee viruses in ants Lasius spp. Viruses, 12(3), Article 321. https://doi.org/10.3390/v12030321

Service sanitaire apicole. (2024). 3.4. Faune au rucher (V 2410). https://abeilles.ch/wp-content/uploads/sites/7/2023/05/3.4_faune_au_rucher.pdf

Thornley, R., Cook, R., Spencer, M., Parr, C. L., & Henley, M. D. (2024). Interspecific competition between ants and African honeybees (Apis mellifera scutellata) may undermine the effectiveness of elephant beehive-deterrents in Africa. Conservation Science and Practice, 6(1), e13041. https://doi.org/10.1111/csp2.13041

Tiritelli, R., Giannetti, D., Schifani, E., Grasso, D. A., & Cilia, G. (2025). Neighbors sharing pathogens: The intricate relationship between Apis mellifera and ants (Hymenoptera: Formicidae) nesting in hives. Insect Science, 32(3), 943–956. https://doi.org/10.1111/1744-7917.13433

Tschuy, M. (2020). Des abeilles et des fourmis : Que faire quand les fourmis envahissent le rucher ? Revue suisse d'apiculture, 141(1–2), 30–31. https://doi.org/10.5169/seals-1068268

Abréviations

ABPV : Acute bee paralysis virus (virus de la paralysie aiguë de l'abeille)
BQCV : Black queen cell virus (virus des cellules royales noires)
CBPV : Chronic bee paralysis virus (virus de la paralysie chronique)
DWV : Deformed wing virus (virus des ailes déformées)
DWV-A : Variante A du Deformed wing virus
DWV-B : Variante B du Deformed wing virus
SSA : Service sanitaire apicole

Apiculture et droit du miel en Suisse

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

Apiculture et droit du miel en Suisse : repères pratiques pour la production, la commercialisation et la traçabilité

L'essentiel à retenir

En pratique, trois niveaux doivent être gardés en tête. D'abord, la production primaire concerne tout ce qui se joue au rucher et lors de l'extraction : hygiène, matériel, eau, rayons, nourrissement et traitements vétérinaires. Ensuite, le droit du produit répond à une autre question : le produit obtenu peut-il réellement être commercialisé comme miel ? Enfin, la traçabilité et l'autocontrôle concernent la capacité à retrouver les informations utiles, à documenter ce qui a été fait et à réagir correctement si un problème apparaît.

Ces trois dimensions sont liées, mais elles ne se confondent pas. Un miel ne devient pas automatiquement commercialisable parce qu'il a été récolté dans de bonnes conditions, pas plus qu'une analyse correcte ne dispense d'une production propre et d'une documentation minimale. L'enjeu pratique est donc double : bien produire et pouvoir le démontrer.

Pour l'apiculteur, quelques points reviennent particulièrement souvent. Le nourrissement ne doit pas interférer avec le miel destiné à la vente. Les rayons ayant contenu du couvain ne doivent pas entrer dans la filière du miel extrait ou égoutté. L'usage d'un médicament vétérinaire dépend toujours du produit concret et de sa notice officielle. Quant à la commercialisation, elle suppose non seulement une bonne pratique au rucher, mais aussi le respect des exigences applicables au miel comme denrée alimentaire.

Il faut aussi éviter une confusion fréquente : toutes les bonnes pratiques apicoles ne sont pas formulées mot à mot dans la loi, mais elles peuvent être décisives pour la conformité du produit. À l'inverse, certaines exigences relèvent d'une base légale explicite, d'autres d'une concrétisation du contrôle officiel ou d'une conséquence pratique tirée de plusieurs règles. Le tableau de référence doit donc être lu comme un outil d'orientation structuré, et non comme un remplacement des textes primaires.

Bien produire : éviter toute contamination, altération ou confusion dès le rucher et lors de l'extraction.
Bien qualifier le produit : un miel ne peut être vendu comme miel que s'il respecte la définition légale et les exigences applicables au produit.
Bien documenter : en cas de contrôle ou de non-conformité, l'apiculteur doit pouvoir retrouver les informations utiles et montrer les mesures prises.
Être prudent avec les traitements : pour les médicaments vétérinaires, la notice officielle du produit reste déterminante.
Vérifier en cas de doute : lorsque la situation est limite, il faut revenir à la base primaire et au cas concret avant de décider.

Tableau de référence pratique — bases légales formelles avec références de contrôle DT-OSAV

Sources : fedlex.admin.ch

A — Production primaire

Sujet	Ce qu'il faut retenir	Conséquence pratique	Base légale *
Responsabilité générale	L'exploitant est responsable de la sécurité de ses produits primaires et doit organiser la production de manière hygiénique.	Cette responsabilité vaut pour tout le processus, de la récolte à la remise du miel.	OPPr art. 4 al. 1–2 ; OHyg art. 3 DT-OSAV PPr 00
Stockage des rayons vides	Les rayons vides doivent être stockés propres, sans odeur et à l'abri des organismes nuisibles.	Un stockage frais ou sec et bien ventilé limite notamment les dégâts de fausse teigne.	OHyg art. 7 ; OPPr art. 4 al. 3 let. d DT-OSAV PPr 01
Pas de rayons de couvain	Les rayons ayant contenu du couvain ne doivent pas être utilisés pour produire du miel extrait ou égoutté.	Les anciens cadres du corps de ruche ne doivent pas entrer dans la filière du miel de consommation.	ODAlAn art. 96 al. 6–7 DT-OSAV PPr 01
Eau de qualité adéquate	L'eau utilisée dans l'exploitation doit être d'une qualité suffisante pour éviter toute contamination.	Le local d'extraction et le nettoyage du matériel supposent une eau potable et sûre.	OHyg art. 16 DT-OSAV PPr 02
Nourrissement sans transfert de sucre	Les abeilles doivent être nourries de manière à éviter autant que possible le passage de sucre dans le miel.	Le nourrissement ne doit pas interférer avec une récolte destinée à la commercialisation.	OHyPPr art. 2 al. 8 DT-OSAV PPr 02
Récolte sans contamination	La récolte doit être conduite de façon à éviter les contaminations ; l'usage de fumée doit rester aussi limité que possible.	Il faut éloigner les hausses des sources d'odeurs, solvants, hydrocarbures et autres contaminants.	OPPr art. 4 al. 3 let. c DT-OSAV PPr 02a–b
Extraction — rayons sans couvain	Seuls des rayons porteurs de miel et exempts de couvain doivent être extraits.	L'accès des abeilles au matériel d'extraction doit être empêché pour limiter les contaminations.	ODAlAn art. 96 DT-OSAV PPr 02c
Matériel apte au contact alimentaire	Les appareils et ustensiles en contact avec le miel doivent être propres, adaptés aux denrées alimentaires et correctement entretenus.	Extracteur, filtres, maturateurs, seaux et outils doivent rester propres et ne pas contaminer le miel.	OHyg art. 8 et 14 ; OHyPPr art. 2 al. 1 DT-OSAV PPr 02d
Filtration sans élimination du pollen	La filtration ne doit pas aboutir à une élimination ciblée du pollen, constituant naturel du miel.	Le tamisage pour retirer les corps étrangers est admissible ; l'ultrafiltration dénaturante ne l'est pas.	ODAlAn art. 96 al. 9 DT-OSAV PPr 02e
Aucun ajout ni retrait inadmissible	Aucune substance étrangère ne doit être ajoutée au miel et aucun constituant naturel ne doit être retiré de manière inadmissible.	Cette règle vaut pendant la production, l'extraction et le conditionnement.	ODAlAn art. 97 ; annexe 7 DT-OSAV PPr 02f
Pas de surchauffe	Le miel ne doit pas être traité de manière excessive par la chaleur ; en cas d'échauffement excessif, une dénomination spéciale peut être obligatoire.	Le risque pratique est la hausse du HMF et la baisse de la diastase.	ODAlAn annexe 7 ; art. 98 al. 3 DT-OSAV PPr 02g
Produits de nettoyage	Les produits de nettoyage et de désinfection doivent être utilisés conformément aux instructions du fabricant afin d'éviter toute contamination.	Un rinçage insuffisant peut contaminer le miel.	OHyPPr art. 2 al. 4 DT-OSAV PPr 02
Stockage du miel	Le miel et les matériaux en contact doivent être stockés de manière à éviter toute détérioration ou contamination.	Les récipients doivent rester fermés et protégés des souillures et de l'accès des abeilles.	OHyg art. 17 ; OPPr art. 4 al. 3 let. d DT-OSAV PPr 03
Matériaux d'emballage	Les matériaux d'emballage ne doivent pas constituer une source de contamination.	Les pots et couvercles doivent être propres, intacts et adaptés au contact alimentaire.	OHyg art. 19 DT-OSAV PPr 03
Documentation des livraisons	L'exploitant doit pouvoir indiquer par écrit à qui il a livré ses produits ; les documents doivent être conservés trois ans.	Des factures, bons de livraison ou un registre de vente suffisent souvent, sauf exception de vente directe.	OPPr art. 5 DT-OSAV PPr 04

B — Médicaments vétérinaires

Sujet	Ce qu'il faut retenir	Conséquence pratique	Base légale *
Médicaments autorisés uniquement	Seuls des médicaments vétérinaires autorisés en Suisse doivent être utilisés ; pas d'usage en cascade pour les abeilles.	Il faut vérifier l'autorisation du produit et suivre la notice officielle.	LPTh art. 9 ; OMédV art. 12 DT-OSAV MédV 01
Substances interdites	Certaines substances sont expressément interdites pour les abeilles : antibiotiques, paradichlorobenzène, amitraze.	Des résidus rendent le miel non conforme et peuvent entraîner des conséquences pénales et administratives.	OMédV annexe 4 DT-OSAV MédV 01
Stockage des médicaments	Les médicaments vétérinaires doivent être stockés de manière hygiénique, sûre, ordonnée et hors d'accès des non-autorisés.	Le stockage doit être séparé du miel, du matériel alimentaire et des zones de travail sensibles.	OHyPPr art. 2 al. 5–6 DT-OSAV MédV 02
Journal des traitements	Un journal des traitements doit être tenu avec les indications obligatoires prévues par le droit des médicaments vétérinaires.	Identification de la colonie, date, nom commercial, dosage, restrictions et fournisseur doivent être documentés.	OMédV art. 26, 28–29 DT-OSAV MédV 03
Inventaire des médicaments	Un inventaire des médicaments vétérinaires doit être tenu et conservé pendant trois ans.	Les justificatifs d'achat peuvent en faire partie s'ils couvrent les mentions requises.	OMédV art. 26, 28–29 DT-OSAV MédV 03
Restrictions après traitement	Les limitations de commercialisation figurant dans la notice du produit doivent être respectées pendant la production de miel.	La notice du médicament concret reste déterminante pour les hausses et le miel récolté.	OMédV art. 26 DT-OSAV MédV 03
Commercialisation malgré restriction	Mettre en circulation du miel malgré une restriction liée à un traitement constitue un manquement grave du point de vue du contrôle officiel.	Risque de contestation du lot, mesure administrative et retrait du marché.	OMédV art. 26–29 DT-OSAV MédV 00

C — Santé animale

Sujet	Ce qu'il faut retenir	Conséquence pratique	Base légale *
État sanitaire des colonies	Les colonies doivent être gardées dans un état sanitaire satisfaisant et correctement suivies.	Une colonie affaiblie ou présentant des symptômes doit faire l'objet de mesures appropriées.	OFE art. 59 al. 1 et 3 DT-OSAV SA 01
Hygiène du rucher	Les ruchers doivent être tenus propres ; les réserves, cadres et déchets doivent être gérés pour prévenir la propagation des maladies.	Les restes de cire ou de miel accessibles aux abeilles favorisent la diffusion des épizooties.	OFE art. 59 al. 3 ; art. 61 al. 3 DT-OSAV SA 02
Varroose : surveillance et lutte	La varroose est soumise à surveillance ; l'apiculteur doit prendre les mesures nécessaires pour maintenir ses colonies en bonne santé.	Il faut pouvoir présenter un concept de lutte cohérent utilisant des produits autorisés.	OFE art. 5 let. u ; art. 59 DT-OSAV SA 03
Loque américaine et européenne	Ces maladies sont soumises à l'obligation de combattre et de déclarer.	En cas de suspicion, avertir l'inspecteur des abeilles et éviter toute mesure favorisant la propagation.	OFE art. 4 ; art. 61 al. 3 ; art. 62 al. 1 ; art. 269–273 DT-OSAV SA 04

D — Trafic des animaux et registres

Sujet	Ce qu'il faut retenir	Conséquence pratique	Base légale *
Enregistrement apiculteur / rucher	Les apiculteurs et les ruchers doivent être enregistrés auprès du canton ; certains changements doivent être annoncés dans le délai légal.	Le rucher doit porter son numéro d'identification de manière visible.	OFE art. 18a et 19a DT-OSAV TA 01
Registre des colonies	Un registre des colonies doit être tenu à jour avec les mouvements, emplacements et dates de déplacement ; conservation trois ans.	Le registre peut être électronique si toutes les données minimales sont présentes.	OFE art. 20 DT-OSAV TA 02
Défauts graves de trafic	L'absence d'enregistrement ou de registre compromet le contrôle officiel et peut entraîner des mesures administratives immédiates.	Ce point est particulièrement sensible lors des contrôles et en cas d'épizootie.	OFE art. 18a, 19a et 20 DT-OSAV TA 00

E — Droit du produit : miel

Sujet	Ce qu'il faut retenir	Conséquence pratique	Base légale *
Définition du miel	Le miel est un produit naturel élaboré par les abeilles à partir de nectar ou de miellat, enrichi par des substances propres aux abeilles, stocké et mûri dans les rayons.	Seul un produit répondant à cette définition peut être commercialisé comme « miel ».	ODAlAn art. 96 al. 1
Le pollen n'est pas un ingrédient	Le pollen est un constituant naturel du miel et non un ingrédient au sens du droit alimentaire.	Une élimination ciblée du pollen peut remettre en cause la nature du produit.	ODAlAn art. 96 al. 9
Types légaux de miel	Le droit distingue miel de fleurs, de miellat, en rayons, avec morceaux de rayons, égoutté, extrait et pressé.	La dénomination doit correspondre au mode de production réellement utilisé.	ODAlAn art. 96 al. 2–8
Teneur en eau	La teneur maximale en eau est en règle générale de 20 % (label d'or: < 18.5 %; objectif pratique de sécurité : < 17,5 %). Pour le miel pressé, elle peut atteindre 23 %. Le miel de bruyère bénéficie d'une exception particulière à vérifier directement dans l'annexe 7.	Un miel à plus de 20 % d'eau présente un risque élevé de fermentation. Le contrôle de la maturité des rayons avant extraction reste déterminant en pratique.	ODAlAn annexe 7
Fructose + glucose	Miel de fleurs : min. 60 g/100 g de fructose + glucose ; miel de miellat : min. 45 g/100 g.	Une analyse de laboratoire peut être nécessaire pour confirmer la conformité.	ODAlAn annexe 7
Saccharose	Teneur en saccharose limitée à 5 g/100 g en règle générale. Exceptions : jusqu'à 10 g/100 g pour certains miels d'origine botanique déterminée, et jusqu'à 15 g/100 g pour le miel de lavande et le miel de bourrache.	Une teneur élevée peut indiquer une récolte trop précoce ou une influence du nourrissement, mais peut aussi rester dans les exceptions botaniques expressément prévues.	ODAlAn annexe 7
HMF	Le HMF ne doit en principe pas dépasser 40 mg/kg ; il s'agit d'un indicateur de surchauffe et de vieillissement.	Une conservation fraîche et une transformation douce limitent la hausse du HMF.	ODAlAn annexe 7
Indice de diastase	L'indice de diastase doit atteindre au moins 8 unités Schade, avec exception pour certains miels naturellement pauvres en enzymes.	Une chute marquée de la diastase peut révéler une surcharge thermique du miel.	ODAlAn annexe 7
Conductivité électrique	Pour le miel de fleurs, la conductivité est en principe inférieure à 0,8 mS/cm ; pour le miel de miellat, supérieure à 0,8 mS/cm. Des exceptions botaniques existent à vérifier dans l'annexe 7.	Ce paramètre aide à distinguer le miel de nectar du miel de miellat et soutient la dénomination correcte du produit.	ODAlAn annexe 7
Matières insolubles	La teneur en matières insolubles dans l'eau ne doit en principe pas dépasser 0,1 % ; pour le miel pressé, la limite est de 0,5 %.	Des corps étrangers ou impuretés excessifs rendent le miel contestable.	ODAlAn annexe 7
Dénomination de vente	La dénomination « miel » est la dénomination standard ; d'autres dénominations légales existent selon le type de miel.	Une dénomination erronée peut être considérée comme trompeuse.	ODAlAn art. 98 al. 1–2
Miel de cuisson / industriel	Certains défauts obligent à utiliser une dénomination spéciale telle que « miel de cuisson » ou « miel industriel ».	Le miel fermenté, mousseux, d'odeur étrangère ou excessivement chauffé ne peut pas être vendu comme miel de table ordinaire.	ODAlAn art. 98 al. 3–4
Indication botanique / géographique	Une mention telle que « miel d'acacia » n'est admissible que si l'origine dominante et les caractéristiques correspondantes sont démontrées.	Une analyse pollinique, la conductivité et l'examen sensoriel peuvent être nécessaires.	ODAlAn art. 98 al. 5

F — Traçabilité, autocontrôle et mesures d'urgence

Sujet	Ce qu'il faut retenir	Conséquence pratique	Base légale *
Responsabilité sécurité alimentaire	L'exploitant est responsable de la sécurité de ses produits primaires à toutes les étapes pertinentes.	L'apiculteur doit connaître, évaluer et maîtriser les risques de son exploitation.	OPPr art. 4 al. 1–2 ; OHyg art. 3
Prévention des contaminations	Les contaminations par animaux, parasites, déchets, eau, sol ou substances chimiques doivent être évitées.	Cela inclut une appréciation large des risques autour du rucher et du local d'extraction.	OPPr art. 4 al. 3 let. c
Personnel malade	Les personnes atteintes d'une maladie transmissible par les denrées alimentaires ne doivent pas manipuler le miel ni le matériel correspondant.	Cette règle s'applique aussi aux proches qui aident lors de l'extraction ou du conditionnement.	OPPr art. 4 al. 3 let. a ; OHyg art. 21
Résultats d'analyse	Les résultats d'analyse ayant une importance pour la santé doivent être pris en compte dans les décisions de l'exploitation.	Un résultat anormal ne peut pas être ignoré ; il faut clarifier la cause et agir.	OPPr art. 4 al. 3 let. e
Traçabilité des acheteurs	L'exploitant doit pouvoir renseigner par écrit sur les destinataires de ses produits primaires.	Cette obligation est centrale dès que la vente dépasse la vente directe bénéficiant de l'exception légale.	OPPr art. 5 al. 1
Traçabilité des moyens de production	L'exploitant doit pouvoir renseigner sur les fournisseurs des moyens de production soumis à traçabilité.	Pour les médicaments vétérinaires, les règles spécifiques de l'OMédV s'appliquent en plus.	OPPr art. 5 al. 1 ; OHyPPr art. 6 al. 1–2
Exception vente directe	La traçabilité des destinataires n'est pas exigée pour les livraisons directes au consommateur final ou à certains détaillants locaux.	Cette exception ne dispense pas des autres obligations d'hygiène et de sécurité.	OPPr art. 5 al. 2
Conservation des documents	Les documents de traçabilité, rapports d'analyse, journaux de traitement et inventaires doivent être conservés au moins trois ans.	Les autorités d'exécution peuvent en demander la consultation à tout moment.	OPPr art. 5 al. 3 ; OMédV art. 29
Retrait / rappel d'urgence	Quiconque sait avoir livré un produit primaire dangereux pour la santé doit agir immédiatement, informer l'autorité et coopérer.	Il s'agit d'une obligation d'agir sans délai, pas d'une simple faculté.	OPPr art. 6
Annonce en cas d'épizootie	En cas de suspicion de loque ou d'une autre épizootie pertinente, l'inspecteur des abeilles doit être averti sans délai.	Une annonce tardive peut favoriser la propagation et entraîner des conséquences juridiques.	OFE art. 61 al. 3 ; art. 62 al. 1
Mesures administratives en cas de manquements graves	En présence de manquements graves — état d'hygiène insuffisant, suspicion d'épizootie ou risque sérieux pour la qualité du miel — l'autorité d'exécution peut ordonner des mesures administratives immédiates.	Il s'agit d'une conséquence tirée de la logique du contrôle officiel et des compétences des autorités, plutôt que d'un article imposant une annonce spécifique à l'apiculteur.	OPPr art. 4 DT-OSAV général

Abréviations

OPPr — Ordonnance sur la production primaire (RS 916.020)
OHyPPr — Ordonnance du DEFR concernant l'hygiène dans la production primaire (RS 916.020.1)
OHyg — Ordonnance du DFI sur l'hygiène dans les activités liées aux denrées alimentaires (RS 817.024.1)
ODAlAn — Ordonnance du DFI sur les denrées alimentaires d'origine animale (RS 817.022.108)
OMédV — Ordonnance sur les médicaments vétérinaires (RS 812.212.27)
OFE — Ordonnance sur les épizooties (RS 916.401)
LPTh — Loi fédérale sur les médicaments et les dispositifs médicaux (RS 812.21)
LDAl — Loi fédérale sur les denrées alimentaires et les objets usuels (RS 817.0)
DT-OSAV — Directives techniques de l'OSAV sur les contrôles officiels dans la production primaire ; références de contrôle, non des bases légales formelles.

* Les références DT-OSAV indiquées en italique servent de repères de contrôle officiel. Elles complètent la base légale formelle, sans la remplacer. — À vérifier avant publication : chaque lien Fedlex, chaque renvoi d'articles et d'alinéas, les exceptions de l'annexe 7 de l'ODAlAn, ainsi que la portée exacte du point relatif aux fournisseurs des moyens de production.

Voir aussi :

Comment les abeilles voient-elles ?

Wed, 30 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Le système visuel des abeilles est très différent du nôtre

La nature faisant bien les choses, pour quelles raisons et dans quelles situations la vision par l’abeille de son environnement, est-elle plus avantageuse ou désavantageuse. Aucun animal ne voit la même chose disent les scientifiques ;il existe autant de forme de vision qu’il existe de types d’yeux et d’espèces : plus d’un million. Si toutes les sortes d’yeux sont dans la nature, c’est parce que la vision de chaque espèce est adaptée à son mode de vie. Il faut des yeux pour fuir, pour tuer, pour se déplacer ou encore pour séduire. Plus un animal a des rapports riches avec son environnement, plus ses organes des sens sont complexes et c’est particulièrement vrai pour la vision, et surtout pour la vision chez l’abeille.

Les abeilles ont un système visuel très différent du nôtre. Elles possèdent des yeux composés, c’est-à-dire formés de multiples facettes agissant chacune comme un récepteur lumineux indépendant. Ils contiennent en moyenne 5000 de ces facettes que l’on appelle ommatidies et entre lesquelles se trouvent des poils ciliaires.

Lorsqu’un objet se trouve suffisamment proche, les rayons qui arrivent directement sur une ommatidie passent au travers de la lentille et stimulent les récepteurs situés au fond de l’organe.

L’image de l’objet est ensuite reconstituée dans le cerveau à partir de tous ces signaux comme un canevas.

à gauche vue humain; à droite vue reconsituée de l’abeille

Elle dispose de 5 yeux don’t 2 gros constitués de plusieurs milliers de facettes hexagonales.
Le nombre de facettes (ou ommatidies) par Œil est de:

4000 à 6000 pour l’ouvrière
3000 à 4000 pour la reine
7000 à 8600 pour le faux-bourdon

Chaque facette perçoit la lumière indépendamment de sa voisine. Le cerveau intègre les informations reçues par chaque facette et forme une image mosaïque

Œil composé, schéma en coupe d’une ommatidie

Chaque ommatidie se présente et fonctionne comme un récepteur visuel indépendant qui capte la partie du champ visuel situé juste devant lui, mais aucune image ne s’y forme: celle-ci est recomposée à partir des informations transmises par l’ensemble des facettes. Un objet situé dans le champ visuel de l’œil de l’abeille émet des rayons dans toutes les directions, intéresse l’œil dans sa globalité, mais seul le rayon dirigé exactement dans l’axe du rabdomère ou bâtonnet rétinien sera enregistré.

2. Comment l'abeille voit-elle son environnement ?

Chaque ommatidie ne saisit qu'un point lumineux de l'image entière. Le rassemblement de tous ces points de lumière construit une photo granuleuse, en canevas, comme la trame des journaux ou des magazines. On ne sait pas exactement comment le cerveau de l'abeille interprète ces images, car le cerveau de l'abeille possède cent fois moins de connections nerveuses visuelles que le nôtre, mais cette économie est indispensable compte tenu de la petite taille de l'insecte.

La capacité de déchiffrage de l'œil de l'abeille est plus faible que celle de la plupart des vertébrés. Il a été mesuré que l'abeille ne décrypte que le 60ème de ce que voit l'œil humain. Cela signifie que deux obstacles distincts, que l'homme peut distinguer séparément à une distance de 18 m ne seraient vu distinctement par l'abeille qu'à partir de 30 cm. Plus l'objet est loin, moins de facettes voient l'objet et plus difficilement il est déchiffrable. La complexité de l'œil interdit toute possibilité de précision. Ce qui signifie que si l'homme avait un œil complexe pour les mêmes possibilités il devrait avoir 1 m de diamètre. Inversement, si l'abeille avait un œil photographique comme l'homme, pour le même résultat qu'un œil à facettes, il serait beaucoup plus lourd que l'abeille elle-même.

La distance des éléments est donc l'un des points faibles de la vue des abeilles. Plus l'objet est éloigné, moins il y a de facettes qui en perçoivent le rayonnement. L'autre handicap est celui de la perception des formes. Comme les yeux des abeilles sont immobiles, leur structure arrondie déforme la vision des objets autour d'un point central plus ou moins fidèle.

Ces faiblesses sont compensées par une grande sensibilité au mouvement. En effet, la sensibilité des facettes permet à l'abeille de percevoir plus de deux cents images par seconde, alors que l'humain n'en discerne qu'une vingtaine. Il est alors facile de repérer les autres insectes, d'éviter les prédateurs et de détecter les fleurs en volant.

En outre, les abeilles possèdent trois ocelles situées sur le sommet de leur crâne. Il s'agit d'yeux simples qui ne produisent pas d'image mais sont sensibles aux variations lumineuses.

Cela est utile à l'insecte pour sortir de la ruche et pour stabiliser son vol par rapport à la position du ciel et du sol.

3. Doit-on en déduire que l'abeille voit moins bien que l'homme ?

La réponse n'est pas évidente ; car l'abeille voit autrement et de plus à l'heure actuelle nous ne savons pas comment son cerveau interprète l'image. Par contre, l'œil complexe a un grand avantage. Quand un objet se déplace dans le champ de vision, les ommatidies sont actionnées ou éteintes à tour de rôle. Il résulte de cet effet de compilation que les insectes peuvent bien mieux estimer si un objet est en mouvement ou s'il est immobile, et réagir en conséquence. Par exemple, on a constaté que les butineuses visitent avec plus d'empressement les fleurs ballottées par le vent que celles qui sont immobiles. Le décryptage de l'image est plus efficace avec un oeil complexe qu'avec l'œil humain, car l'œil complexe procure de loin une plus grande rapidité d'analyse, une fréquence plus élevée de vision séquentielle.

Les modifications du champ de vision, dont la fréquence est supérieure à 20 fois par seconde, sont perçues par l'œil humain comme une image continue. Chez l'abeille, la taux de vision séquentielle est largement supérieur à 100 fois par seconde. Ainsi un film d'Hollywood serait pour l'abeille une suite d'images immobiles et de noirs. Les tours de passe-passe sont facilement décryptés par l'abeille, car les mouvements de la main sont moins rapides que la vision par son oeil complexe.

L'avantage d'un oeil complexe pour des insectes vivant de pillage est, par exemple qu'ils peuvent traverser une forêt compacte sans se cogner et capturer d'autres insectes volant eux aussi à grande vitesse, ou au contraire, échapper au prédateur. Les yeux complexes sont ainsi les mieux appropriés et les plus aptes pour constater de très faibles modifications d'une image ou d'un mouvement en un très court instant.

Au niveau des couleurs, les abeilles possèdent une vision trichromatique. Chaque ommatidie contient neuf récepteurs dont quatre sont sensibles au vert, deux au bleu et deux aux ultraviolets. On constate que la vision du rouge est limitée.

4. L'œil dont la nature a doté l'abeille est-il le mieux adapté à son mode d'existence ?

A partir des caractéristiques physiologiques d'un organisme, de son mode de vie et de son espace vital, on peut risquer certaines déductions : quels facteurs importants pourraient influencer sa vie et sa survie. Mais ceux-ci ne correspondent pas impérativement à la réalité. C'est une stratégie heureuse de la nature, le développement d'un mode de vie qui comporte une grande variabilité de caractères : variations génétiques ou mutations à partir desquelles il y a des spécialisations qui leur permettent de s'adapter parfaitement à leur environnement.

Tous les insectes sont nantis d'yeux complexes et cependant colonisent les espaces de vie les plus diversifiés, nécessitant une grande variabilité de systèmes de vision. Il existe des insectes volants diurnes et d'autres nocturnes ; volants qui se déplacent très vite ou marchent très lentement. Et malgré ces différences l'anatomie de base de leurs yeux est identique, bien qu'elle ne soit pas forcément idéale. C'est bien souvent le cas de la multitude d'insectes de toutes sortes, de toutes tailles qui peuplent notre environnement.

Pour l'abeille, le plus important est d'apercevoir à temps des objets en mouvement, comme d'autres abeilles ou des prédateurs, et le sol défilant sous elle lorsqu'elle vole à 7 mètres par seconde.

La vision des ultraviolets confère des colorations surprenantes aux fleurs et au paysage.

C'est Karl von Frisch (1886-1982), prix Nobel 1973, qui démontra la vision des couleurs par l'abeille à la suite de très nombreuses expériences conduites pendant plusieurs années.

La sensibilité aux ultraviolets fut pour lui une incroyable découverte. En effet, les fleurs qui nous paraissent uniformément colorées sont bien différentes, vues par l'abeille. Les ultraviolets font apparaître des lignes qui convergent des pétales vers le cœur de la fleur la où se trouve le nectar. Il y a quelques temps, à Berlin, on a mis au point une nouvelle méthode de mesure du spectre floral qui permet des reproductions à l'aide de couleurs fausses.(bleu pour ultraviolet, vert pour bleu, rouge pour vert). Les excitations relatives des cellules rétiniennes sont ainsi reproduites en prenant en compte les capacités de résolution de l'œil de l'abeille pour chaque point de l'image. De cette façon, on a une description adéquate et une analyse du signal de la plante et aussi la traduction de l'interaction entre la fleur comme émetteur de signal et l'abeille comme récepteur de signal. Par exemple une orchidée qui nous paraît uniformément rougeâtre est en réalité colorée avec une multitude de nuances qui sont saisies par les cellules rétiniennes.

La partie haute est captée par les cellules du vert, la partie basse par les cellules du bleu et de l'ultraviolet. Ainsi on peut comprendre comment l'abeille décrypte une fleur.

Reconstitution partielle de la vision d'une abeille

5. Conclusion: A savoir pour la pratique apicole

On ne peut pas vraiment dire que l'abeille voit mieux que l'homme. Elle possède les avantages qu'offre un oeil complexe, c'est-à-dire une plus grande rapidité d'analyse. Elle peut par exemple analyser instantanément si un objet est en mouvement ou pas ; une fréquence plus élevée de vision séquentielle. Cependant, elle possède également de grands désavantages avec une profondeur de champ et donc une acuité visuelle très faible.

Nous savons désormais comment l'abeille perçoit son environnement et à quoi lui sert cette vision assez particulière. Cependant, nous sommes à l'heure actuelle encore incapables d'expliquer comment le cerveau de l'abeille traduit ces images, ni quelles suites en résultent. Celui-ci possédant cent fois moins de connections que le nôtre compte tenue de la petite taille des abeilles.

Les abeilles distinguent 3 couleurs : Le bleu, le vert et les ultraviolets.
Les autres couleurs leur apparaissent en noir. Les dégradés de bleu et de vert leur apparaissent avec un décalage de teinte par rapport à notre vision. Par exemple le jaune leur apparait comme du vert plus ou moins pâle. L'ultraviolet ne peut être perçu par nos rétines (d'où une fois de plus la mise en évidence de la supériorité technique des abeilles sur l'homme.)

Les fleurs illuminées par des ultraviolets, dévoilent des dessins utiles aux abeilles pour mieux les guider vers le nectar. Ces guides à nectar sont plus ou moins visibles pour l'homme sur des fleurs comme les pensées. Ces guides permettent à des fleurs rouges (le coquelicot par ex.) moins visibles pour les abeilles de compenser cette faiblesse pour leur pollinisation.

Les abeilles "voient" aussi le rouge
Contrairement à ce qui est souvent écrit dans des livres ou des sites d’apiculture, il est faux de dire que les abeilles ne voient pas les objets rouges et qu’il ne faut pas peindre les ruches en rouge ! En effet, cela dépend aussi de la réflectance (ou de l’absorbance) dans la zone ultra-violette, laquelle échappe complètement à notre vision ! Ce n’est pas en se fiant à notre vision d’une peinture rouge que l’on peut savoir si la peinture absorbe ou non les UV.
Les abeilles ne voient pas dans le noir
Un filet de lumière pénètre dans la ruche par le trou d'envol et permet de voir un peu, mais c'est par ses autres sens très développés que l'abeille se repère dans la ruche. Les abeilles n'y voyant pas dans le noir, elles ne sortent pas de la ruche la nuit. Excepté lorsque l'on les déplace la nuit, mais alors elles ne s'envolent pas et marchent sur les parois extérieures de la ruche. Si elles tombent la nuit lors du portage, elles ne retrouvent pas leur ruche.
La couleur noir déplait aux abeilles
Le noir est une couleur que l’abeille ne distingue pas avec précision. De nombreuses couleurs, comme le rouge, lui apparaissent en noir. L’ignorance étant mère de la peur, il est possible que le fait de mal distinguer un individu en noir effraie l’abeille. Une très ancienne tradition orale slave rapporte que les colonies d’abeilles ont retenu que les ours (noirs) sont leurs plus redoutables prédateurs. Un humain habillé de noir ou des animaux noirs lui rappellent peut-être l’ours, d’où ce réflexe inné de défense, voire d’attaque.

Le blanc est également très mal distingué par les abeilles car il leur apparaît en brillance claire. Face à ce halo un peu flou, l’abeille perd ses repères. C’est probablement pour cette raison que la tenue de l’apiculteur est blanche… mais la couleur blanche est aussi plus confortable pour travailler au rucher, en été.

Voir aussi :

Devenir Apiculteur Éleveur (partie 1)

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1 Introduction

Une des tâches des Moniteurs Éleveurs est de transmettre leur savoir lié à l’élevage des reines. Apprendre à tout apiculteur désireux d’élever ses propres reines les bases ainsi que les techniques d’élevage afin que celui-ci puisse être autonome dans son rucher.

Pour certains, élevage rime avec gestes techniques et plaisir de maîtriser les finesses de l’apiculture, pour d’autres, il s’agit d’obtenir plus rapidement et en plus grande quantité des reines afin de multiplier leurs colonies, pour d’autres encore élevage coïncide avec race, abeilles de qualité et plaisir au rucher. On peut même se retrouver dans chacun de ces thèmes !

Quelles que soient vos motivations, ce document a pour but d’être didactique pour vous faire apprendre les bases de l’élevage. Je vais vous expliquer une manière simple et efficace de produire vos reines. Ce n’est pas LA méthode, ni l’unique méthode, ni la meilleure, mais MA méthode qui fonctionne très bien lorsque l’on se contente d’élever une série de reines par année.

Les Moniteurs Éleveurs et les producteurs de reines qui en produisent de grandes quantités utiliseront des techniques plus pointues, mais les bases restent les mêmes.

Lorsque l’on débute en élevage, on est souvent effrayé par le picking ou par la rigidité du calendrier d’élevage. Mais si on a assimilé les bases de la reproduction chez l’abeille, tout devient clair comme de l’eau de roche.

Je vous propose de débuter en suivant cette méthode, puis, en fonction de votre curiosité et de vos envies, de vous renseigner dans d’autres ouvrages afin d’ouvrir votre champ de compétences et de développer VOTRE propre méthode d’élevage, celle qui vous semble instinctive. Vous trouverez au chapitre 6 une série de documents pour aller plus loin.

1.1 Gestion des reines dans son rucher

F0, F1, hybrides, abeilles locales ou abeille étrangère ? Quelles reines avoir dans mon rucher ?

L’Apiculteur Éleveur est donc un apiculteur qui va créer lui-même ses propres F1 au rucher. Il va avoir besoin, pour ce faire, d’une excellente reine pure F0. En élevant sur cette reine et en produisant de nouvelles reines dans son rucher, il obtiendra de belles F1 qui seront (grâce au phénomène d’hétérosis) d’excellentes reines pour la récolte, le tout, en ayant hérité des caractéristiques de son ascendance sélectionnée par les Moniteurs Éleveurs.

Pour obtenir la F0 dont il a besoin comme source génétique et mère de ses F1, il peut soit en acheter une directement chez un Moniteur Éleveur, soit aller prélever du couvain chez l’un d’eux, élever ses reines et monter en station pour produire ses propres F0. C’est cette méthode qui sera décrite dans ce document.

Chaque apiculteur peut dès lors profiter dans son rucher de l’énorme travail de conservation et de sélection des Moniteurs Éleveurs et ainsi avoir des abeilles de qualité.

1.2 Moniteur Éleveur ou Apiculteur Éleveur

L’élevage et la sélection ne sont pas uniquement réservés aux Moniteurs Éleveurs, loin de là ! Au contraire, la transmission du savoir via des cours d’élevage dans les sections est un des points essentiels du cahier des charges du Moniteur Éleveur. Il est de son devoir de partager ses connaissances et de transmettre à tout un chacun les techniques de reproduction des reines ainsi que les méthodes de sélection. Le but étant que chaque apiculteur puisse devenir un Apiculteur Éleveur et faire ses propres élevages et sa propre sélection. Vous êtes en train de lire un exemple des plus parlants quant à ce que font les Moniteurs Éleveur pour former les apiculteurs et les aider à devenir Apiculteurs Éleveurs. Les cours organisés dans les sections chaque année et les divers cours donnés par le Groupement Valaisan des Moniteurs Éleveurs SAR viennent compléter ce document.

Les autres points essentiels du cahier des charges des Moniteurs Éleveurs et qui les différencient des Apiculteurs Éleveurs sont qu’ils doivent maintenir des lignées répertoriées dans l’Herdbook (Registre des reines) en conservant la pureté de la race Carnica et donc éviter toute hybridation par d’autres sous-espèces, faire fonctionner les stations de fécondations ainsi que les ruchers de testages. Ces tâches sont accomplies sous la supervision de la Commission d’Élevage de la Société Romande d’Apiculture (CE-SAR) et de notre responsable technique qui s’assurent du strict respect des directives d’Apisuisse et apportent un suivi scientifique de l’élevage SAR.

L’ensemble du travail réalisé par les Monteurs Éleveurs est donc basé sur la transmission. Transmission du savoir, comme décrit plus haut, mais aussi transmission d’une génétique de qualité. Pour ce faire, chaque apiculteur peut aller prélever du couvain sélectionné chez un Moniteur Éleveur et ainsi profiter de l’énorme travail fourni par notre groupement.

Une fois qu’un apiculteur est devenu Apiculteur Éleveur et maîtrise l’élevage, voire la sélection, il peut tout à fait introduire ses reines F0 dans l’Herdbook et continuer la sélection sur cette lignée. La seule condition est que les reines doivent remplir les conditions de pureté de la CE-SAR (mesures morphologiques et ADN). Tout Apiculteur Éleveur désireux de s’engager dans cette voie peut prendre contact avec le responsable cantonal des Moniteurs Éleveurs qui se fera un plaisir de le coacher pour cette transition.

2 Matériel

Nous allons décrire dans ce chapitre le matériel nécessaire pour l’élevage d’une série de 15-20 reines. C’est la quantité idéale de reines que l’on peut obtenir avec la méthode d’élevage décrite ci-dessous et en utilisant les abeilles d’environ une ruche pour peupler les ruchettes.

2.1 Ruche éleveuse

Il faut choisir dans votre rucher, comme ruche éleveuse, une ruche forte avec beaucoup d’abeilles, douce afin de faciliter les manœuvres et qui a une forte propension à l’élevage : on remarque plusieurs ébauches de cellules royales.

Je choisis en principe une ruche qui est en récolte ce qui est une garantie d’avoir beaucoup de jeunes abeilles en suffisance et d’avoir assez de monde pour tenir le couvain au chaud en cas de période fraîche.

2.2 Couvain

Pour pouvoir monter en station de fécondation, il est nécessaire d’élever vos reines sur du couvain sélectionné. En Suisse Romande, les Moniteurs Éleveurs SAR sont à votre disposition pour vous en fournir gratuitement. Leurs reines sont mesurées (Mesures morphologiques et ADN) afin de garantir la pureté de la race.

Vous trouverez la liste à jour des Moniteurs Éleveurs valaisans sur le site de la FAVR. De plus, les ruchers de testages à l’aveugle fournissent de précieux renseignements sur la qualité de ces lignées. L’ascendance de ces reines étant enregistrée depuis des générations, le moniteur pourra vous conseiller au mieux pour choisir dans quelle station de fécondation monter afin de garder un bas niveau de consanguinité.

2.3 Matériel d’élevage

Il existe une multitude d’outils différents pour réaliser les élevages. Que ce soit pour les cadres d’élevage, les cupules, les outils de picking, on trouve des dizaines et des dizaines de références chez les revendeurs de matériel apicole.

Je vais vous présenter ici le matériel que j’utilise depuis de nombreuses années. Ce matériel se veut simple, économique et facile à utiliser. Je vous conseille de débuter en utilisant ce matériel, puis, lorsque vous maîtriserez les bases des techniques d’élevage, de tester d’autres types de matériel afin de trouver celui qui vous convient le mieux. Mais utiliser celui que je vous propose est une bonne manière de débuter.

Picking

Fig. 1 : Picking chinois en haut et picking suisse en bas

L’outil de picking sert à transférer les larves du cadre de couvain sélectionné dans les cupules. Avec un peu de pratique, le picking Suisse est extrêmement efficace (surtout lorsque la cire du cadre est asseztendre) et le picking chinois est très pratique lorsque la cire est assez dure.

Fig. 2 : Cadre d’élevage
Cadre avec 30 cupules et système Nicot

Comme cadre d’élevage, j’utilise un cadre avec cupules Nicot pour 30 cellules. C’est un bon compromis pour réussir une série de 15 à 20 cellules à chaque fois et la distance entre les bigoudis (protections plastiques pour éviter qu’une reine qui émerge avant les autres ne détruise les autres cellules royales) est faible ce qui va limiter la construction de ponts de cire entres les cellules en cas de forte miellée.

Fig. 3 : Cupules
Cupules neuves en plastique du système Nicot

On pourra chaque année remplacer les petites cupules qui accueilleront les larves afin de travailler proprement.

Il nous reste encore à parler de l’élément essentiel pour monter en station sans mâles : la filtreuse. Le but de cet appareil est de filtrer mécaniquement les abeilles en les faisant passer au travers d’une grille à reine afin d’être sûr de peupler nos ruchettes uniquement avec des abeilles afin d’éviter d’amener en station des mâles étrangers.

Fig. 4 : Filtreuse
Ruchette 6 cadres avec une hausse équipée d’une grille à reine fixe.

Il existe une multitude de systèmes dans le commerce. Je vais vous présenter ici celui que j’utilise, le plus simple et le plus courant à mon avis en Suisse romande. Il s’agit d’utiliser une ruchette 6 cadres standard (en bois ou un Apibox) ainsi qu’une hausse sur laquelle on fixera une grille à reine au-dessous.

Fig. 5 : Ouverture pour entonnoir
Trou de 50 mm sur le couvercle de la ruche.

Fig. 6 : Ouverture pour entonnoir

Sur le couvercle de la ruchette, on fera un trou de 50 mm afin de pouvoir y passer l’entonnoir. Ce trou doit pouvoir être rebouché à l’aide de scotch ou d’une pièce amovible.

Fig. 7 : Couvercle amovible
Cet élément permet de forcer les abeilles à passer au travers de la grille à reine. Un grillage fin permet l’aération de la ruche et de faire passer la fumée pour diriger les abeilles.

Nous avons aussi besoin d’un couvercle amovible que l’on va pouvoir glisser à l’intérieur de la hausse afin de forcer les abeilles à passer à travers la grille à reine.

Fig. 8 : Candi sans miel
Paquet de 2.5kg de candis Apifonda.

Dernier élément indispensable : le doseur d’abeilles. En effet, il est nécessaire de peupler les ruchettes avec environ 100 grammes d’abeilles. Pour doser correctement cette quantité, on peut utiliser un gobelet de yaourt ou une louche à soupe ou encore un cube de 7cm d’arrête

2.4 Ruchettes

Fig. 9 : Rucheon
Modèle Apidea

Comme ruchette d’élevage, j’utilise les ruchettes Apidea, idéales pour les nuits fraîches en montagne et d’une dimension qui est un bon compromis entre la quantité d’abeilles nécessaire à son peuplement et les résultats de fécondation.

On peut préparer les ruchettes durant l’hiver, mais il ne faut ajouter le candi que lorsque l’on va les utiliser. Sinon, il va durcir et les abeilles auront de la peine à le manger.

La première étape consiste à préparer les cadrons. On découpe une bande de 2-3 centimètres de cire gaufrée que l’on va coller au sommet du cadre au moyen d’un peu de cire fondue. Pas besoin d’en mettre plus, les abeilles construiront le reste. Une bande plus longue gênerait lors du peuplement des ruchettes.

On vérifie si la grille à reine est bien fixée à côté de l’entrée et en position ouverte (Fig. 12).

On remplit le nourrisseur (au ¾ environ) avec du candi sans miel (par exemple l’Apifonda ou un mélange que l’on fera soi-même dans les proportions suivantes : 10kg de sucre glace et 3.8kg de sirop pour abeilles que l’on trouve dansle commerce). Il est interdit d’y mettre du candi avec du miel afin d’éviter les propagations de maladies en station.

On vérifie que l’ouverture sur le couvre cadre tombe bien en face de l’ouverture des cadrons. Cela semble évident, mais c’est très embêtant de devoir rouvrir une ruchette pour pouvoir retourner un cadron.

Finalement, si les ruchettes ont déjà été un peu utilisées et que le couvercle ne tient pas fermement, j’ajoute une bande de scotch pour bien m’assurer que le couvre cadres ne s’ouvrira pas pendant le peuplement ou lors de l’introduction des cellules dans ma cave.

Fig. 10, 11 & 12 : Préparation des ruchettes
Cadron avec ébauche de cire gaufrée (en haut à gauche)
Ruchette prête avec candi au 2/3 du nourrisseur, position correcte des cadrons et scotch si le couvercle ne tient pas bien. (En haut à droite)
Grille à reine ouverte avant de monter en station. Ne pas oublier de fermer la porte avant de peupler les ruchettes.

2.5 Traitement contre la varroase

Afin d’éviter la prolifération du varroa dans les ruchettes et selon le règlement de montée en station, un traitement contre la varroase est obligatoire. À ce titre, le plus simple est d’utiliser une solution d’acide oxalique par vaporisation. Au chapitre 4.4 on expliquera comment peupler les ruchettes et comment utiliser judicieusement ce produit.

Fig. 13 : Oxuvar 5,7%, contenant de 275g
En ajoutant 250ml d’eau du robinet à cette solution, on obtient un mélange à 3% que l’on peut utiliser dans un vaporisateur.

Vous pouvez vous en procurer chez tous les fournisseurs de matériel apicole. (Par exemple, avec la solution Oxuvar 5,7% de Andermatt BioVet AG que vous trouvez en format 275g. En ajoutant 250ml d’eau à la solution, on obtient un mélange à 3%, ce qui est idéal pour ce traitement.)

Pour plus de détails, consultez la fiche technique du produit.

2.6 Abeilles

Nous avons vu plus haut que nous avons besoin d’une ruche éleveuse. Il nous faudra aussi des abeilles pour peupler les ruchettes. Afin d’épargner cette belle colonie que l’on a utilisée comme ruche éleveuse, nous allons puiser les abeilles dans les ruches plus faibles, celles qui ne font/ne feront pas de récolte par exemple. L’important est qu’elles aient beaucoup de jeunes abeilles.

Pour obtenir les 1titi grammes d’abeilles que l’on doit mettre dans chaque ruchette, il faut compter un côté de cadre de corps Dadant rempli d’abeilles serrées. Je compte environ un cadre pour deux ruchettes. Pour une série de 2ti ruchettes, on a donc besoin de 1ti cadres d’abeilles, ce qui représente quasiment une ruche complète. Je

mets toujours 1-2 cadres en plus que nécessaire afin d’avoir suffisamment d’abeilles à la fin et ne pas devoir refaire l’opération de filtrage une deuxième fois pour compléter les dernières ruchettes.

2.7 Matériel de marquage et d’introduction

Fig. 14 : Petit matériel de marquage et d’introduction des reines : Vernis-colle, cagette Nicot, piston de marquage et pastilles numérotées.

Lorsque vos reines seront prêtes pour être introduites dans vos colonies, il faudra les marquer et les enfermer dans une cagette d’introduction. Là aussi il existe toute une panoplie de matériel de différentes sortes, je ne vais vous présenter ici que le matériel que j’utilise.

Pour marquer les reines, je les coince dans le piston de marquage et à l’aide du vernis colle je fixe une pastille de couleur sur le dos de la reine. Pour l’introduction, j’utilise des cagettes Nicot avec un petit peu de candis pour boucher l’entrée.

3 Planification

La planification d’un élevage est aussi essentielle que toute la pratique apicole qui lui est liée. En effet, pour pouvoir monter en station à la bonne date avec des ruchettes dans lesquelles la reine a éclos depuis quelques jours et qui présente une bonne cohésion de ses habitantes, il est primordial de respecter un calendrier strict.

Ce calendrier implique que contrairement à la pratique générale de l’apiculture où l’on peut toujours décaler les travaux au rucher, ici un respect strict du planning est nécessaire et cela implique parfois de devoir travailler sous la pluie ou par mauvais temps.

3.1 Quand pratiquer l’élevage ?

La première question essentielle qui se pose est : « Quand est-ce judicieux d’élever des reines ? » La réponse est simple si l’on observe la nature : pendant la saison de l’essaimage ! Eh oui, sans surprise, c’est quand la miellée est forte, que les températures et le soleil sont présents, que les conditions sont optimales pour que l’instinct naturel des abeilles les pousse à élever de nouvelles reines pour essaimer et se multiplier ou alors pour remérer.

C’est donc durant cette période (qui va de début mai à fin juin en fonction de l’emplacement géographique du rucher) que les conditions optimales sont remplies pour élever des reines.

Rien ne sert de commencer trop tôt, car si l’on veut faire féconder ses reines au rucher, les mâles seront peu nombreux et pas matures sexuellement et si l’on veut monter en station on risque d’avoir nos reines prêtes trop tôt ! Qui plus est, les températures en montagne début juin sont bien souvent fraîches et risquent de faire diminuer les succès de fécondation.

Les Moniteurs Éleveurs quant à eux commencent souvent plus tôt et terminent plus tard afin d’utiliser au maximum la période d’ouverture des stations. Mais pour un apiculteur qui va faire une seule série dans l’année, l’idéal est donc de commencer son élevage début juin pour monter en station mi-fin juin.

3.2 Cycle de développement de la reine

Pour bien comprendre comment planifier son élevage, il est nécessaire de maîtriser le cycle de développement de la reine.

Fig. 15 : Cycle de développement de la reine
Trois jours après la ponte, l’œuf éclot et devient larve. Entre le huitième et neuvième jour la cellule est operculée et la reine naît le seizième jour.

L’œuf pondu dans la cellule royale est exactement identique à un œuf d’ouvrière. La transformation sera activée par un changement de nourriture durant le stade larvaire. Si les ouvrières sont nourries de gelée royale puis de bouillie eau-miel-pollen durant cette phase, la reine sera, quant à elle, uniquement nourrie de gelée royale et qui plus est, d’une gelée royale avec une composition particulière.

On comprend dès lors pourquoi il est important de prendre des larves les plus jeunes possibles pour faire nos reines, car si les larves sont trop âgées, elles risquent d’avoir déjà été nourries avec de la bouillie et cela exercera une mauvaise influence sur le développement de la reine par la suite (risque de rejet d’élevage par les abeilles ou développement incorrect de la reine).

Autre étape clé : l’operculation de la cellule royale entre le 8e et le 9e jour depuis la ponte.

Durant les 10e et 11e jours, la dernière mue transforme la larve en nymphe. Les cellules sont particulièrement fragiles durant cette transformation et il est très important de ne pas les secouer ou les choquer durant ce laps de temps.

Au 13e jour la nymphe commence à avoir les yeux roses et la reine émergera au 16e jour.

En fonction de la température qui règne dans la ruche, la durée de développement peut varier de plus d’un jour.

Il faudra encore quatre à six jours pour qu’elle devienne mature sexuellement et qu’elle puisse se faire féconder. Raison pour laquelle il est important qu’elle reste dans la ruchette au moins deux jours.

3.3 Calendrier d’élevage

Contrairement à ce qui a été expliqué au chapitre précédent, et afin de faciliter les calculs, les éleveurs prennent comme jour de référence le jour de début de l’élevage et non pas le jour de la ponte des œufs. C’est-à-dire que le jour 0 est le jour où l’on effectue le transfert des larves (picking). Avec ce calendrier, les reines émergeront donc au 12e jour.

La deuxième référence temporelle est la date de montée en station, car il n’y a pas de flexibilité à ce niveau. En Valais, les stations sont ouvertes le samedi matin entre 7h00 et 9h00, il faut donc calculer la date du début de l’élevage en fonction de cette information.

Je ne vais pas détailler ici pour le moment la technique d’élevage (quel type de starter utiliser, etc.), car cela n’a que peu d’importance pour établir le calendrier.

En remontant depuis cette date, nous allons pouvoir définir le calendrier d’élevage. En prenant en compte le fait que, avant de monter en station, la reine devrait passer au moins 2 jours enfermée dans la ruchette accompagnée de ses abeilles afin d’établir une bonne cohésion de cette mini-colonie et en prenant en compte le cycle de développement vu précédemment, on obtient le calendrier suivant :

Jour	Opération
-1	Préparation du starter
0	Picking et introduction du cadre d’élevage
10	Préparation des ruchettes et introduction des cellules royales. Placer le tout à la cave
12	Émergence des reines
15	Montée en station
29	Récupérer les ruchettes en station

Afin de faciliter ce calcul et pour éviter de me tromper, j’ai réalisé un fichier Excel qui permet de préparer facilement notre planning.

On peut dès lors noter dans notre agenda les échéances importantes de notre élevage et ainsi ne pas louper une étape.

4 Élevage

Comme expliqué précédemment, la méthode d’élevage que je vais vous décrire maintenant est une méthode parmi tant d’autres. Mais cette méthode est la plus simple, celle qui demande le moins de manipulations et qui donne la plupart du temps d’excellents résultats. Je l’utilise depuis de nombreuses années et elle est idéale pour n’élever qu’une série de reines.

Les éleveurs parlent de Starter pour la colonie qui va commencer l’élevage des reines durant les 24-48 premières heures. Les abeilles du Starter vont bâtir le premier centimètre des cellules royales et vont créer le lit de gelée royale dans lequel baigneront les larves. Le Finisher est la colonie qui va s’occuper du reste de l’élevage, jusqu’à l’émergence. Quand on veut faire tirer beaucoup de cellules ou lorsque les conditions de miellée ne sont pas optimales (en dehors de la période d’essaimage par exemple), l’utilisation d’un Starter dans lequel on fera en sorte d’avoir une énorme quantité de jeunes abeilles amène souvent de meilleurs résultats. Cependant, cela demande une certaine technique et beaucoup de manipulations, ce qui rend cette méthode moins accessible à l’éleveur novice.

La méthode que je vais vous détailler est la méthode que j’appelle Méthode de la ruche éleveuse. Il s’agit d’une même ruche qui fera le rôle de Starter et de Finisher. De plus, étant donné que l’on utilise une ruche forte qui amènera certainement une très belle récolte, avec cette méthode nous allons utiliser au minimum cette colonie et la perte de récolte sera minime. Référez-vous au chapitre 2.1 pour savoir quelle colonie choisir.

4.1 Préparation de la ruche éleveuse

Si vous suivez mes conseils et que vous pratiquez votre élevage durant la belle saison, en pleine miellée, il n’est pas nécessaire de traiter particulièrement votre ruche éleveuse avant le jour J. En effet, nous sommes assez avancés dans la saison pour que la ruche ait suffisamment de jeunes abeilles, de miel et de pollen. Une petite visite de la colonie 3-4 semaines avant l’élevage peut vous rassurer sur la présence de 2 bons cadres de pollen ainsi que sur la grande quantité de couvains operculés. Si tel n’est pas le cas, il est peut-être judicieux de choisir une autre colonie.

Jour -1 | Jeudi 1er juin

Selon notre planification, je dois orpheliner ma colonie éleveuse et greffer les larves le vendredi 2 juin. Nous sommes la veille. Ma colonie est forte, elle a une hausse déjà pleine d’abeilles et avec un peu de miel. Je vais poser les chasses abeilles pour enlever les hausses et pour densifier les abeilles dans la colonie.

Jour 0 | Vendredi 2 juin

Fig. 16 : Ruche éleveuse
Situation de la ruche éleveuse après retrait de la hausse.

Je me rends au rucher en début de journée quand le calme règne encore au rucher. Je profite, pour commencer d’enlever la hausse et de brosser les éventuelles abeilles qui s’y trouvent encore. Je vais la replacer sur une autre ruche qui est forte et qui a besoin de place dans les hausses.

J’ouvre ensuite la ruche et je constate avec plaisir qu’elle déborde d’abeilles : les 11 cadres de ma ruche sont complètement couverts d’abeilles.

Mission du jour : Enlever le maximum de couvain ouvert ainsi que la reine. En effet, plus il y aura de restes de couvain ouvert, plus les abeilles auront de larves à disposition pour tirer des cellules. Or, nous voulons qu’elle tire des cellules sur les larves que je vais introduire bientôt. Je visite donc la ruche et enlève 5 cadres avec du couvain ouvert ainsi que la reine. Je récupère un cadre de miel dans ma réserve ou en prélève un dans une autre ruche et je mets le tout dans une ruchette 6 cadres, à l’opposé de mon rucher, nourrisseur rempli.

Fig. 17 : Ruche éleveuse
Situation de la ruche éleveuse après retrait du couvain ouvert et ajout d’une cire gaufrée

Je resserre les cadres restant dans ma colonie, ajoute une cire en bordure du couvain (afin de leur donner du travail de construction pour qu’elles ne construisent pas entre les cellules royales) et je prépare un vide au centre entre 2 cadres de couvain operculé.

Nous sommes maintenant prêts à introduire le cadre d’élevage. Il faut quand même attendre au moins 3 heures pour que la ruche se sente orpheline, sinon elle n’acceptera pas les larves à élever.

4.2 Greffage

Nous avons expliqué qu’il est nécessaire de prélever des larves d’un à deux jours maximum. Voici ce à quoi ressemblent des larves d’un tel âge :

Fig. 18 - 20 : Larve d’un à deux jours
Picking Suisse (en haut à gauche)
Larve déposée dans sa cupule (en haut à droite et en bas à droite) Picking chinois (en bas à gauche)

Une fois que l’on a identifié les bonnes larves et qu’il y en a en suffisance, il n’y a pas grand-chose à expliquer quant à la technique de greffage (picking) : il faut pratiquer ! Le but étant de transférer les larves du cadre provenant de la mère pour les déposer délicatement dans les cupules. Ne craignez pas de traverser le cadre au début ou de devoir vous y reprendre à plusieurs fois, ce n’est pas un geste des plus évidents et il nécessite de bons yeux. En cas de besoin, le Moniteur Éleveur vous donnera un coup de main avec plaisir.

Le seul élément important est de ne pas blesser la larve lors du transfert. Avec un picking suisse, l’idéal est de prendre la larve depuis son dos (côté extérieur du croissant) et de la déposer délicatement au milieu de la cupule en commençant par les extrémités, puis le dos.

Avec un peu de pratique, on peut facilement greffer une trentaine de larves en cinq à dix minutes.

Astuces : En fonction de la luminosité, j’utilise souvent une lampe frontale afin d’éclairer le fond des cellules. Plusieurs collègues utilisent des lunettes avec un fort grossissement. On en trouve même avec des lumières intégrées sur le côté ! Il est aussi plus facile de poser le cadre sur un support légèrement incliné afin de ne pas avoir à le tenir.

Fig. 21 & 22 : Matériel divers
Chevalet pour poser le cadre de greffage et lunettes loupe avec lumière intégrée.

Une fois que toutes les cupules sont occupées, vous pouvez introduire le cadre dans l’espace libre de votre ruche éleveuse. Si vous allez chez un Moniteur Éleveur pour faire le picking et que vous devez retourner à votre rucher pour introduire le cadre, il suffit de l’enrouler avec un linge humide et de le placer dans une ruchette.

Fig. 23 : Ruche éleveuse avec le cadre d’élevage
Le cadre d’élevage est introduit dans l’espace vide au milieu de la ruche. Les abeilles vont rapidement prendre en élevage nos larves.

Les larves supportent sans problème d’être une heure hors de la ruche. L’essentiel est qu’elles ne dessèchent pas. Notre ruche éleveuse est à présent complète et les abeilles vont directement commencer à s’occuper de nos larves.

Fig. 24 : Starter fermé
Utilisation d’une ruchette 6 cadres à l’image d’un starter fermé permet de transporter le cadre d’élevage dans de bonnes conditions.

Si pour une raison ou une autre vous avez besoin de plus de temps pour retourner au rucher, vous pouvez sans autre mixer l’utilisation d’un starter fermé et celui de la ruche éleveuse. Pour ce faire, vous pouvez prélever dans la ruche éleveuse quelques cadres bien chargés d’abeilles et les mettre dans une ruchette fermée, en laissant un espace vide au milieu pour notre cadre d’élevage. On prendra soin de scotcher comme couvre cadre un film en plastique. Il est important aussi que cette caisse soit bien aérée. J’utilise personnellement un Apibox auquel je retire la planche de fond.

Lorsque votre cadre d’élevage est prêt à être introduit, il suffit de donner un coup de cutter au film en plastique sur l’espace vide et d’introduire le cadre au travers de cette ouverture. Ainsi, les abeilles qui peuplent la ruche vont rester bien sagement dans la caisse.

Une fois le cadre introduit, il peut rester ainsi sans problème quelques heures. Dès votre retour au rucher, vous pouvez à nouveau replacer tous les cadres dans la ruche éleveuse pour laisser à un maximum de jeunes abeilles le soin de s’occuper des larves.

Jour 1 | Samedi 3 juin

Fig. 25 : Cellule royale d’un jour
On remarque environ 1cm de cire (base de la cellule royale) ainsi qu’une grande quantité de gelée royale entourant la larve.

Après 24h, vous pouvez jeter un coup d’œil à votre cadre d’élevage pour voir combien de larves ont été acceptées. On remarque que les abeilles ont construit un petit bout de cire d’un centimètre environ sur la cupule et que la larve baigne dans de la gelée royale.

La quantité de larves que prend en élevage la colonie éleveuse dépend de multiples facteurs : la période d’élevage, la météo durant ces quelques jours, la propension de la colonie à élever, la quantité de nourriture et pollen présente dans la ruche et bien d’autres critères encore. Par exemple, il m’est arrivé d’obtenir du 100% de réussite lors d’une période pluvieuse où les abeilles ne pouvaient pas sortir de la ruche et, à contrario, d’avoir de mauvais résultats en pleine miellée.

Cependant, en suivant cette méthode, on peut compter sur un taux de réussite de 50-70% (quelles que soient les influences externes). En ayant greffé 30 larves, on arrive sans problème à nos 15-20 reines souhaitées.

4.3 Pose des bigoudis / couveuse

Jour 6 | Jeudi 8 juin

Entre le cinquième et le sixième jour, les abeilles vont operculer les cellules. En fonction de l’âge des larves que vous avez prélevées, cela peut varier facilement d’un jour. À ce stade deux possibilités s’offrent à vous :

Mettre les bigoudis autour des cellules pour les protéger en cas d’éclosion d’une cellule royale qui est ailleurs dans la ruche que sur le cadre d’élevage
Transférer les cellules dans une couveuse

Fig. 26 & 27 : Cellules operculées
Cellules operculées (en haut) et cellules protégées avec les bigoudis (en bas)

Dans le premier cas, il suffit de sortir le cadre et de brosser délicatement les abeilles pour pouvoir glisser les bigoudis autour de chaque cellule. Cela se fait assez facilement en principe, mais il se peut que l’envie de bâtir des abeilles a été telle qu’elles ont construit entre les cellules. Il faut alors utiliser une lame chauffée afin de découper délicatement l’excédent de construction pour que la cellule passe dans le bigoudi. Si nous avons mis toutes les chances de notre côté en ajoutant une cire gaufrée et en utilisant un cadre d’élevage où les cellules sont serrées au maximum, on ne devrait pas avoir beaucoup de problèmes.

Si vous décidez d’utiliser une couveuse, il suffit de transférer vos cellules (protégées par les bigoudis) dans celle-ci en ayant préalablement réglé une température de 35°C et en ayant vérifié que le taux d’humidité soit élevé (entre 60 et 75%).

On trouve facilement dans le commerce de petites couveuses pour œufs de poule pour une centaine de francs. Ces couveuses électroniques peuvent régler la température et indiquent le taux d’humidité. Un petit ventilateur permet d’avoir une température homogène dans toute la boîte. On arrive facilement à bricoler un support pour y mettre nos cellules avec leurs bigoudis.

Fig. 28 & 29 :Couveuses
Couveuses à œufs de poule. Réglage électronique, ventilation, contrôle de l’humidité.

Cette technique comporte plusieurs avantages : les cellules resteront à bonne température quelle que soit la météo et vous avez fini d’utiliser la ruche éleveuse plus tôt.

Vous pouvez donc récupérer les cadres de couvain ainsi que la reine et réintroduire le tout dans votre colonie et remettre les hausses. Votre colonie n’aura été utilisée que 6 jours et vous ne remarquerez même pas la différence au niveau récolte.

Voir partie 2: 4.4 Préparation des ruchettes

Devenir Apiculteur Éleveur (partie 2)

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Ceci est la suite de l'article « Devenir apiculteur éleveur »

4 Élevage (suite)

4.4 Préparation des ruchettes

Jour 10 | Lundi 12 juin

Au dixième jour d’élevage, la nymphe a les yeux déjà bien colorés. Elle a éclos de son cocon et n’est plus sensible aux chocs. De plus, elle craint moins les variations de température. On peut dès lors envisager de transférer les cellules dans les ruchettes de fécondation.

Fig. 30 : Cellule vide
À l’aide d’une lampe, on peut facilement voir la nymphe dans sa cellule. Ici, la larve morte est collée au fond de la cellule. On voit clairement la transparence de celle-ci.

Avant toute chose, il est judicieux de contrôler si les nymphes sont vivantes dans les cellules. Cela serait dommage de prendre beaucoup de temps pour préparer les ruchettes pour finalement introduire des reines mortes.

Pour ce faire, il suffit de mirer les cellules à l’aide d’une lampe de poche. À ce stade du développement, on devrait voir bouger la reine ou, en retournant la cellule, la voir glisser d’un côté à l’autre. On peut ainsi vérifier combien de cellules sont bonnes.

Même en couveuse, il arrive régulièrement qu’une ou deux cellules n’arrivent pas à terme.

Une fois que l’on connaît le nombre de reines vivantes, on peut se mettre au travail pour la préparation des ruchettes. Nous avons expliqué au chapitre 2.3 comment préparer les ruchettes.

Fig. 31 : Ruchettes prêtes à être remplies
On pose les ruchettes à l’envers et ouvertes, prêtes à être remplies d’abeilles.

On peut maintenant les poser à l’envers et ouvertes, prêtes pour accueillir les abeilles. On profite à ce moment-là de contrôler que la grille à reine qui ferme l’entrée de la ruchette est bien en position ouverte. Il est toujours compliqué de devoir l’ouvrir en station lorsque les abeilles vont sortir pour la première fois depuis plusieurs jours.

Fig. 32 & 33 : Filtreuse prête au service
Ne pas oublier de sangler l’ensemble et de vérifier que l’on a bien enlevé le couvercle amovible. Parole d’expérience…

On prépare ensuite notre filtreuse, le pulvérisateur d’acide oxalique et la brosse.

On va ensuite ouvrir une ou plusieurs ruches pour prélever des abeilles. Cadre après cadre, on va pulvériser la solution d’acide oxalique (3 à 4 ml par face de cadre) puis brosser par petits coups secs les abeilles dans l’entonnoir afin de les faire tomber dans la filtreuse. Ce n’est pas grave si des abeilles s’envolent, ce sont les butineuses et nous voulons garder que les jeunes abeilles.

On recommence l’opération pour le nombre de cadres souhaités en fonction du nombre de ruchettes à peupler (10-12 pour une vingtaine de ruchettes).

Une fois ce travail terminé, on peut lever la filtreuse en la prenant de chaque côté et la taper un petit coup sec sur le sol pour faire tomber les abeilles, enlever l’entonnoir et fermer le trou de passage, ce travail ainsi que la suite des opérations est bien plus facile à réaliser avec l’aide d’un collègue.

Fig. 34 : Filtrage
En enfumant légèrement les abeilles par le dessus (grâce au grillage du couvercle amovible) on force les abeilles à descendre dans la partie basse de la filtreuse.

On prépare ensuite l’enfumoir (avec beaucoup de fumée) et le couvercle amovible. On enlève la sangle qui maintient ensemble le tout et on va de nouveau lever la filtreuse et lui donner un coup sec sur le sol pour faire tomber les abeilles. Sans attendre, la deuxième personne va enlever le couvercle et introduire rapidement le couvercle amovible.

Nous avons maintenant le temps d’enfumer légèrement et petit à petit les abeilles pour les faire passer dans la partie basse de la filtreuse. Lorsque l’on sent que le couvercle bute sur la grille à reine, on peut arrêter. Il ne sert à rien de forcer, nous ne ferions que d’écraser les mâles et les abeilles restantes.

Quand toutes les abeilles ont passé à travers la grille à reine, on procède de la même manière que pour enlever le couvercle (petit coup sec sur le sol) et on enlève la hausse pour la remplacer par le couvercle de la ruchette. Arrive l’opération de remplissage. À l’aide de notre mesurette ou de notre louche à soupe, on va prendre les 100 grammes d’abeilles environ pour les verser dans les ruchettes.

Fig. 35 : On verse une louche d’abeille
dans chaque ruchette et on
les ferme aussitôt. Afin que
les abeilles ne s’envolent pas
trop on peut les asperger
avec un peu d’eau. Ne pas les
noyer non plus !

Pendant qu’un apiculteur s’occupe de ça, l’autre s’occupera de fermer les ruchettes. Afin que les abeilles ne s’envolent pas trop, on peut légèrement les mouiller avec un vaporisateur de temps à autre. Une autre solution est de laisser la caisse à la cave durant la nuit et de peupler les ruchettes au matin lorsqu’il fait frais. Les abeilles, engourdies, ne bougeront que très peu.

Une fois que toutes les ruchettes sont remplies et fermées, on peut libérer les mâles et les abeilles restantes dans le haut de la filtreuse et ranger le matériel. On amènera les ruchettes à la cave ou dans un endroit frais et sombre pour les prochains jours.

Deux-trois heures après le filtrage, on peut directement introduire les cellules royales dans les mini-colonies.

Si vous avez utilisé une couveuse, votre travail est terminé et si, au contraire, vous avez gardé les cellules dans la ruche éleveuse, vous pouvez remettre les cadres mis de côté ainsi que la reine dans celle-ci et lui remettre la hausse.

5 Montée en station et utilisation des reines

5.1 Montée en station

Jour 14 | Vendredi 16 Juin

La veille de monter en station, on contrôle que toutes les reines sont bien nées. Cela devrait faire deux jours que les reines auraient dû naître (plus ou moins un jour en fonction de l’âge des larves au moment du greffage), mais dans tous les cas celles qui ne sont pas nées le 14e jour ne naîtront jamais et il ne sert à rien de les monter en station.

C’est aussi le bon moment pour contrôler et remplir la feuille de montée en station qui vous aura été fournie par le Moniteur Éleveur chez qui vous avez été prélever du couvain. Et si vous ne l’avez pas encore fait, il est aussi temps d’avertir le responsable de la station de votre venue.

Jour 15 | Samedi 17 Juin

Tôt le matin, vous pouvez embarquer vos ruchettes pour vous rendre dans la station conseillée par votre Moniteur Éleveur, soit les Toules ou Moiry en Valais. Elles sont ouvertes en Valais entre juin et septembre. En arrivant, vous devez présenter votre formulaire de montée en station au responsable présent sur place. Il vous indiquera où vous pouvez mettre vos ruchettes et effectuera des contrôles aléatoires pour vérifier que tout est en ordre dans vos ruchettes (Marquage de vos initiales sur chaque ruchette, absence de mâles, nourriture en suffisance...)

5.2 Récupération des ruchettes

Jour 29 | Samedi 1er Juillet

Après 2 semaines passées en villégiature à la montagne, il est grand temps pour vos ruchettes de redescendre dans leurs ruchers respectifs. Comme pour la montée en station, vous devez vous présenter tôt le matin pour récupérer vos ruchettes. Sur place, avant de les fermer, vous pouvez fermer la grille à reine afin d’être sûr que la reine ne ressortira pas en plaine pour un dernier vol nuptial.

Fig. 37 : Ruchettes de retour
Un endroit ombragé et à distance d’autres
ruches est idéal pour stocker ses ruchettes.

De préférence, vous pouvez trouver un endroit ombragé pour déposer vos ruchettes, éloignées d’un gros rucher. En cas de disette ou de faible population dans une ruchette, celle-ci se ferait immédiatement détruire par les fortes colonies.

Après quelques jours, vous pouvez visiter vos mini-colonies et vérifier la présence de ponte. Parfois, lorsqu’il a fait froid en montagne, les reines ont besoin de quelques jours pour reprendre la ponte en plaine. Si après une semaine il n’y a toujours pas de ponte, videz rapidement ces ruchettes afin d’éviter le pillage.

On peut sans problème garder ces reines quatre à six semaines dans les ruchettes. Passé ce délai, il est important de donner de la place en enlevant le nourrisseur et en le remplaçant par 2 cadrons. Vérifiez aussi régulièrement la nourriture et complétez avec du candi ou à l’aide d’un nourrisseur afin qu’elles aient toujours assez à manger.

5.3 Marquage / Préparation de l’introduction

Une fois que la reine pond dans sa ruchette d’une manière optimale, on attend en général la naissance de la première génération d’abeilles au moins avant d’introduire la reine dans une autre colonie.

À ce moment-là, on prépare le matériel présenté au point 2.7 : Pastille, colle et un cure-dent, cagette, candi, scotch, lève cadre et enfumoir.

La première étape consiste à préparer la cagette en remplissant la partie avant de candi. Il faut veiller à ce qu’il ne soit ni trop coulant (les abeilles s’y noieraient) ni trop dur (les abeilles auraient de la peine à le manger et la libération de la reine prendrait trop de temps).

Fig. 38 : Matériel de marquage
Colle de couleur, pastilles, cure-dent, cagette
préparée avec du candi, piston de marquage.

On prépare sur une table la colle ainsi qu’une pastille (prévoir une deuxième au cas où la première tomberait) et un cure-dent dont on aura préalablement humidifié l’extrémité.

On ouvre alors la ruchette et on sort les cadrons un à un afin de trouver la reine. Dès qu’on l’a trouvée, on la prend par l’abdomen entre les doigts ou alors par les ailes afin de la déposer dans le piston de marquage. Je laisse la ruchette ouverte pendant l’opération de marquage, car nous aurons encore besoin de prélever des abeilles par la suite.

Fig. 39 : Pose de la pastille
Après avoir déposé un peu de colle de
couleur sur l’abdomen de la reine, on prend
une pastille à l’aide d’un cure-dent dont on
a au préalable humidifié la pointe et on
vient la déposer doucement. On maintient
la pression quelques secondes avant de l
ibérer la pression exercée sur la reine par le piston.

On coince la reine entre les mailles du filet du piston de marquage (sans avoir peur de bien la serrer, la mousse la protège contre une trop forte pression), on lui dépose sur le dos une bonne goute de colle, puis à l’aide du cure-dent, on prélève la pastille et on vient la déposer sur la goutte. J’exerce une légère pression pendant quelques secondes puis relâche directement la pression du piston. Je laisse ainsi la reine une bonne minute dans cet endroit afin de laisser la colle tranquillement sécher.

J’introduis ensuite la reine dans la cagette puis prélève environ six jeunes abeilles dans la ruchette pour les mettre comme accompagnatrices dans la cagette. Une fois l’opération terminée, je mets un tour de scotch autour de la cagette pour éviter toute ouverture intempestive.

Une vidéo qui montre la procédure complète du marquage d’une reine est disponible à cette adresse : https://favr.ch/elevage/tutoriels/

5.4 Introduction des reines

Comme pour l’élevage, il existe autant de méthodes d’introduction qu’il existe d’apiculteurs. Méthode des 9 jours, des 7 jours, en trempant la reine dans du miel, en écrasant l’ancienne reine sur la cagette et en l’introduisant directement, et j’en passe. Je vais vous expliquer ici une méthode éprouvée pour réussir au mieux l’introduction de reines de qualité. Libre à vous de tester d’autres méthodes en fonction de vos préférences et de votre pratique apicole.

5.5 Colonies de production

Le principe de base et essentiel pour introduire une nouvelle reine est que la colonie doit se sentir orpheline. Cela paraît évident, mais j’ai vu beaucoup d’introductions loupées, car on n’a pas vérifié ce paramètre avant d’introduire notre cagette. De nos jours, il arrive souvent qu’une deuxième reine soit présente dans la ruche (remérage) et on pense être tranquille lorsque l’on a trouvé la reine marquée et qu’on l’a enlevée de la ruche.

Afin d’être certain que la ruche est orpheline et de mettre toutes les chances de notre côté pour introduire ces reines de qualité, je vous propose, pour les colonies de production, la méthode d’introduction à sept jours :

On orpheline notre colonie et sept jours après on vérifie la présence de cellules royales. On est dès lors sûr que la colonie est orpheline et déjà en train d’élever de nouvelles reines. Elle ne sera donc pas surprise de voir apparaître une jeune reine. On peut directement introduire la cagette au milieu de la ruche, entre 2 cadres (sans oublier d’enlever la petite protection de l’entrée de la cagette, et sans enlever les accompagnatrices). Inutile d’enlever les cellules royales.

Après 24h, on vérifie si la reine a pu sortir de sa cagette. Si ce n’est pas le cas, on gratte la quasi-totalité du candi restant et on réintroduit la cagette, puis on revérifie le lendemain. Si la reine est sortie de sa cagette, on referme la ruche sans la visiter afin de ne pas effrayer la reine. Il faut attendre au moins une semaine avant de vérifier si elle a été acceptée.

Je pratique cette méthode pour l’introduction de mes reines pures depuis plus de 15 ans et ai un excellent taux de réussite. Si par hasard, les abeilles ne détruisent pas les cellules et que la reine n’est pas acceptée, je considère qu’il y a un problème avec la reine que j’ai introduite et je laisse la ruche élever sa propre reine pour la remplacer plus tard.

La période idéale pour remplacer ses reines des colonies de production est la fin de l’été-automne. Durant cette période, il y a moins de monde dans les ruches, les reines sont plus faciles à trouver, nous disposons de jeunes reines dans nos ruchettes et les colonies sont plus propices à l’acceptation d’une jeune reine. On aura ainsi également épargné un traitement à la nouvelle reine. Il conviendra toutefois d’attendre au moins 3 semaines après l’introduction de la nouvelle reine avant de faire le deuxième traitement (ou l’introduire après le deuxième traitement).

5.6 Nucléus

Pour les nucléus, on peut sans autre introduire directement la reine lors de la formation de celui-ci. Il est même préférable de ne pas laisser cette petite colonie sans reine trop longtemps afin d’éviter le pillage.

6 Pour aller plus loin

J’espère, grâce à ce document, avoir pu donner envie aux apiculteurs de devenir Apiculteurs Éleveurs et d’entrer dans le monde fascinant de l’élevage. Les techniques décrites dans ce document sont un fil conducteur de base. Si vous voulez progresser, il est essentiel de pratiquer, d’élever, d’élever et d’encore élever, mais aussi d’approfondir vos connaissances afin de maitriser plusieurs techniques d’élevage qui pourront être comme plusieurs cordes à votre arc et ainsi vous donner plus de flexibilité dans vos travaux au rucher.

Voici une liste d’ouvrages qui vous permettront d’en apprendre plus sur l’élevage et la sélection et que je vous conseille vivement :

L’apiculture, une fascination. Tome 3. Editions SAR. ISBN 9783952386606
Pratique de l'élevage en apiculture. Questions et réponses. Karl Weiss
L'élevage des reines. Gilles Fert. ISBN 9782840388173

Je vous souhaite plein succès dans cette belle aventure et surtout beaucoup d’échanges et de plaisir!

Pour le Groupement Valaisan des Moniteurs Éleveurs SAR
Julien Balet

Voir aussi :

Sources des illustrations

4, 5, 7, 10, 11, 12, 14, 16, 17, 23, 24, 31, 32, 33, 34, 35, 36, 37, 38, 39 Julien Balet
1, 18, 19, 20, 27, 30 L’Apiculture, une fascination. SAR
2, 3, 6, 8, 9 Bienen-Meier
13 Andermatt Biovet
15, 25, 26 L’élevage des reines. Gilles Fert
21 Apimat

Auteur

Groupement Valaisan des Moniteurs Éleveurs SAR - Julien Balet

Impressum

Remerciements

Un grand merci à Yves Laurent Martignoni, François Juilland et Pierre Brawand pour la relecture du document.

Merci également aux éditions SAR d’avoir gracieusement autorisé l’utilisation de la charte graphique ainsi que du contenu tiré de la collection l’Apiculture, une fascination.

Les nourrices ne nourrissent pas que le couvain : la gelée nourricière circule aussi entre adultes

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. L’essentiel en bref

L’étude suit, pendant une seule nuit, la circulation de la gelée nourricière produite par 100 nourrices dans deux colonies de taille normale.
Elle montre que cette gelée ne va pas seulement au couvain : une part importante est aussi donnée aux abeilles adultes, y compris à des ouvrières plus âgées, à des butineuses et à des faux-bourdons.
Au cours de cette nuit d’observation, les très jeunes larves ont été repérées moins souvent comme recevant cette nourriture que les larves plus âgées.
Chez les adultes, les plus jeunes ouvrières reçoivent en moyenne plus souvent et en plus grande quantité que les plus âgées, mais les échanges restent larges dans toute la colonie.
Pour le rucher, l’intérêt principal est de compréhension : les nourrices transforment les protéines tirées du pollen en gelée nourricière via leurs glandes, et cette nourriture ne soutient pas seulement le couvain, mais aussi une partie importante des abeilles adultes. Les proportions exactes doivent toutefois être lues avec prudence, car l’étude ne porte que sur deux colonies et une seule nuit.

2. Ce que montre l’étude

Cette étude ancienne, mais importante, décrit la colonie comme un système actif de redistribution des protéines par les nourrices.

Question. Karl Crailsheim cherche ici à quantifier le flux de « jelly » dans une colonie d’abeilles. Dans ce contexte, il ne s’agit pas de la seule gelée royale au sens strict, mais plus largement de la gelée nourricière riche en protéines produite par les nourrices à partir de leurs glandes hypopharyngiennes. La question est simple, mais importante : cette nourriture sert-elle presque exclusivement au couvain et à la reine, ou circule-t-elle aussi de façon notable entre adultes ?

Méthode. L’étude a été menée en Autriche, dans un contexte d’Europe tempérée assez proche de celui de nombreux ruchers suisses, sur deux colonies d’Apis mellifera carnica occupant 9 à 10 cadres, en pleine période d’élevage du couvain. Dans chaque colonie, 100 nourrices âgées de 9 jours ont reçu un acide aminé radio-marqué (¹⁴C-phénylalanine). Après une nuit passée dans la colonie, l’auteur a mesuré où ce marqueur s’était retrouvé : chez des ouvrières d’âges différents, chez des butineuses identifiées, chez des faux-bourdons, chez les larves à différents stades, ainsi que dans le miel et le pain d’abeille. L’idée était de suivre, non pas chaque échange, mais la destination finale d’une partie des protéines transformées par les nourrices.

Résultats. Le point central est clair : la gelée nourricière ne va pas seulement aux larves. Mais les deux colonies divergent nettement sur la répartition précise entre adultes et couvain. Dans la première, une part importante de la gelée distribuée par les nourrices a été retrouvée chez les abeilles adultes, alors que dans la seconde, la part allant aux larves était beaucoup plus élevée. En chiffres, la colonie 1 montre environ 52 % de la gelée retrouvée chez les ouvrières, alors que dans la colonie 2 cette part tombe à environ 39 %, tandis que la part retrouvée chez les larves ouvrières monte jusqu’à environ 66 %. En une seule nuit, la gelée provenant de ces 100 nourrices a atteint environ 9,6 % et 15,6 % de l’ensemble des ouvrières selon la colonie, et 17,5 % d’un grand échantillon de faux-bourdons. Chez les ouvrières, les plus jeunes adultes ont été nourris plus souvent et, en moyenne, en plus grande quantité que les plus âgés. Chez les larves, ce sont les stades un peu plus avancés qui ont été le plus souvent repérés comme recevant cette nourriture au cours de la nuit mesurée. Aucune radioactivité n’a été retrouvée dans les échantillons de miel ni de pain d’abeille.

Interprétation. L’étude soutient donc l’idée que les nourrices jouent un rôle de redistributrices de protéines à l’échelle de toute la colonie, et pas seulement de nourrices du couvain. Plus précisément, elles transforment les ressources protéiques qu’elles consomment en gelée nourricière, puis redistribuent cette nourriture glandulaire à d’autres membres de la colonie. Le résultat est particulièrement intéressant pour les butineuses et les faux-bourdons : même s’ils consomment peu ou pas de pollen directement, ils reçoivent malgré tout des protéines sous une forme déjà transformée. L’auteur propose aussi que les échanges importants entre nourrices puissent avoir une dimension d’information sociale, mais ce point relève davantage de l’interprétation que d’une démonstration directe.

Autrement dit, cette étude invite à voir la colonie non comme une juxtaposition d’individus qui se nourrissent chacun pour soi, mais comme un système où une fraction importante de la nutrition protéique transite par les nourrices sous forme de gelée nourricière avant d’être redistribuée. C’est probablement son apport le plus utile pour l’apiculteur : mieux comprendre que l’état des nourrices et de leurs sécrétions nutritives influence bien plus largement la colonie que le seul élevage du couvain.

Repères terminologiques

Gelée royale, gelée nourricière, trophallaxie adulte : des notions à distinguer

Les abeilles nourrices produisent des sécrétions protéiques via leurs glandes hypopharyngiennes, mais ces sécrétions ne sont pas toutes identiques. La gelée royale au sens strict est associée à l’alimentation des larves destinées à devenir reines. À côté d’elle, on distingue aussi une gelée de nourrissement des larves ouvrières (worker jelly), de composition voisine mais quantitativement différente. Des travaux comparatifs ont mis en évidence des différences significatives entre gelée royale et gelée d’ouvrière, notamment pour les protéines, le 10-HDA et certains sucres (Wang et al., 2016).

Ce que Crailsheim (1992) mesure est encore autre chose : le transfert, par trophallaxie, de sécrétions hypopharyngiennes protéiques entre adultes au sein de la colonie. Ce flux inter-adulte a été démontré par marquage radioactif dans plusieurs travaux proches (Crailsheim, 1991, 1992 ; Lass & Crailsheim, 1996). Il ne s’agit donc pas simplement de « gelée royale » au sens commercial ou apicole courant, mais d’un ensemble plus large de nourritures glandulaires distribuées dans la colonie.

En résumé : quand Crailsheim parle de « jelly », il désigne une notion plus large que la seule gelée royale. Cette notion recouvre plus largement les sécrétions nutritives produites par les glandes hypopharyngiennes et distribuées à différents membres de la colonie. En revanche, la composition exacte de ce qui est transmis entre adultes reste encore moins bien documentée que celle des nourritures larvaires.

3. Regard critique

Les résultats sont marquants, mais ils viennent d’un protocole lourd, mené sur peu de colonies et sur un temps très court.

Forces de l’étude. Pour l’époque, le protocole est ambitieux. Il suit un traceur métabolique dans des colonies de taille normale, et non dans des cages simplifiées ou de très petits groupes. L’auteur ne s’intéresse pas seulement au couvain : il compare plusieurs classes d’âge d’ouvrières, inclut les butineuses, les faux-bourdons, la reine et plusieurs stades larvaires. L’étude documente ainsi un aspect souvent sous-estimé de la biologie sociale : la circulation interne des protéines. Les travaux proches publiés ensuite vont globalement dans le même sens et rendent l’idée d’une redistribution protéique par les nourrices plus crédible sur le plan biologique, même s’ils ne reprennent pas tous exactement le même dispositif expérimental (Crailsheim, 1991; Lass & Crailsheim, 1996; Camazine et al., 1998).

Limites méthodologiques. La prudence reste toutefois nécessaire. D’abord, l’étude porte sur seulement deux colonies et une seule nuit. Elle donne donc une photographie utile, pas une moyenne générale valable pour toutes les colonies, toutes les saisons et tous les contextes. Ensuite, la méthode repose sur plusieurs hypothèses et extrapolations : seuils de détection, estimation de la structure d’âge de la colonie, calcul du « jelly spent » à partir du marqueur non retrouvé chez les nourrices. Le fait que le bilan global de récupération du marqueur soit de 69 % dans une colonie et de 106 % dans l’autre ne traduit pas seulement une imprécision ordinaire : un résultat supérieur à 100 % montre que la reconstruction du flux atteint ici ses limites méthodologiques et qu’une partie des calculs dépend fortement des hypothèses retenues.

Biais possibles et confusions. Les différences entre les deux colonies sont elles-mêmes très importantes. Dans l’une, la part retrouvée chez les adultes est nettement plus forte ; dans l’autre, c’est le couvain larvaire qui domine davantage. L’auteur avance des explications biologiques plausibles : quantité de couvain, stade physiologique des nourrices, différences de comportement entre colonies. Mais cette variabilité signifie aussi qu’il serait excessif de transformer les pourcentages observés en règle pratique. De plus, l’étude suit le devenir d’un groupe précis de nourrices âgées de 9 jours ; elle ne décrit pas directement l’ensemble des échanges trophallactiques de toute la colonie. Les études ultérieures renforcent donc surtout le mécanisme général, davantage que les proportions chiffrées observées ici.

Ce qu’on ne peut pas conclure. Cette étude ne démontre pas que tous les adultes dépendent au même degré de cette gelée nourricière. Elle ne permet pas non plus de conclure qu’un déficit de pollen se traduira automatiquement, dans n’importe quel rucher, par telle ou telle baisse mesurable chez les butineuses ou les faux-bourdons. Enfin, elle ne justifie pas à elle seule un nourrissement protéique systématique : elle éclaire d’abord un mécanisme biologique, sans tester une intervention pratique au rucher. Les travaux complémentaires suggèrent en outre que cette redistribution pourrait aussi participer à une régulation plus large du butinage du pollen, mais ce rôle fonctionnel reste encore surtout mécanistique et ne débouche pas directement sur une recommandation technique simple au rucher (Camazine et al., 1998).

Il faut aussi rappeler qu’il s’agit d’un travail publié en 1992. Cela n’enlève pas sa valeur fondatrice, mais invite à le lire comme une étude de biologie sociale très instructive, pas comme une recommandation technique prête à l’emploi.

4. Ce que montrent les autres études proches

Les travaux les plus proches vont globalement dans le même sens. Dans de petites colonies libres, Crailsheim a déjà montré que des nourrices marquées au ¹⁴C-phénylalanine transmettaient de la gelée nourricière, non seulement à la reine et au couvain, mais aussi à des ouvrières de différents âges, à des nourrices du même âge, à des butineuses et à de jeunes mâles (Crailsheim, 1991). L’étude de 1992 prolonge ce constat à des colonies de taille normale : il s’agit donc moins d’un résultat isolé que d’une ligne de résultats cohérente (Crailsheim, 1991, 1992).

Des travaux ultérieurs ont surtout précisé le cadre biologique de cette redistribution. Une étude de 1996 a montré que des abeilles maintenues en cage continuaient à nourrir d’autres adultes, mais avec des glandes hypopharyngiennes moins développées et une quantité de nourriture protéique transmise nettement plus faible que chez des abeilles du même âge restées dans la colonie (Lass & Crailsheim, 1996). En 1998, une autre étude a suggéré que cette trophallaxie protéique pouvait aussi jouer un rôle de signal : lorsque les réserves en pollen augmentaient, les nourrices transféraient davantage de protéines marquées, sous forme de nourriture glandulaire, aux butineuses à pollen, tandis que celles-ci réduisaient rapidement leur récolte (Camazine et al., 1998).

Enfin, une étude plus récente apporte surtout un complément méthodologique utile. Langlands et al. (2021) ont confirmé qu’un marquage au ¹⁴C-phénylalanine permettait bien de suivre le transfert trophallactique de sécrétions protéiques des glandes hypopharyngiennes. Mais les receveurs étaient ici des petits coléoptères de la ruche et non des abeilles adultes de la colonie : ce travail soutient donc le mécanisme général et l’approche expérimentale, sans constituer une réplique directe du résultat central observé chez Crailsheim.

Au total, les études convergent pour décrire les nourrices comme un centre de redistribution protéique à l’échelle de la colonie, même si peu de travaux mesurent ce flux aussi directement que l’article de 1992 (Crailsheim, 1991; Lass & Crailsheim, 1996; Camazine et al., 1998; Langlands et al., 2021).

5. Qu’en retenir au rucher ?

Au rucher, cette étude sert surtout à mieux comprendre le rôle central des nourrices dans l’économie protéique de la colonie.

La gelée nourricière ne nourrit pas seulement le couvain et la reine : elle soutient aussi une partie importante des abeilles adultes.
Un manque de ressources polliniques peut donc avoir des effets diffus dans la colonie, pas seulement sur les larves visibles au centre du nid à couvain.
Les études proches suggèrent aussi que cette redistribution protéique peut participer à la régulation du butinage du pollen au niveau de la colonie, ce qui renforce l’intérêt de suivre les réserves polliniques, mais aussi la dynamique des nourrices, surtout au printemps et en période d’élevage actif (Camazine et al., 1998).
En revanche, cela ne justifie toujours pas, à lui seul, un nourrissement protéique routinier ni des conclusions trop rapides sur l’état nutritionnel d’une colonie.
Les proportions observées ne doivent pas être transposées telles quelles au rucher suisse : elles dépendent probablement de la saison, du volume de couvain et de l’état propre de chaque colonie.

Pour aller plus loin sur ApiSavoir

Bibliographie

Camazine, S., Crailsheim, K., Hrassnigg, N., Robinson, G. E., Leonhard, B., & Kropiunigg, H. (1998). Protein trophallaxis and the regulation of pollen foraging by honey bees (Apis mellifera L.). Apidologie, 29(1–2), 113–126. https://doi.org/10.1051/apido:19980107

Crailsheim, K. (1991). Interadult feeding of jelly in honeybee (Apis mellifera L.) colonies. Journal of Comparative Physiology B, 161(1), 55–60. https://doi.org/10.1007/BF00258746

Crailsheim, K. (1992). The flow of jelly within a honeybee colony. Journal of Comparative Physiology B, 162(8), 681–689. https://doi.org/10.1007/BF00301617

Langlands, Z., du Rand, E. E., Crailsheim, K., Yusuf, A. A., & Pirk, C. W. W. (2021). Prisoners receive food fit for a queen: honeybees feed small hive beetles protein-rich glandular secretions through trophallaxis. Journal of Experimental Biology, 224(2), jeb234807. https://doi.org/10.1242/jeb.234807

Lass, A., & Crailsheim, K. (1996). Influence of age and caging upon protein metabolism, hypopharyngeal glands and trophallactic behavior in the honey bee (Apis mellifera L.). Insectes Sociaux, 43(4), 347–358. https://doi.org/10.1007/BF01258408

Wang, Y., Ma, L., Zhang, W., Cui, X., Wang, H., & Xu, B. (2016). Comparison of the nutrient composition of royal jelly and worker jelly of honey bees (Apis mellifera). Apidologie, 47(1), 48–56. https://doi.org/10.1007/s13592-015-0374-x

Les abeilles sauvages en Suisse : mode de vie, importance, menaces et protection

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Résumé

Les abeilles sauvages constituent en Suisse un groupe très diversifié, distinct de l’abeille domestique par ses modes de vie, ses exigences écologiques et ses enjeux de conservation. La plupart des espèces sont solitaires, annuelles et étroitement dépendantes d’une combinaison de ressources florales, de sites de nidification et de structures paysagères favorables.

La Suisse abrite une richesse remarquable avec 632 espèces inventoriées, dont 575 actuellement présentes. Cette diversité a une grande importance écologique, notamment pour la pollinisation des plantes sauvages et cultivées, mais elle s’accompagne aussi d’une forte vulnérabilité : une part importante des espèces figure sur la Liste rouge suisse.

Le déclin des abeilles sauvages est principalement lié à la perte et à la fragmentation des habitats, à la raréfaction des plantes-hôtes et des substrats de nidification, ainsi qu’à la simplification des paysages. Leur protection suppose donc une approche fonctionnelle de l’habitat, fondée sur la diversité botanique, l’hétérogénéité structurelle des milieux, la proximité entre nids et fleurs, et une gestion adaptée dans la durée.

1. Introduction : pourquoi les abeilles sauvages sont importantes

Dans le débat public, le mot « abeille » renvoie le plus souvent à l’abeille domestique (Apis mellifera). Cette focalisation masque pourtant une réalité biologique beaucoup plus vaste. À l’échelle mondiale, on compte environ 20 000 espèces d’abeilles décrites, et la Suisse abrite à elle seule 632 espèces inventoriées, dont 575 actuellement présentes.

Les abeilles sauvages participent au fonctionnement des écosystèmes en assurant la pollinisation de nombreuses plantes spontanées et de certaines cultures. Leur diversité fonctionnelle — taille, période de vol, comportement de butinage, spécialisation florale — rend leur contribution complémentaire à celle de l’abeille domestique.

La situation est préoccupante en Suisse : la nouvelle Liste rouge indique que 45,4 % des espèces évaluées sont menacées et que 59 sont considérées comme éteintes à l’échelle nationale. Ce constat impose de distinguer clairement abeilles sauvages et abeille domestique : une augmentation du nombre de ruches n’améliore pas automatiquement la situation des espèces sauvages.

2. Que sont les abeilles sauvages ?

Dans le contexte suisse et européen, l’expression « abeilles sauvages » désigne toutes les abeilles autres que l’abeille domestique gérée en apiculture, y compris les bourdons. Il s’agit d’une catégorie fonctionnelle utile pour l’écologie et la conservation, et non d’un rang taxonomique distinct.

Biologiquement, les abeilles appartiennent au groupe des Anthophila et dérivent d’ancêtres proches de guêpes apoidiennes prédatrices. Leur innovation évolutive majeure réside dans l’utilisation du pollen pour nourrir les larves. Le pollen n’est pas simplement consommé par les adultes : il est activement récolté, transporté et stocké dans le nid pour l’alimentation du couvain.

La grande majorité des espèces suisses sont solitaires : une femelle fécondée construit seule son nid, récolte les provisions et pond sans l’aide d’ouvrières. Les bourdons constituent un cas particulier, avec des colonies sociales mais annuelles, très différentes des colonies pérennes de l’abeille domestique.

Comprendre cette diversité de modes de vie est indispensable pour éviter de projeter sur l’ensemble des abeilles le modèle bien connu de la ruche domestique.

3. Diversité des abeilles sauvages

La diversité des abeilles sauvages ne se réduit pas au nombre d’espèces. Elle est aussi taxonomique, morphologique, comportementale, phénologique et biogéographique. En Suisse, les 632 espèces inventoriées se répartissent en six familles, dont les Andrenidae, Halictidae, Megachilidae et Apidae.

Cette diversité s’exprime dans la taille, la pilosité, les structures de collecte du pollen, les périodes de vol, les comportements de nidification et les degrés de spécialisation. Certaines espèces sont généralistes et relativement tolérantes, alors que d’autres dépendent de conditions écologiques très fines.

La richesse suisse s’explique en partie par la superposition, sur un territoire restreint, de forts gradients altitudinaux, climatiques et biogéographiques. Les vallées sèches intra-alpines, notamment en Valais et dans certaines parties des Grisons, figurent parmi les grands foyers de diversité.

À l’inverse, les paysages fortement intensifiés ou urbanisés sont souvent plus pauvres et dominés par des espèces communes. La documentation de cette diversité reste difficile, car de nombreuses espèces sont discrètes et nécessitent une expertise taxonomique spécialisée.

4. Modes de vie et cycle de vie

Photo: Cellule à couvain d'Andrena vaga, contenant le pain de pollen et un oeuf.
© Albert Krebs.

Dans les conditions tempérées de la Suisse, le cycle annuel constitue la règle générale. Après l’émergence, les adultes s’accouplent, puis les femelles construisent leur nid, approvisionnent les cellules en pollen et en nectar, pondent et meurent avant l’émergence de la génération suivante.

La plupart des espèces sont univoltines, c’est-à-dire qu’elles ne produisent qu’une génération par an. La phase adulte visible sur les fleurs est souvent brève, alors que l’essentiel du cycle se déroule au nid pendant plusieurs mois.

Comme chez les Hyménoptères en général, la détermination du sexe suit un système haplodiploïde : les femelles naissent d’œufs fécondés, les mâles d’œufs non fécondés. Chez de nombreuses espèces solitaires, les mâles émergent avant les femelles, un phénomène de protandrie bien documenté.

L’alimentation larvaire repose sur un principe central : chaque cellule est entièrement approvisionnée avant la ponte. Cette organisation rend les abeilles sauvages particulièrement sensibles aux perturbations de l’offre florale ou des sites de nidification pendant la courte période de reproduction.

Les bourdons et certaines Halictidae présentent des formes de socialité, mais leurs colonies restent annuelles. Là encore, il s’agit d’un modèle biologique très différent de celui de l’abeille domestique.

5. Modes de nidification et écologie de nidification

Chez les abeilles sauvages, la nidification constitue l’un des noyaux de l’écologie reproductive. Le nid n’est pas un simple abri : c’est le lieu de ponte, de développement larvaire, souvent d’hivernage, et donc un élément décisif pour le maintien des populations.

La majorité des espèces nichent dans le sol. Elles utilisent des substrats variés : sols sablonneux ou limoneux, talus, pentes bien exposées, bords de chemins ou surfaces pionnières. Les préférences sont cependant fines et dépendent de la texture, de l’humidité, de la compaction, de l’exposition et du degré de couverture végétale.

D’autres espèces utilisent des cavités préexistantes dans le bois mort, les tiges creuses, les tiges à moelle, les murs anciens ou d’autres interstices. Là encore, le diamètre, la profondeur, l’orientation et le microclimat des cavités jouent un rôle important.

Certaines spécialisations sont très marquées, comme chez des osmies nichant dans des coquilles d’escargots. La construction interne des cellules mobilise aussi des matériaux spécifiques : terre, boue, résine, fragments de feuilles, pétales ou poils végétaux.

La proximité entre le nid et les ressources florales constitue une contrainte écologique centrale : plus les distances de butinage augmentent, plus les coûts reproductifs deviennent élevés. Les hôtels à insectes peuvent aider certaines espèces cavicoles, mais ils ne répondent qu’aux besoins d’une minorité d’abeilles sauvages, la majorité dépendant avant tout de substrats naturels.

6. Relations abeilles–fleurs et spécialisation trophique

Les relations entre abeilles sauvages et fleurs ne se réduisent pas à la simple fréquentation de plantes en fleurs. Le point décisif est le pollen réellement récolté pour nourrir les larves. Une espèce peut paraître généraliste lorsqu’on observe ses visites florales, tout en restant biologiquement spécialisée pour l’alimentation du couvain.

La littérature distingue classiquement les espèces polylectiques, qui récoltent du pollen sur de nombreux groupes de plantes, et les espèces oligolectiques, spécialisées sur un spectre étroit de plantes-hôtes. En Suisse, cette spécialisation joue un rôle important dans la vulnérabilité des espèces.

Parmi les espèces non parasites évaluées sous cet angle, 33,2 % sont oligolectiques. La proportion d’espèces menacées est nettement plus élevée chez les spécialistes que chez les généralistes. Cette relation ne signifie pas que toute spécialisation soit en soi un handicap, mais elle réduit fortement la marge de substitution lorsque les plantes-hôtes se raréfient.

Des travaux expérimentaux montrent d’ailleurs que certaines abeilles spécialisées ne se développent pas correctement sur des pollens non hôtes, même lorsque ceux-ci sont abondants. La spécialisation trophique ne relève donc pas seulement du comportement : elle peut aussi reposer sur des contraintes physiologiques, morphologiques et sensorielles fines.

Il en résulte qu’un paysage fleuri n’est pas nécessairement un bon habitat. La composition botanique concrète, la présence des plantes-hôtes pertinentes et leur proximité avec les sites de nidification sont déterminantes.

7. Importance des abeilles sauvages comme pollinisateurs

L’importance des abeilles sauvages comme pollinisateurs ne peut être comprise qu’en évitant deux simplifications : les réduire à un rôle marginal, ou considérer que l’abeille domestique pourrait les remplacer sans perte fonctionnelle.

Dans les milieux naturels, elles participent au maintien des interactions entre plantes et pollinisateurs et contribuent à la reproduction de nombreuses plantes à fleurs. Pour les cultures, les résultats sont particulièrement robustes : les pollinisateurs sauvages augmentent la nouaison (la nouaison est la phase initiale de la formation du fruit. C'est le moment où l'ovaire de la fleur se transforme en fruit après la fécondation) indépendamment de l’abondance de l’abeille domestique (Garibaldi et al., 2013).

Cette complémentarité s’explique par la diversité des traits biologiques des abeilles sauvages : périodes de vol différentes, activité sous des conditions météorologiques variées, accès à des fleurs complexes et efficacité pollinisatrice variable selon les systèmes.

La diversité spécifique a aussi une valeur propre, car elle renforce la stabilité du service de pollinisation dans le temps. En Suisse, la pollinisation entomophile représente un enjeu écologique et économique réel, même si l’attribution précise de la contribution de chaque groupe reste encore inégalement quantifiée selon les cultures.

8. Menaces pesant sur les abeilles sauvages

La situation des abeilles sauvages en Suisse est préoccupante. La Liste rouge la plus récente évalue 615 espèces : 279 d’entre elles, soit 45,4 %, figurent sur la liste rouge, et 59 sont considérées comme éteintes à l’échelle nationale.

Cette situation ne touche pas toutes les espèces de la même manière. Les espèces oligolectiques, celles qui nichent dans le sol, les espèces volant tard en saison et celles liées à des microhabitats étroits apparaissent particulièrement vulnérables.

La perte et la dégradation des habitats constituent le facteur le mieux étayé. L’intensification agricole, l'uniformisation des paysages, la disparition des haies, des jachères, des talus, des prairies extensives et d’autres structures semi-naturelles réduisent simultanément les ressources florales et les sites de nidification.

À cela s’ajoutent d’autres pressions : urbanisation et imperméabilisation des sols, exposition aux pesticides, transmission possible de pathogènes depuis les colonies gérées et effets du changement climatique. Ces facteurs n’agissent pas isolément ; ils se combinent et leur poids exact varie selon les milieux, les régions et les guildes d’espèces.

9. Exigences en matière d’habitat : ce dont les abeilles sauvages ont besoin

Un habitat fonctionnel pour les abeilles sauvages n’est pas un simple décor fleuri. Il doit réunir, dans un espace écologiquement cohérent, trois types de ressources : une offre florale diversifiée et continue, des sites de nidification adaptés, et une organisation spatiale permettant de relier ces ressources à des distances compatibles avec la biologie des espèces.

Pour les espèces terricoles, cela implique notamment des surfaces perméables, des zones de sol nu ou peu végétalisé, des talus bien exposés et des zones pionnières. Pour les espèces cavicoles, il faut du bois mort, des tiges creuses ou à moelle, des murs anciens et d’autres microstructures favorables.

La proximité entre nids et fleurs est déterminante. Des travaux expérimentaux ont montré que l’allongement des distances de butinage réduit sensiblement la production de descendance chez plusieurs abeilles solitaires (Zurbuchen et al., 2010). La logique écologique générale est donc claire, même si aucun seuil unique ne peut être appliqué à toutes les espèces.

Les prairies extensives, les bandes fleuries, les haies, les lisières, les friches herbacées et les zones de transition sont particulièrement importantes lorsqu’elles s’inscrivent dans une trame paysagère suffisamment dense et connectée. La qualité de l’habitat se construit ainsi à l’échelle du réseau et de la mosaïque, et non à partir d’une mesure isolée.

10. L’abeille domestique comme thème particulier : utilité, limites, concurrence

L’abeille domestique occupe une place particulière dans un article consacré aux abeilles sauvages. Elle est importante pour l’apiculture, contribue à la pollinisation de certaines cultures et possède une valeur économique, sociale et culturelle réelle.

Cette utilité ne signifie toutefois pas qu’elle puisse remplacer la diversité fonctionnelle des pollinisateurs sauvages. Les travaux disponibles montrent au contraire que les insectes sauvages augmentent la pollinisation indépendamment de l’abondance de l’abeille domestique.

Le chevauchement des ressources florales entre Apis mellifera et les abeilles sauvages est bien documenté, mais il ne suffit pas à démontrer une concurrence démographiquement significative. Les résultats disponibles restent hétérogènes et dépendent fortement du contexte : densité de ruches, disponibilité des ressources, type de milieu et espèces concernées. La revue de Mallinger et al. (2017) montre précisément cette variabilité des effets.

Dans certains milieux naturels ou protégés pauvres en ressources, des densités élevées de colonies gérées peuvent affecter certaines composantes de la communauté sauvage. Dans d’autres contextes, notamment urbains lorsque les ressources sont abondantes, la coexistence paraît plus facile.

La transmission de pathogènes constitue une autre dimension du problème, distincte de la compétition alimentaire. Le risque est biologiquement plausible et partiellement documenté, mais ses conséquences populationnelles restent encore inégalement quantifiées. La conclusion la plus robuste est donc contextuelle : l’apiculture ne devrait ni être présentée comme une solution générale pour les abeilles sauvages, ni être condamnée sans nuance.

11. Que peut-on faire? Quelques principes d’action pour favoriser les abeilles sauvages

Les connaissances disponibles suggèrent qu’il n’existe pas de mesure unique capable, à elle seule, de favoriser durablement l’ensemble des abeilles sauvages. Plusieurs principes d’action relativement robustes se dégagent néanmoins.

Penser l’habitat de manière fonctionnelle. Un milieu favorable ne se définit pas seulement par une floraison abondante, mais par la combinaison de ressources florales, de sites de nidification et d’une organisation spatiale compatible avec la biologie des espèces.

Assurer une offre florale diversifiée et continue. La composition botanique est déterminante. Pour les espèces spécialisées, la présence effective des plantes-hôtes au bon moment et à proximité des nids compte davantage qu’une abondance florale générale.

Préserver de véritables ressources de nidification. Sols ouverts, talus bien exposés, tiges sèches, bois mort, murs anciens et autres microstructures naturelles ont une valeur centrale. Les hôtels à insectes peuvent compléter ces ressources, mais ne sauraient les remplacer.

Gérer les milieux de façon extensive et différenciée. Une gestion trop intensive appauvrit les ressources, tandis qu’un abandon complet peut conduire à la fermeture des milieux. Des interventions échelonnées, des zones refuges et le maintien d’une hétérogénéité structurelle paraissent les approches les plus cohérentes.

Raisonner à l’échelle du paysage. Les mesures sont plus efficaces lorsque prairies extensives, bandes fleuries, haies, lisières et friches se complètent dans une trame cohérente. Dans les vallées sèches intra-alpines, la priorité porte souvent sur la conservation des milieux déjà très riches.

Accompagner les mesures par un suivi. Même simple, un suivi répété dans le temps, associé à des observations sur la végétation et la structure des milieux, permet de distinguer les mesures réellement efficaces de celles qui ne produisent qu’un effet transitoire.

En somme, favoriser les abeilles sauvages suppose une logique d’ensemble fondée sur la complémentarité entre fleurs, nids, structure paysagère, gestion adaptée et évaluation dans la durée, plutôt qu’une recette unique présentée comme universelle.

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Voir aussi :

Bibliographie sélective

Albrecht, M., & Ganser, D. (2023). Grassland extensification enhances nest densities of ground-nesting wild bees. Journal of Applied Ecology, 61(3), 521–531. https://doi.org/10.1111/1365-2664.14527

Albrecht, M., Knecht, A., Riesen, M., Rutz, T., & Ganser, D. (2021). Time since establishment drives bee and hoverfly diversity, abundance of crop-pollinating bees and aphidophagous hoverflies in perennial wildflower strips. Basic and Applied Ecology, 57, 102–114. https://doi.org/10.1016/j.baae.2021.10.003

Antoine, C. M., & Forrest, J. R. K. (2021). Nesting habitat of ground-nesting bees: A review. Ecological Entomology, 46(2), 143–159. https://doi.org/10.1111/een.12986

Casanelles-Abella, J., Fontana, S., Fournier, B., Frey, D., & Moretti, M. (2023). Low resource availability drives feeding niche partitioning between wild bees and honeybees in a European city. Ecological Applications, 33(1), e2727. https://doi.org/10.1002/eap.2727

Fürst, M. A., McMahon, D. P., Osborne, J. L., Paxton, R. J., & Brown, M. J. F. (2014). Disease associations between honeybees and bumblebees as a threat to wild pollinators. Nature, 506(7488), 364–366. https://doi.org/10.1038/nature12977

Garibaldi, L. A., et al. (2013). Wild pollinators enhance fruit set of crops regardless of honey bee abundance. Science, 339(6127), 1608–1611. https://doi.org/10.1126/science.1230200

Henry, M., & Rodet, G. (2018). Controlling the impact of the managed honeybee on wild bees in protected areas. Scientific Reports, 8, 9308. https://doi.org/10.1038/s41598-018-27591-y

Mallinger, R. E., Gaines-Day, H. R., & Gratton, C. (2017). Do managed bees have negative effects on wild bees? A systematic review of the literature. PLOS ONE, 12(12), e0189268. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0189268

Maurer, C., Sutter, L., Martínez-Núñez, C., Pellissier, L., & Albrecht, M. (2022). Different types of semi-natural habitat are required to sustain diverse wild bee communities across agricultural landscapes. Journal of Applied Ecology, 59(10), 2604–2615. https://doi.org/10.1111/1365-2664.14260

Milet-Pinheiro, P., et al. (2013). The chemical basis of host-plant recognition in a specialized bee pollinator. Journal of Chemical Ecology, 39(11–12), 1347–1360. https://doi.org/10.1007/s10886-013-0363-3

Müller, A., & Praz, C. (2024). Liste rouge des abeilles : espèces menacées en Suisse. État 2022. Office fédéral de l’environnement & info fauna.

Oertli, S., Müller, A., & Dorn, S. (2005). Ecological and seasonal patterns in the diversity of a species-rich bee assemblage. European Journal of Entomology, 102(1), 53–63. https://doi.org/10.14411/eje.2005.008

Pfiffner, L., Ostermaier, M., Stoeckli, S., & Müller, A. (2018). Wild bees respond complementarily to “high-quality” perennial and annual habitats of organic farms in a complex landscape. Journal of Insect Conservation, 22(3–4), 551–562. https://doi.org/10.1007/s10841-018-0084-6

Praz, C. J., Müller, A., & Dorn, S. (2008). Specialized bees fail to develop on non-host pollen: Do plants chemically protect their pollen? Ecology, 89(3), 795–804. https://doi.org/10.1890/07-0751.1

Praz, C. J., Müller, A., Bénon, D., Herrmann, M., & Neumeyer, R. (2023). Annotated checklist of the Swiss bees: Hotspots of diversity in the xeric inner Alpine valleys. Alpine Entomology, 7, 219–267. https://doi.org/10.3897/alpento.7.112514

Rogers, S. R., Tarpy, D. R., & Burrack, H. J. (2014). Bee species diversity enhances productivity and stability in a perennial crop. PLOS ONE, 9(5), e97307. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0097307

Senapathi, D., et al. (2021). Wild insect diversity increases inter-annual stability in global crop pollinator communities. Proceedings of the Royal Society B, 288(1947), 20210212. https://doi.org/10.1098/rspb.2021.0212

Sutter, L., Herzog, F., Dietemann, V., Charrière, J.-D., & Albrecht, M. (2017). Demande, offre et valeur de la pollinisation par les insectes dans l’agriculture suisse. Recherche Agronomique Suisse, 8(9), 332–339.

Zurbuchen, A., Cheesman, S., Klaiber, J., Müller, A., Hein, S., & Dorn, S. (2010). Long foraging distances impose high costs on offspring production in solitary bees. Journal of Animal Ecology, 79(3), 674–681. https://doi.org/10.1111/j.1365-2656.2010.01675.x

Zurbuchen, A., & Müller, A. (2012). Wildbienenschutz – von der Wissenschaft zur Praxis. Haupt.

Élevage de reines dans la population Carnica : génétique, sélection et pratique

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Quelle Race?

On nous pose souvent la question de savoir pourquoi les moniteurs-éleveurs de Suisse romande ne travaillent qu’avec une seule race (la carnica), pourquoi pas une autre, et pourquoi pas avec plusieurs ? Dans cet article, nous allons brièvement répondre à ces questions et ainsi lever une zone d’ombre pour de nombreux apiculteurs.

Avant l’arrivée de l’apiculture moderne (ruches à cadres mobiles, env. dans les années 1800), les abeilles vivaient tranquillement leur vie dans leur région de naissance et s’adaptaient depuis des millions d’années à leur environnement local. Cette sélection naturelle permit de créer des écotypes spécifiques en fonction de l’adaptation d’une espèce à son environnement. Ce sont ces sous-espèces que nous appelons en apiculture races d’abeilles.

Les plus connues autour de nous sont :

Apis mellifera mellifera (l’abeille noire, ou encore la Nigra) ;
Apis mellifera ligustica (la ligustica, ou encore l’abeille italienne) ;
Apis mellifera carnica (la carnica, ou encore l’abeille grise).

Ces races ont chacune développé des caractéristiques particulières. Par exemple, la ligustica fait peu de réserves pour l’hiver et passe celui-ci avec une population importante. L’abeille noire et la carnica, elles, passent l’hiver avec beaucoup de réserves et une petite population, ce qui facilite l’hivernage dans les zones froides.

L’apiculture moderne a mis au point des méthodes d’élevage et a permis à l’homme de faire comme avec l’élevage du bétail ou l’agriculture : croiser les sous-espèces afin d’en créer de nouvelles (ex : abeille africanisée). Cependant, ces croisements n’ont que rarement apporté du positif car, en diluant les caractéristiques ancrées dans les gènes des différentes races, une multitude de défauts sont apparus : agressivité, faible résistance aux maladies, faibles récoltes. Et, en raison du mode de reproduction des abeilles (la reine est fécondée par une quinzaine de bourdons), ces mauvais caractères se sont rapidement répandus dans la nature. À un tel point que la Société romande d’apiculture (SAR) a interpellé le Conseil fédéral pour mettre en place un groupe de travail dont l’objectif a été de lutter contre ce problème d’hybridation. Ce groupe de travail a mis en lumière que la seule solution était de revenir à une abeille de race pure. Le problème étant que l’abeille locale avait déjà été hybridée quasiment dans sa totalité, ils décidèrent donc de ne pas continuer avec cette race (cf. passé génomique de l’abeille suisse). Après avoir testé cinq sous-espèces dans différents ruchers, ce groupe de travail décida d’utiliser la carnica.

Depuis plus de septante ans maintenant, la commission d’élevage de la SAR, en partenariat avec les groupements de moniteurs-éleveurs des cantons romands, travaille d’arrache-pied pour maintenir la pureté de cette race, l’améliorer (en particulier au niveau de la résistance aux maladies) et la mettre à disposition de chaque apiculteur. Nous reparlerons en détail du travail réalisé par les moniteurs-éleveurs dans les prochains articles.

Pour conclure, le choix de maintenir une race pure et de travailler avec une seule race ne tombe donc pas du ciel. C’est à la suite d’une dérive de l’apiculture que nous avons dû réagir et que nous luttons depuis pour maintenir la qualité de ces abeilles. Quant à la question de pourquoi ne pas utiliser plusieurs races d’abeilles dans une région, eh bien il est maintenant évident que cela poserait un grave problème d’hybridation qui nous renverrait dans la même situation catastrophique qu’au début du vingtième siècle.

2. La génétique de l'abeille

Ce mois-ci, nous allons nous intéresser à la génétique de l’abeille. Sans aller trop dans le détail, nous tenterons de résumer ses principes de base et ses implications pour la sélection. Le lecteur intéressé trouvera plus d’information en ligne.

Comme vous le savez, une colonie d’abeilles est composée d’une reine, d’ouvrières et de quelques mâles ; que l’on appelle les faux-bourdons. Leurs processus de création respectifs sont très différents.

La reine peut choisir de féconder ou non l’œuf qu’elle pond. Un œuf fécondé donnera une femelle, un œuf non fécondé, un mâle. Après 3 jours, l’œuf éclot. C’est la nourriture qui va ensuite faire d’un œuf fécondé une ouvrière ou une reine.

Une larve destinée à devenir reine est nourrie uniquement avec de la gelée royale jusqu’à l’operculation de la cellule (9ème jour depuis la ponte). Au 16ème jour, la jeune reine émerge. Après quelques jours, elle sortira de la ruche pour se faire féconder par 10 à 25 mâles provenant d’autres colonies, assurant ainsi la diversité génétique de sa descendance.

La larve d’ouvrière est quant à elle alimentée pendant 3 jours avec de la gelée nourricière, puis avec du miel et du pollen. Durant les 3 jours où elle est alimentée par de la gelée nourricière, la larve femelle peut encore devenir une reine si les abeilles décident de lui donner de la gelée royale (par exemple si elles ont perdu leur reine dans l’intervalle et doivent dès lors en faire une nouvelle). C’est ce phénomène que l’on utilise dans l’élevage en donnant de toutes jeunes larves à des abeilles sans reine.

Les larves de faux-bourdons sont nourries de la même manière que les larves d’ouvrières. Par contre, comme indiqué précédemment, le mâle est issu d’un œuf non fécondé ce qui est une spécificité chez les abeilles. Les reines et ouvrières ont 32 chromosomes, 16 venant de la mère et 16 du père. Elles sont diploïdes comme la plupart des animaux et des plantes. Les faux-bourdons, quant à eux, n’ont que 16 chromosomes provenant uniquement de la mère. Ils sont haploïdes : leurs chromosomes sont chacun en un seul exemplaire hérité de la mère uniquement. Par conséquent, les spermatozoïdes d’un même mâle sont tous rigoureusement identiques, ce sont des clones, contrairement aux œufs de la reine qui sont tous différents : chaque œuf est une combinaison unique des divers gènes de la reine et du père.

Dans une ruche, nous avons donc une reine qui a été fécondée par plusieurs mâles (en bleu, jaune, rouge et vert dans l’illustration ci-dessous). Les fils héritent uniquement du patrimoine génétique de leur mère. Les filles sont demi-sœurs ou super-sœurs. Les demi-sœurs n’ont pas le même père. Les super-sœurs ont le même père et, comme le mâle est haploïde, elles ont reçu de ce dernier exactement le même patrimoine génétique.

Ainsi, seule la génétique de la mère est transmise aux mâles et ces derniers la retransmettent entièrement lorsqu’ils s’accouplent à une jeune reine. Notre programme de sélection se base sur cette spécificité pour diffuser la meilleure génétique possible dans les stations de fécondation. Dans chaque station de fécondation A, les mâles sont tous les petits-fils d’une reine primée dans le programme de sélection (ruchers de testage). Cela permet d’avoir un même pool génétique dans une station de fécondation donnée, de contrôler la consanguinité et de maîtriser ainsi les croisements entre lignées dans le respect de la diversité génétique. Nous reviendrons sur ces points plus en détail dans les prochaines éditions.

3. La pureté de la race Carnica

Comme déjà expliqué dans les derniers chapitres, l’objectif premier de l’élevage SAR est la conservation de la pureté de la race Carnica choisie par le Liebefeld. Comment font les ME pour mesurer cette pureté (ou plutôt l’absence d’hybridation) ? Ce travail effectué durant des dizaines d’années est-il efficace ? Quelles sont les perspectives pour simplifier le travail des ME ? Voici le menu de notre article du jour.

Dès le début de l’élevage SAR, le seul moyen utilisé par les scientifiques pour déterminer la race d’une abeille (sous-espèce) a été les mesures morphologiques. On retrouve dans la littérature plusieurs critères : index cubital, transgression discoïdale, largeur du tomentum, longueur de la langue, coloration de l’abdomen, etc.

En Europe, le critère le plus répandu est l’index cubital. Il est facile à mesurer et permet de discriminer les hybridations avec la ligustica (abeille italienne) et la mellifera (abeille noire). L’index cubital est le rapport entre les longueurs des segments «a» et «b» de l’aile antérieure :

Valeurs moyennes des index cubitaux en Suisse :

Carnica : 2.3 – 3.2
Ligustica : 2.0 – 2.7
Mellifera : 1.4 – 2.1

Afin d’être certain de ne pas avoir de croisement avec les deux autres races, les ME ont donc fixé le critère d’index cubital à une valeur minimale de 2.8 pour notre sélection Carnica. Rapidement, nous avons introduit un critère supplémentaire car quasiment toutes nos reines atteignaient ces critères et nous avons voulu améliorer la précision de notre sélection. C’est ainsi que le critère de longueur de la langue a été introduit.

Chaque reine qu’un ME éleveur veut utiliser pour ses élevages doit atteindre cette valeur. C’est grâce à cette limite stricte que nous avons pu maintenir la pureté de nos abeilles depuis tant d’années. Chaque année, le ME doit prélever une série d’abeilles dans la colonie qu’il veut faire analyser et envoyer cet échantillon au laboratoire. Celui-ci va mesurer l’aile et la langue d’une quinzaine d’abeilles et donner une valeur moyenne de l’index cubital et de la longueur de la langue. Si l’ensemble de ces critères atteint le niveau extrêmement élevé demandé, le ME pourra faire ses élevages sur cette reine et continuer son processus de sélection. Ce haut niveau de sélection a permis d’écarter toute hybridation durant plus de septante ans.

Depuis maintenant une dizaine d’années, nous utilisons aussi les analyses génétiques afin de vérifier si notre manière de faire est correcte et si, effectivement, il n’y a pas d’hybridation au sein de nos lignées, mais aussi pour vérifier la sécurité des stations de fécondation. Cet outil, bien que plus compliqué, nous permettra sûrement dans un avenir proche de limiter le nombre de mesures morphologiques et ainsi de simplifier le travail des ME.

Vous l’avez compris, garantir la pureté de notre cheptel est un travail de longue haleine et qui doit se répéter année après année sans quoi les caractères naturellement présents chez notre abeille Carnica seraient dilués et perdus dans des abeilles hybrides.

Back up :

Pour calculer l’index cubital, on mesure sur 100 différentes ailes antérieures droites d’ouvrières, les deux portions de nervure formant un angle obtus à la base arrière de la troisième cellule cubitale, et on établit le rapport segment a/segment b.

L’indice de transgression discoïde est mesuré au niveau des nervures de l’aile antérieure d’une ouvrière en traçant une droite reliant les 2 extrémités de la cellule radiale. Puis on trace une droite perpendiculaire à la précédente et passant par l’intersection des nervures de la cellule radiale et de la 3e cellule cubitale.

Si cette ligne droite passe par le point A ou à gauche (proximalement) de celui-ci, on parle de transgression discoïde négative et donc d’une A.m.mellifera. Au contraire, si cette ligne droite passe à droite (distalement) du point A, on parle de transgression discoïde positive et donc d’une A.m.carnica.

La mesure de la largeur du tomentum (zone de pilosité) se fait sur le 4e tergite (segment dorsal de l’abdomen) et correspond à la largeur de la pilosité de ce segment.

4. Les critères de sélection

Quel plaisir de pouvoir travailler avec des abeilles douces et productives. N’est-ce pas l’objectif de tout apiculteur ? Obtenir et surtout maintenir ces caractéristiques dans une population d’abeilles ne va cependant pas tout seul. C’est pour cela que tout programme d’élevage de reines doit se baser sur des évaluations solides. Dans cette rubrique de février, nous allons vous présenter les critères de sélection retenus par la commission d’élevage de la SAR (CE-SAR) pour la race Carnica.

Les critères de sélection de la CE-SAR étaient initialement au nombre de 5 : la douceur, la tenue de cadre, la résistance à l’essaimage, la résistance aux maladies et la récolte. Ils ont été récemment complétés par 3 nouveaux critères : la force de la colonie à l’entrée en hivernage, l’hivernage et le développement printanier.

Chacun de ces critères fait l’objet d’une échelle de mesure commune à tous les éleveurs.

Pour la douceur, il faut qu’il n’y ait pas d’envol, pas d’attaque et pas de piqûre pour obtenir la note maximale. Cette évaluation est complétée par la tenue de cadre, à savoir l’absence de formation de grappe et de mouvements sur le cadre. L’évaluation de ces deux critères doit se faire sur au moins 4 visites, puis on en fait la moyenne.
La résistance à l’essaimage se mesure tous les 5 à 9 jours durant la période d’essaimage. La note maximale peut être donnée s’il n’y a aucun signe d’essaimage : pas de cellules royales vides ou pondues.
Pour évaluer la résistance aux maladies, le comportement hygiénique est évalué à l’aide du test de perforation : on pique avec une aiguille 50 cellules de couvain operculé (stade pupes aux yeux roses jusqu’à brun clair) ; après un délai de 8 à 12 heures, on dénombre le pourcentage de cellules nettoyées.
La récolte est le critère le plus facile à mesurer, par différence de poids entre la hausse pleine et vide.

3 nouveaux critères ont été introduits dans le but de sélectionner les colonies ayant tendance à être rapidement productives au printemps. Pour cela, il faut que la colonie soit forte à l’entrée en hivernage, avec, en septembre, une belle ponte et beaucoup d’abeilles naissantes. Suite à l’hivernage, à la floraison du cerisier, la colonie devra compter au moins 5 ruelles occupées et être propre (pas de dysenterie, fond bien nettoyé par les abeilles). Le développement printanier est ensuite évalué lors des 3 visites suivantes. Il est optimal si le couvain est réparti de manière régulière en fonction de l’âge et si la colonie bâtit rapidement les cires gaufrées, augmente la population de façon exponentielle et est prête au moment de poser les hausses.

Et la résistance au varroa dans tout ça ? Peut-on en faire un critère de sélection ? Comment ? À ce jour, il n’y a malheureusement pas encore de réponse claire à cette question. Dans le cadre de la sélection SAR, nous nous efforçons de repérer les colonies qui ont le moins de varroas pour en tenir compte. Cependant, il n’y a pas de preuve scientifique quant à l’hérédité d’une telle résistance ou des comportements y relatifs. De plus, une faible charge en varroas n’est pas forcément due au comportement de la colonie : elle peut aussi être le résultat des conditions environnementales, notamment l’absence de ruches infestées à proximité.

Le critère de la résistance au varroa est donc le plus complexe à mettre au point. Osons espérer que l’on puisse prochainement identifier des comportements de résistance se transmettant par hérédité. Quoiqu’il en soit, la sélection doit se poursuivre selon les divers autres critères présentés ci-dessus afin de pouvoir continuer à bénéficier d’abeilles douces et productives.

5. Comment maîtriser l’origine des gènes mâles

Dans n’importe quel élevage, pour pouvoir croiser et transmettre des caractères bien précis, il est nécessaire de maîtriser d’où viennent les porteurs de gènes mâles et femelles. Chez la plupart des animaux de rente, cela est assez simple car un mâle féconde une femelle. On peut facilement maîtriser le croisement. Chez l’abeille, par contre, l’histoire est complètement différente à cause de la polyandrie. En effet, la femelle se fait féconder par une multitude de mâles (une quinzaine environ). Comment peut-on alors maîtriser l’origine des gènes mâles chez l’abeille afin de déterminer précisément les croisements ?

Il existe deux méthodes pour pallier cette difficulté :

1. La fécondation artificielle

Cette procédure permet, à l’aide d’un microscope et de sperme de faux-bourdons, de féconder la reine. Cette technique permet d’être sûr à 100% de l’accouplement mais est difficile, reste réservée à quelques personnes et donne un taux de succès d’environ 80% pour les experts. Seul un petit nombre de reines peut être fécondé de la sorte, ce qui ne permet pas une diffusion à large échelle de la génétique sélectionnée par les éleveurs.

2. Les stations de fécondation

Une autre solution est d’isoler dans un endroit reculé les reines à féconder et une série de souches à mâles contenant uniquement des frères de la même famille. La topographie particulière des Alpes permet, dans des vallées reculées, d’isoler ce groupe d’abeilles et ainsi d’être protégé de l’arrivée de mâles non désirés. Ces stations sont un merveilleux outil de travail pour les éleveurs car elles permettent de féconder de manière naturelle une grande quantité de reines (propagation de la génétique) avec un niveau technique facilement accessible par n’importe quel apiculteur. Ces stations sont protégées par la loi cantonale sur l’agriculture ; il est donc interdit de poser des ruches dans un périmètre d’environ 6 km autour de la station afin d’éviter toute pollution génétique.

Le Valais compte trois stations gérées par les moniteurs éleveurs SAR :

Bonatchiesse (réservée aux moniteurs éleveurs), située au pied du barrage du Mauvoisin
Les Toules, située au pied du barrage des Toules
Moiry, située au pied du barrage de Moiry (voir photo)

Les moniteurs éleveurs valaisans travaillent d’arrache-pied pour permettre à tous les apiculteurs de profiter chaque année de la génétique des lignées de la commission d’élevage SAR (CE-SAR). Une lignée est présente deux années consécutives dans la même station. (Infos détaillées sur https://favr.ch/elevage/stations-de-fecondation/)

Si vous aussi, vous désirez pouvoir profiter de ces stations, nous vous invitons à contacter le moniteur éleveur de votre section ou à participer au cours d’élevage de votre région. Ceci vous permettra de faire vos élevages sur du couvain sélectionné et d’avoir toutes les informations nécessaires pour monter vos ruchettes en station dans les règles de l’art.

6. Les ruchers de testage

Dans le chapitre précédent, nous vous avons présenté les stations de fécondation de la SAR et leur rôle dans la sélection. Grâce aux 6 stations A de la SAR, la pureté de la race Carnica a pu être maintenue depuis plus de septante ans. Nous allons maintenant vous exposer comment la meilleure génétique de notre sélection est mise à disposition dans les stations.

C’est grâce aux ruchers de testage que les reines les plus performantes sont repérées. Chaque année, entre 10 et 15 apiculteurs testeurs, répartis dans toute la Suisse romande, reçoivent en juillet 12 reines à tester. Ils ne savent pas de quelles lignées sont issues ces reines. Le test se fait ainsi de la manière la plus impartiale possible.

Les testeurs vont introduire ces reines dans des paquets d’abeilles ou en nucléus standardisés. Ces colonies sont placées dans le même rucher et soignées de manière identique afin d’éviter tout biais. Les testeurs vont les évaluer durant les 12 mois qui suivent, sur la base des critères de sélection présentés dans notre article de février dernier : douceur, tenue de cadre, résistance à l’essaimage, résistance aux maladies, récolte, etc.

Toutes les évaluations des testeurs sont consignées dans leur carnet de testage, puis transmises à la commission d’élevage de la SAR. Sur cette base, un classement des lignées testées est effectué. Trois à quatre lignées sont primées chaque année. La meilleure reine de chacune des lignées primées est remise aux responsables des ruches à mâles des stations de fécondation devant renouveler leur lignée. Une même lignée reste au maximum deux ans en station.

Les responsables des ruches à mâles des stations vont ensuite élever un grand nombre de reines filles de la reine primée reçue. L’objectif est de pouvoir disposer d’au moins 40 colonies issues de la reine primée afin de pouvoir, durant les deux années qui suivent, monter les 20 meilleures colonies en station. Au printemps, on y introduit un cadre à mâles pour qu’il y ait un maximum de faux-bourdons matures dans ces colonies à l’ouverture de la station.

Tableau illustratif : exemple du rucher de testage

Il y a ainsi dans chaque station de fécondation un pool génétique spécifique issu d’une reine primée des ruchers de testage (voir également notre article de décembre dernier sur la génétique de l’abeille). La base de données Beebreed permet dès lors de calculer le taux de consanguinité de ce pool génétique avec celui du couvain mis à disposition par les moniteurs éleveurs pour vos élevages de reines. Beebreed permet également d’estimer les chances d’améliorer tel ou tel caractère (douceur, production, etc.) en fonction de la station choisie.

Cette année, les nouvelles lignées mises à disposition dans les stations valaisannes sont la SLO97 à Bonatchiesse et la CC95 aux Toules. À Moiry, nous trouverons la SM89 pour la deuxième année. N’hésitez pas à rouler quelques kilomètres de plus pour vous rendre dans une autre station A de la SAR : Hongrin (au-dessus d’Aigle VD), Petit-Mont (au-dessus de Charmay FR) ou Vermeilley (au-dessus de Nyon VD). Les moniteurs éleveurs sont à disposition pour vous conseiller dans votre choix.

7. L’élevage pour sa propre utilisation

Le mois de mai est arrivé et avec lui la saison de l’essaimage bat son plein ! Les abeilles élèvent naturellement de nouvelles reines pour diviser la colonie en deux, voire plusieurs essaims et ainsi assurer la survie de la population. L’essaimage est une des trois situations où la ruche va élever des reines. Dans le cas d’un remérage ou de la mort subite d’une reine, celle-ci va aussi élever.

L’éleveur va utiliser ces prédispositions naturelles en y ajoutant quelques techniques pour simplifier et favoriser l’élevage pour sa propre utilisation. L’homme devient l’élément déclencheur du travail d’élevage des abeilles et va orienter celui-ci afin de pouvoir récupérer à la fin plusieurs reines qu’il pourra utiliser pour remplacer ses reines vieillissantes, former des nucléus ou encore remplacer une non-valeur.

Dans cet article, nous allons vous expliquer une méthode simple pour obtenir plusieurs reines en un minimum de travail et avec un niveau technique de base. Le mois prochain, nous vous communiquerons des informations plus complètes sur une méthode d’élevage plus avancée qui permet d’obtenir plus de reines et de pouvoir les amener en station de fécondation.

Premièrement, le but étant d’obtenir des F1 (reines descendantes d’une reine pure F0 et fécondée au rucher), nous devons disposer d’une belle colonie, forte, en bonne santé et avec une F0 comme reine. On doit aussi préparer une ruchette 6 cadres vide.

Nous allons orpheliner la ruche mère en prélevant 2 cadres de nourriture, 2 cadres de couvain operculé et 1 cadre de pollen, sans oublier de prendre avec la reine F0. On place ces cadres dans la ruchette vide que l’on déplace plus loin dans le rucher. En fonction de la météo et de l’apport de la miellée, on peut donner à la colonie mère un léger sirop stimulant. Il est important de vérifier qu’il y ait bien du couvain frais (ponte ou très jeunes larves) dans la colonie mère afin que celle-ci puisse bien élever de nouvelles reines.

2-3 heures plus tard, cette colonie va commencer naturellement l’élevage d’une multitude de reines. On pourra constater dès le lendemain une série d’amorces de cellules royales remplies de gelée royale.

6 jours plus tard, les cellules seront operculées et on pourra les transférer dans des nucléus ou dans des ruchettes de fécondation préalablement peuplées. Pour découper les cellules royales afin de pouvoir les transférer, vous pouvez utiliser un petit couteau dont vous chaufferez régulièrement la lame à l’aide de votre lampe à souder. Vous pouvez sans autre laisser une bonne marge de cire autour de la cellule. On peut utiliser un cure-dents pour fixer la cellule sur un des cadres de notre nucléus. Un petit coup de sirop à nos colonies, qui vont continuer de s’occuper des cellules pendant encore 6 jours, est conseillé. Les reines doivent naître 12 jours environ après le début de l’opération. Au 13 ou 14ème jour, on peut vérifier l’ouverture des cellules royales. En cas de problème (si une reine n'est pas née, par exemple), soit on a une autre cellule royale ou reine sous la main et l’on peut l’introduire, soit on peut réunir ce nucléus avec un autre. Si elles sont écloses, il suffit d’attendre patiemment 2 bonnes semaines que la reine se fasse féconder et commence à pondre.

On trouve sur internet et dans la littérature toute une série de variations de cette méthode : avec découpe du cadre de couvain pour que ce soit plus facile de découper les cellules, la division de colonie pour rendre la méthode encore plus facile, mais on ne peut pas faire plus que 1-2 nucléus… À vous d’essayer et de trouver la méthode qui vous convienne.

8. L’élevage avec un "starter"

Comme le mois de mai, celui de juin est propice à l’élevage de reines. C’est également le mois de l’ouverture des stations de fécondation. Dans notre article de mai, nous avons présenté une méthode d’élevage simple consistant à diviser une colonie puis à découper les cellules royales pour les transférer dans des nucléus ou dans des ruchettes de fécondation. Nous allons aujourd’hui vous exposer une autre méthode permettant d’élever davantage de reines. Nous vous rappellerons également les règles à respecter pour monter en station de fécondation et leur bienfondé.

L’élevage débute par l’orphelinage d’une partie de la ruche : on crée un « starter ». Ce dernier doit contenir suffisamment de nourrices, miel, pollen, eau, et surtout de jeunes larves issues d’une bonne reine F0. En principe, le starter est créé un vendredi après-midi ou au plus tard un samedi matin. On peut ainsi monter en station de fécondation deux semaines plus tard (les stations étant ouvertes les samedis).

Une manière simple de créer un starter est de sortir d’une ruche bien forte la reine avec 3-4 cadres de jeune couvain (œufs et petites larves). On place la reine et les cadres de jeune couvain, avec les abeilles, dans une ruchette 6 cadres que l’on peut laisser au rucher ou emporter dans un autre rucher. Le reste de la ruche constitue le starter. Une autre manière de créer un starter est d’insérer dans la ruche de base une partition hermétique ou d’utiliser une bi-ruche : on place, d’un côté, la reine avec le jeune couvain et, de l’autre côté, le reste de la colonie (starter).

Dans les deux cas, il faut veiller à ce qu’il y ait le moins de jeune couvain possible dans le starter. Pour cela, on peut introduire une grille à reine verticale une semaine avant pour éviter d’avoir du jeune couvain dans la partie qui constituera le futur starter. Il existe plusieurs autres méthodes de créer un starter que vous pouvez trouver sur internet ou dans le volume 3 de L’Apiculture, une fascination.

Plus il y aura de nourrices dans le starter, plus il y aura de cellules royales. Les nourrices se tiennent généralement sur les cadres de jeune couvain. Vous pouvez renforcer votre starter en prenant dans une autre ruche un cadre de jeune couvain ; veillez à ce que la reine ne se trouve pas sur ce cadre ; brossez les abeilles dans le starter ; puis remettez le cadre de couvain dans sa ruche d’origine.

Une à deux heures plus tard, il faudra introduire des jeunes larves dans le starter. Pour cela, vous vous rendrez chez un moniteur-éleveur avec un cadre d’élevage et des cupules en plastique neuves. Il pourra y greffer des jeunes larves issues de sa meilleure reine F0. Vous pourrez aussi le faire vous-même si vous vous êtes préalablement entraînés au greffage (picking). Le moniteur-éleveur vous remettra également le formulaire de déclaration de montée en station signé attestant de la pureté du couvain mis à disposition et vous permettant ainsi d’accéder à une station de fécondation A Carnica SAR.

Il faudra ensuite envelopper le cadre d’élevage avec un linge humide pour éviter que les larves sèchent durant le transport. Le cadre d’élevage est ensuite introduit dans votre starter. Si vous avez pris votre starter avec vous (ou une partie de celui-ci dans une caisse à essaim par exemple), vous pouvez y introduire directement le cadre d’élevage et ramener le tout à votre rucher. Nourrissez bien votre starter s’il y a peu d’apport naturel, surtout au début de la phase d’élevage, et même avant.

24 heures plus tard, vous pouvez ouvrir votre starter pour vérifier le nombre de cellules royales amorcées. Au besoin, vous pouvez retourner faire un greffage chez le moniteur-éleveur et introduire les cupules dans votre starter pour le compléter.

5-6 jours plus tard, les cellules royales seront operculées. Vous allez alors pouvoir poser les bigoudis de protection autour des cellules royales afin d’éviter que la première reine qui va naître ne détruise les autres. Profitez aussi de détruire les éventuelles cellules royales « sauvages » tirées dans les autres cadres. Il importe de poser les bigoudis à ce moment-là et pas plus tard, car les nymphes vont ensuite entrer dans une phase de métamorphose durant laquelle elles deviennent très sensibles aux chocs et au froid. Il ne faut donc plus ouvrir le starter durant les jours qui suivent (jours 7 à 9).

Pendant ce temps, ou même avant si vous êtes prévoyants, il faut préparer les ruchettes de fécondation. Les cadrons doivent être montés avec une amorce de cire gaufrée d’environ 1/3 de la hauteur du cadron. On la fixe en faisant fondre un peu de cire. Chaque ruchette doit contenir 3 cadrons. Le nourrisseur est ensuite rempli de candi. Ce candi ne doit pas contenir de miel pour éviter la transmission de maladies en station de fécondation (le miel pouvant contenir des spores de loques). On peut acheter du candi sans miel dans le commerce ou le fabriquer soi-même (10 kg de sucre glace, 3.8 kg de sirop inverti).

10 jours après la création du starter, il est temps de peupler les ruchettes de fécondation. Les abeilles seront prélevées dans diverses ruches et/ou dans la ruche éleveuse. On les pulvérise avec un peu d’acide oxalique pour éviter d’apporter des varroas dans les stations de fécondation. On les brosse ensuite délicatement dans un grand entonnoir placé au-dessus d’une ruchette 6 cadres surmontée par une hausse, avec une grille à reine entre deux. Le nombre de cadres à brosser dépend du nombre de ruchettes de fécondation à peupler.

Il faut compter environ une face de cadre par ruchette. On pousse ensuite délicatement les abeilles avec une planche et un peu de fumée vers le fond de la hausse ; elles passent ainsi à travers la grille à reine et se logent dans la ruchette 6 cadres. Cela permet de filtrer les faux-bourdons : ils ne pourront pas passer à travers la grille à reine. Ces derniers ne seront libérés qu’une fois les ruchettes de fécondation peuplées. On évitera ainsi qu’ils se retrouvent dans les ruchettes de fécondation. Ces dernières doivent absolument être exemptes de faux-bourdons pour éviter une pollution génétique en station de fécondation.

Pour peupler les ruchettes de fécondation, on prélève l’équivalent d’un gobelet de yogourt d’abeilles par ruchette. On tourne la ruchette de fécondation à l’envers, ouvre le fond, y verse les abeilles. Puis on ferme rapidement le tout sans écraser d’abeilles. On remet la ruchette de fécondation à l’endroit. Ces opérations sont plus faciles à faire à deux. Les ruchettes de fécondation sont ensuite placées dans un endroit frais (cave). Durant la nuit, les abeilles vont se sentir orphelines. Ainsi, le lendemain, elles seront prêtes à accueillir une nouvelle reine.

Le 11ème jour, on prélève les cellules royales du starter et on les introduit dans les ruchettes de fécondation. Les reines vont naître au 12ème ou 13ème jour. Il est important alors de laisser encore les ruchettes fermées pour que la cohésion de la colonie se crée autour de la nouvelle reine durant le 13ème et le 14ème jour. Au 15ème jour, on peut emmener les ruchettes en station de fécondation et laisser faire la nature. Les ruchettes seront récupérées deux semaines plus tard. N’oubliez pas de contacter le responsable de station avant de vous y rendre muni du formulaire de déclaration de montée en station.

Le calendrier d’élevage est un outil essentiel pour bien planifier son élevage et intervenir au bon moment, sans quoi l’élevage sera raté. Il est à votre disposition en version électronique (xlsx). Vous pouvez introduire dans la cellule D1 la date de montée en station souhaitée. Voilà le calendrier pour notre cours d’élevage du 1er juin prochain.

Vous trouverez plus de détails et d’informations sur cette méthode d’élevage dans le document « Devenir Apiculteur Éleveur » de Julien Balet que vous pouvez télécharger gratuitement.

Nous vous souhaitons beaucoup de plaisir et plein succès pour vos élevages.

QR code calendrier d’élevage

QR code Devenir Apiculteur Éleveur

9. La gestion des ruchettes au retour de station et l’introduction des reines

En station, en regardant à travers le plexiglas de la ruchette, on voit déjà si les rayons sont bien construits, avec parfois même une construction dans le nourrisseur. La reine est probablement là et en ponte. Cependant, si les cadrons sont peu construits et qu’il y a peu d’abeilles, il n’y a probablement pas de reine. Celle-ci se sera perdue en vol de fécondation ou aura été mangée par un oiseau.

Au retour de la station, on va placer les ruchettes chez soi ou au rucher, si possible pas trop exposées au soleil. Les ruchettes peu peuplées seront inspectées en premier. S’il n’y a pas de ponte, des cadrons peu construits et avec des alvéoles pour mâles, il n’y a pas de reine. On peut alors vider la ruchette en brossant les abeilles à l’extérieur. Elles iront demander asile dans d’autres ruches ou ruchettes.

On pourra ensuite inspecter délicatement les autres ruchettes. Attention à ne pas effrayer les jeunes reines : elles pourraient s’envoler et se perdre. Il faut donc aller « mollo », en levant juste le premier cadron. S’il y a de la ponte, c’est tout bon. On n’inspecte pas plus loin et on referme la ruchette.

Pensez par la suite à vérifier que les ruchettes aient assez de nourriture. À partir de la mi-juillet, l’apport extérieur diminue et les ruchettes ont besoin d’être réalimentées en candi régulièrement : vérifiez toutes les 2 semaines au moins.

Avant de prélever une reine d’une ruchette pour l’introduire en ruche, il vaut mieux attendre que les premières filles de cette reine soient nées, ou au moins qu’il y ait du couvain operculé dans la ruchette. La reine sera plus facilement acceptée que si elle vient tout juste de commencer à pondre.

Soyez prudents en prélevant la reine de la ruchette. Il faut éviter de l’effrayer sinon elle s’envole et est perdue. Les tubes de prélèvement de reine par aspiration sont très pratiques, surtout lorsque la reine n’est pas sur un cadron et se cache au fond de la ruchette. Une fois la reine prélevée, marquez-la et mettez-la en cagette. Si vous ne l’introduisez pas dans la journée, ajoutez 3 abeilles dans la cagette pour l’accompagner.

Il existe plusieurs méthodes d’introduction de reines. Tout d’abord, il faut être sûr que la colonie est bien orpheline. Il se peut qu’elle contienne deux reines s’il y a eu remérage et que la vieille reine cohabite avec sa fille. Dans ce cas, si on ne prélève que la vieille reine, il restera sa fille et la reine de station que l’on veut y introduire ne sera pas acceptée. Un bon moyen pour éviter ce genre de mésaventure est d’attendre 7 à 9 jours après avoir éliminé la vieille reine avant d’introduire la reine de station. On pourra ainsi vérifier qu’il y a des cellules royales, preuves que la ruche est bien orpheline et qu’elle attend une nouvelle reine. On peut alors introduire la reine de station en cagette bouchée avec du candi. Vous pouvez détruire les cellules royales, mais ce n’est pas indispensable.

1 à 2 jours après l’introduction de la cagette, il faudra vérifier que la reine ait bien pu en sortir. Il arrive que le candi soit trop sec et que les abeilles ne le mangent pas. Dans ce cas, enlevez la grande partie du candi et replacez la cagette. Vérifiez le lendemain si la reine a pu sortir. Il est aussi possible de libérer délicatement la reine entre deux cadres.

Attendez ensuite au moins une semaine avant de vérifier l’acceptation de la reine. Lors de cette visite de contrôle, il faut aussi aller doucement pour ne pas effrayer la reine. Ne mettez pas ou pas trop de fumée. Il n’est pas nécessaire de voir la reine. Dès que vous apercevez de la ponte fraîche, c’est tout bon. Vous pouvez tranquillement refermer la ruche.

Voir aussi:

Collecte d'eau chez les abeilles mellifères : influence de la météo et de la taille des colonies

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. L’essentiel en bref

La question étudiée est la suivante : comment la météo et la taille de la colonie influencent-elles la collecte d’eau, et existe-t-il un seuil thermique au-delà duquel cette collecte augmente fortement ?
En conditions semi-contrôlées, les grandes colonies ont collecté en moyenne davantage d’eau que les petites, avec des niveaux particulièrement élevés au printemps et en été et un maximum observé de 1,39 L par jour.
Au-dessus d’une température moyenne journalière de 22,3 °C, ou d’un maximum journalier de 31,5 °C, la collecte d’eau augmente nettement, vraisemblablement pour la thermorégulation du couvain.
Le nombre d’abeilles adultes est le facteur individuel le plus explicatif : il rend compte d’un peu plus de 40 % de la variance observée, sous le seuil comme au-dessus. Sous le seuil, le couvain ouvert explique encore 19 % ; au-dessus, la température maximale en explique 23 %.
Pour le rucher, le message est utile mais prudent : l’eau doit être pensée comme une ressource à gérer, sans transformer ces résultats en règle universelle valable telle quelle pour tous les ruchers suisses.

2. Ce que montre l’étude

Une étude menée à Avignon quantifie, en dispositif semi-contrôlé, comment la taille de la colonie et la météo modifient la collecte quotidienne d’eau.

Fig. 1. Évolution prévue de la collecte quotidienne d'eau par les colonies en fonction de facteurs météorologiques lorsque celles-ci étaient exposées à des températures ambiantes élevées. Les graphiques indiquent les valeurs observées (points gris) et les prévisions (avec des intervalles de confiance à 95 %) de la collecte quotidienne d'eau par les colonies en fonction de la (a) température maximale quotidienne (Tmax) et (c) du rayonnement solaire global quotidien (GR), respectivement, pour trois niveaux d'humidité relative minimale quotidienne (RHmin). À l'inverse, les graphiques (b) et (d) indiquent les prévisions de la collecte quotidienne d'eau par la colonie
en fonction de l'humidité relative minimale quotidienne (RHmin) pour trois niveaux soit de la température maximale quotidienne (Tmax), soit du rayonnement solaire global quotidien (GR). Les trois niveaux de la variable modératrice sont la moyenne et plus ou moins un écart-type de celle-ci (− 1SD et +1SD), et toutes les autres covariables sont maintenues à leur moyenne.

Question. L’eau est indispensable à la colonie, non seulement pour la production de nourriture larvaire, mais aussi pour le refroidissement du couvain lors des périodes chaudes. Les auteurs cherchent donc à mesurer directement les quantités d’eau collectées à l’échelle d’une colonie entière et à identifier les facteurs qui expliquent leurs variations : taille de la colonie, couvain et variables météo.

Méthode. L’étude a été réalisée en conditions semi-contrôlées, dans des tunnels sous filet empêchant l’accès à d’autres sources d’eau et à l’apport externe via le nectar. Au total, 24 colonies ont été suivies sur 73 jours, au printemps, en été et en automne. Deux colonies de tailles différentes étaient observées simultanément, chacune avec un abreuvoir libre pour mesurer la collecte et un abreuvoir témoin pour corriger l’évaporation. Les pesées étaient faites toutes les heures. La taille des colonies a été estimée par la méthode ColEval, à partir du nombre d’abeilles adultes et de cellules de couvain.

Résultats. Les grandes colonies ont collecté en moyenne davantage d’eau que les petites dans les trois saisons. Les moyennes journalières atteignaient environ 401 mL au printemps, 639 mL en été et 123 mL en automne pour les grandes colonies, contre 202 mL, 320 mL et 102 mL pour les petites. Un maximum de 1,39 L par jour a été mesuré en été chez une colonie forte.

Les auteurs ont identifié un seuil thermique au-delà duquel la collecte d’eau augmente nettement : 22,3 °C pour la température moyenne journalière et 31,5 °C pour la température maximale journalière. Cette hausse est interprétée comme correspondant surtout à l’entrée en jeu plus marquée des besoins de thermorégulation du couvain.

Le résultat le plus robuste est le rôle de la taille de la colonie : le nombre d’abeilles adultes explique à lui seul un peu plus de 40 % de la variance observée de la collecte quotidienne, aussi bien sous le seuil qu’au-dessus. Lorsque la colonie n’est pas encore dans une situation de forte chaleur, le nombre de cellules de couvain ouvert explique encore 19 % de la variance. Lorsque la chaleur devient forte, la température maximale en explique 23 %. L’effet de la chaleur est en outre accentué lorsque l’air est plus sec.

Interprétation. L’étude soutient donc deux idées complémentaires. D’une part, l’eau n’est pas seulement une ressource « de canicule » : elle compte plus largement pour le fonctionnement normal de la colonie, notamment pour le couvain. D’autre part, lorsqu’un certain niveau de chaleur est franchi, la demande change d’échelle. Les auteurs montrent aussi que la proportion de butineuses d’eau diminue avec l’augmentation du nombre d’abeilles jusqu’à environ 13 000 individus, puis se stabilise autour de 0,13 %. Cela suggère une spécialisation liée à la taille de la colonie, mais cette spécialisation individuelle n’a pas été mesurée directement.

3. Regard critique

Les résultats sont solides pour dégager des tendances générales, mais leur transposition directe au rucher ordinaire demande plusieurs précautions.

Forces de l’étude. La principale force du travail est la qualité de la mesure : correction de l’évaporation, suivi horaire, comparaison de colonies de tailles différentes, couverture de trois saisons et modélisation explicite des variables météo. L’identification d’un seuil thermique statistiquement validé apporte un repère pratique rare sur ce sujet.

Limites méthodologiques. Le dispositif reste toutefois artificiel. Les colonies étaient placées sous tunnel et privées des apports externes via le nectar ou d’autres sources d’eau. Les résultats décrivent donc très bien une situation contrôlée, mais moins directement un rucher ouvert où interviennent aussi la miellée, la distance au point d’eau, l’ombre, le vent, l’exposition et la diversité des microclimats. Les colonies étaient en outre nourries ad libitum avec pollen et pâte sucrée.

La proportion de butineuses d’eau doit aussi être lue avec prudence. Elle a été estimée à partir de comptages brefs au niveau de l’abreuvoir ; les butineuses de retour ou celles restant dans la ruche au moment du comptage n’étaient pas incluses. Cette proportion doit donc être considérée comme un minimum. De plus, l’estimation de la taille des colonies par ColEval reste une approximation de terrain, même si elle est standardisée.

Biais possibles et confusions. Les auteurs signalent eux-mêmes que certaines observations ont influencé les coefficients des modèles linéaires mixtes. Ils présentent les résultats avec l’ensemble des données, ainsi que des analyses complémentaires sans ces observations influentes, ce qui renforce la transparence mais invite à ne pas surinterpréter les valeurs chiffrées exactes.

Contexte de transposition. L’étude a été menée à Avignon, dans un contexte plus chaud et plus sec que de nombreux ruchers suisses, surtout en altitude. Le seuil autour de 30 °C est un repère utile, mais il ne doit pas être lu comme une frontière universelle et rigide valable de la même manière en plaine suisse, en zone de montagne ou dans un rucher très ombragé.

Ce qu’on ne peut pas conclure. Cette étude ne dit pas quelle capacité précise doit avoir un abreuvoir, quelle distance au rucher serait optimale, ni quelle source d’eau serait la meilleure dans toutes les situations. Elle ne mesure pas non plus directement la charge individuelle rapportée par chaque butineuse ni le nombre exact de trajets. Elle montre une dynamique biologique utile pour la pratique, mais ne fournit pas à elle seule une norme de conduite universelle.

4. Qu’en retenir au rucher ?

Au rucher, cette étude renforce l’idée qu’un point d’eau fiable doit être pensé comme une ressource de base, et pas comme un détail accessoire réservé aux seules canicules.

Prévoir un accès stable à l’eau dès les périodes d’élevage du couvain, et pas seulement au cœur de l’été.
Redoubler de vigilance pour les colonies fortes lorsque les journées deviennent chaudes et sèches, surtout au printemps et en été.
Considérer le repère des 22 °C de moyenne journalière ou d’environ 30–32 °C de maximum comme un signal pratique d’augmentation possible des besoins en eau, et non comme une règle absolue.
Un abreuvoir propre, attractif et sécurisé, avec flotteurs ou support limitant la noyade, reste une mesure raisonnable.
Pour la Suisse, adapter l’interprétation au contexte réel du rucher : altitude, exposition, ombrage, disponibilité naturelle en eau, force des colonies et situation de miellée peuvent modifier fortement la demande en eau libre.

Lire l’étude originale

►Effects of weather and colony size on water collection in honey bee, Apis mellifera, colonies

Le Bivic, P., Alaux, C., Gay, C., Vidau, C., Le Conte, Y., Belzunces, L. P., & Pioz, M. (2025). Effects of weather and colony size on water collection in honey bee, Apis mellifera, colonies. Animal Behaviour, 227, 123271. https://doi.org/10.1016/j.anbehav.2025.123271

Pour aller plus loin sur ApiSavoir

Bibliographie

La métamorphose

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

De nombreux insectes, amphibiens, mollusques, crustacés, cnidaires, échinodermes et tuniciers subissent une métamorphose, qui s'accompagne généralement de modifications de l'habitat et du comportement. La métamorphose est un ensemble de processus biologiques par lequel un animal se développe depuis sa naissance (développement embryonnaire antérieur) jusqu'à sa maturité, en passant par de profonds changements structurels et physiologiques. Non seulement il y a des changements de taille et une augmentation du nombre de cellules, mais il y a également des changements dans la différenciation cellulaire. La métamorphose est une caractéristique ancestrale de tous les chordés, elle est présente chez les céphalocordés (acrâniens).

Métamorphoses des insectes :

Alors que chez les amphibiens, la métamorphose implique généralement le remodelage de tissus préexistants, chez les insectes, ce processus implique la rupture des tissus larvaires et le remplacement par une population différente de cellules. La métamorphose se déroule généralement en plusieurs étapes, en commençant par la larve ou la nymphe, en passant par une phase de pupe ou non et en terminant par l'adulte. À travers ces étapes, la croissance est produite par les processus de perte et de croissance d'une nouvelle cuticule à mesure que la taille augmente.

Il existe principalement 2 types de métamorphoses chez les insectes :

-les espèces hémimétaboles avec une métamorphose simple ou incomplète.

- les espèces holométaboles avec une métamorphose compliquée ou complète.

Certains insectes, tels que les thysanides ou les ménés d'argent, ont un développement direct. C'est pourquoi ils s'appellent les amétaboles. Un stade de pronymphe survient juste avant l'éclosion, au cours duquel les structures nécessaires à l'éclosion ont déjà été développées. Dans ce cas, au fur et à mesure que l'insecte se développe, sa taille augmente mais ne change pas de forme.

La croissance et la métamorphose des insectes sont régulées par les hormones effectrices, contrôlées par les neurohormones du cerveau. Les processus de mue et de métamorphose sont régulés par deux hormones effectrices : la 20-hydroxyecdysone (ecdysone) et l'hormone juvénile (JH). L’hydroxyecdysone initie et coordonne chaque mue et régule les modifications de l'expression des gènes lors de la métamorphose. L'hormone juvénile empêche les modifications de l'expression des gènes induites par l'ecdysone, nécessaires à la métamorphose, empêchant ainsi le développement précoce de la larve et permettant la mue nécessaire à la croissance.

Le processus de mue commence dans le cerveau, où les cellules neurosécrétoires libèrent l'hormone protoracicotrope (PTTH) en réponse à des signaux neuronaux, hormonaux ou environnementaux. Cette hormone stimule la production d'ecdysone dans la glande prothoracique. Une fois que l'hormone a été produite, elle cesse de libérer de la PTTH, à ce moment la métamorphose devient indépendante du cerveau. Dans les tissus périphériques, cette hormone est modifiée pour devenir sa forme active, la 20-hydroxyecdysonone, qui est libérée dans l'hémolymphe. Ceci est responsable de la stimulation des cellules de l'épiderme pour la synthèse d'enzymes qui digèrent et recyclent les composants de la cuticule, la concentration en 20-hydroxyecdysone augmente pendant l'apolyse et atteint son maximum pendant le dépôt de l'épicuticule, sa production cesse peu avant ecdysie (chez les insectes hémimetaboles) ou éclosion (chez les insectes holométaboles). Les concentrations hormonales nécessaires à la mue sont différentes le long de l'épiderme, la dernière phase de décroissance de la concentration contrôlant les événements tardifs du développement adulte, si au cours de cette étape augmente artificiellement les niveaux de l'hormone, l'éclosion des imagos est interrompue.

La 20-hydroxyecdysone se lie aux récepteurs nucléaires (EcR) qui forment une molécule active en se liant à la protéine ultraspiracle (Usp). Cette protéine se lie aux gènes responsables de l'ecdysone en inhibant sa transcription, lorsque EcR se lie à Usp it. active la transcription. Il existe trois isoformes des récepteurs, chacune jouant un rôle important au cours de la métamorphose en activant différents groupes de gènes de la même hormone, même s'il est connu que les cellules à l'origine de l'imago ont une concentration plus élevée en isoforme EcR-A. L'usp est également un récepteur d'hormone juvénile, grâce à quoi cette liaison peut inhiber la formation de 20-hydroxyecdysone.

L'hormone juvénile (JH) est sécrétée par les corpus allata, dont les cellules sont actives pendant la mue larvaire mais pas pendant la mue des métamorphoses. En présence de l'hormone juvénile, la 20-hydroxyecdysonine stimule la mue qui génère de nouveaux stades larvaires. Au dernier stade larvaire, le cerveau moyen du corpus allata inhibe la production d'hormone juvénile et il se produit une dégradation de l'hormone juvénile dans les tissus. Il en résulte une diminution des niveaux d'hormone juvénile en dessous d'une valeur seuil, ce qui déclenche la libération de l'hormone protoracicotrope (PTTH) dans le cerveau. Cette réponse stimule la synthèse de l'ecdysone qui, en l'absence de taux élevés d'hormones juvéniles, incite les cellules à développer la nymphe.

Les processus d'ecdysis et d'éclosion sont liés au rythme circadien de chaque espèce et sont contrôlés par l'hormone d'éclosion (EH) qui est sécrétée par les cellules nerveuses et agit directement dans le système nerveux en induisant les comportements et les mouvements ils permettent à l'insecte de se libérer du puparium ou de l'exuvie selon les cas, en plus de permettre aux ailes de s'étendre complètement pour devenir fonctionnelles. La dernière étape de la métamorphose est la sclérotisation (durcissement de la cuticule) et, comme les précédentes, elle est contrôlée par une hormone, elle est appelée bursicon et possède des effets physiologiques qui régulent les propriétés mécaniques de la cuticule. La structure chimique du bursicon a été étudiée chez Drosophila melanogaster.

La connaissance des hormones de croissance est utilisée pour lutter contre les insectes nuisibles. Il est possible d'utiliser des produits chimiques qui nuisent au fonctionnement de ces hormones et empêchent le développement normal de l'insecte.

Voir aussi :

Les sens logés dans les antennes de l’abeille

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Odorat

Les très nombreuses sensilles placoïdes ou poreuses sont spécialisées dans la détection des odeurs et se trouvent sur le flagelle, ou fouet, composé de 10 segments articulés, ou articles, chez la reine et l’ouvrière et de 11 chez le mâle. Sur ces 8 derniers segments mobiles se trouvent des plaques poreuses comportant 7 différentes structures sensorielles pour l’odorat. Par antenne, on compte :

1’600 – 3’000 plaques poreuses chez la reine ;

2’400 – 6’000 plaques poreuses chez l’ouvrière ;

> 30’000 plaques poreuses chez le faux-bourdon.

Les sensilles basiconiques, dont le nombre est plus limité (150/antenne), sont également sensibles aux odeurs et laissent apparaître extérieurement une terminaison en forme de poil dont la paroi est perforée pour permettre aux molécules odorantes d'accéder au liquide sensillaire, d'où partira l'influx nerveux vers le cerveau de l’abeille. Celle-ci utilise ses antennes pour s'orienter vers une source d'odeur en comparant les informations olfactives provenant des deux antennes. Certaines odeurs sont attractives comme les odeurs des fleurs ou celles émises par la reine. Les mâles sont vigoureusement attirés vers les reines lors du vol de fécondation grâce aux molécules qu’elles émettent à des concentrations très faibles.

D’autres odeurs sont répulsives, comme par exemple la fumée de l’enfumoir ; d’autres provoquent l’agressivité des ouvrières comme les molécules produites par les gardiennes lors de la détection de danger ou à l’approche de l’apiculteur.

Goût

Le sens du goût est assuré par des récepteurs gustatifs situés sur les 3^e et 10e segments du flagelle et qui répondent aux substances sucrées. Les abeilles reconnaissent les 4 goûts fondamentaux (sucré, salé, acide, amer) même s’ils ne sont pas perçus de la même façon chez l’homme. Les seuils de sensibilité diffèrent aussi : le seuil pour l’acide chlorhydrique est plus bas et le seuil pour l’acide acétique est plus haut chez l’abeille que chez l’homme.

Par ailleurs le sens du goût est également présent sur les récepteurs des tarses des pattes antérieures et sur le proboscis.

Toucher

Le sens du toucher qui permet l’action volontaire d'exploration de l'environnement physique est réalisé grâce aux sensilles trichoïdes avec un petit poil à paroi épaisse du flagelle, que l'abeille utilise un peu en «tâtonnant» comme le bâton de l'aveugle. Les antennes d'une ouvrière sont très sollicitées, palpant et touchant sans cesse les objets qui les entourent. Elles sont par exemple capables de reconnaître la taille des cellules des rayons. Les abeilles ont aussi nombre d'activités qui intègrent le sens du toucher. Elles ont la capacité de préhension. Avec leurs pattes, elles prélèvent le pollen et la propolis. Avec leurs mandibules, elles peuvent malaxer la cire et la propolis, saisir un cadavre et le sortir de la ruche, mordre, etc.

A part les antennes, un ensemble de récepteurs sensoriels est disposé sur tout le corps de l'abeille. Ce sont des sensilles mécanoréceptrices qui possèdent une soie ayant la capacité de se mouvoir légèrement sur sa base. Des cellules sensorielles, situées à la base de ces soies, enregistrent leur moindre mouvement et renseignent l'abeille sur son environnement physique.

Certaines de ces soies sont regroupées pour donner une information spécifique à l'abeille. Ainsi les soies sensorielles situées sur l'œil entre les ommatidies sont responsables de la perception des flux d'air et produisent des informations utilisées par les butineuses pendant le vol. Des champs sensoriels situés dans l'articulation du cou avec le pétiole permettent à l'abeille de s'orienter par rapport à la pesanteur.

Ouïe

L'abeille est d'autant plus capable d'entendre et de percevoir des vibrations que celles-ci sont transmises par le support (les rayons, notamment) où elle se trouve. Ainsi, une reine mère détecte les chants des jeunes reines prêtes à éclore de leurs cellules.

Trois organes sont impliqués dans l'ouïe :

Le premier, situé dans les pattes antérieures, consiste en une fine membrane interne qui vibre lorsque des sons ou des vibrations sont renvoyés par les rayons de la ruche. Cet organe est aussi sensible à la fréquence auditive correspondant au «chant» des reines.

Les deux autres organes sont situés dans les antennes, l'un juste à leur base, l'autre dans leur dernier tiers. Il s'agit des sensilles campaniformes, sensibles aux vibrations, ainsi que de deux groupes de sensilles trichoïdes (au total environ 8500 sur les deux antennes).

Considérée dans sa totalité, l'antenne peut entrer en résonance avec des sons d'une fréquence inférieure ou égale à 20 hertz par seconde, tels que celle utilisée lors de la danse frétillante. La partie terminale de l'antenne, quant à elle, perçoit des fréquences situées de 250 à 300 hertz. Cependant, il a été démontré à l'aide de magnétophones que l'abeille est aussi sensible aux sons entre 600 et 2000 hertz. D'autres sons frémissants détectés par les abeilles, produits par les frottements alaires des ouvrières et les muscles thoraciques, correspondent à une fréquence de 180 à 190 hertz. Chez les colonies orphelines, cette fréquence est déplacée de 175 à 240 hertz.

D’autres types de sensilles ont également des formes spécifiques, mais leur fonction n'est pas toujours clairement connue. L’abeille prend grand soin de ses antennes en les nettoyant très régulièrement avec la brosse se trouvant sur le basitarse de sa patte antérieure.
		Détail de la brosse à antenne ou encoche tarsale au niveau du basitarse de la patte antérieure.
L’antenne renferme d’autres capteurs sensoriels : sur le pédicelle qui est une structure articulée intermédiaire entre le scape et le flagelle, se trouve l’organe de Johnston dont les cellules très sensibles renseignent l’abeille sur les moindres mouvements du flagelle. Ce capteur est particulièrement utile pour enregistrer les informations transmises par les mouvements des autres ouvrières au sein de la colonie. Il permet aussi aux abeilles d’évaluer la vitesse en vol via la courbure de l’antenne.

Sensibilité physico-chimique

Les antennes permettent aussi à l’abeille de reconnaître son environnement physique, comme par exemple la température, l’hygrométrie, la teneur en gaz carbonique...

Electrosensibilité

Durant son vol ou lors de certains mouvements, l’abeille accumule des charges électriques positives sur son corps et sur ses ailes. La cire présente sur l'exosquelette étant un matériau isolant, ces particules ne disparaissent que lentement, même une fois l’insecte posé. De ce fait, l’abeille émet en permanence un champ électrique durant ses déplacements aériens ou dans les quelques instants qui suivent son atterrissage.

Ce champ électrique permet à certaines particules, comme le pollen, à adhérer au corps des pollinisateurs lorsqu'ils se posent sur une fleur. Le champ électrique de cette fleur est d'ailleurs modifié par le contact avec un insecte, ce que peuvent percevoir d'autres insectes.

Les abeilles sont capables de détecter les formes et l'intensité des champs électriques. Elles peuvent donc repérer les plantes à fleurs proches, lesquelles modifient ces deux facteurs par leur simple présence. Des chercheurs britanniques de l'Université de Bristol ont réussi à prouver que les pollinisateurs détectaient ces champs électriques, qui sont déformés de façons spécifiques par chaque plante, aux formes et tailles différentes.

Les antennes des abeilles sont très sensibles aux champs électriques qui induisent une courbure du flagelle. Cette répulsion des antennes pour les champs électriques positifs (avec flexion du flagelle et stimulation du pédicelle et de son organe de Johnston) complète les mécanismes de dialogue qui permettent aux abeilles de communiquer dans l’obscurité la plus complète et par exemple de pouvoir identifier la danse oscillante d’une butineuse indiquant la localisation d’une source de nourriture.

Outre leur fonction première d’organes des sens, les antennes donnent des indications sur l’état des abeilles, par exemple l’état de relaxation qui se caractérise par trois types de comportements antennaires : des antennes immobiles, des antennes se contractant toutes les minutes ou encore des antennes produisant de grands mouvements de balancier.

Enfin, les antennes des mâles, richement dotées en sensilles, libèrent des phéromones sexuelles, particulièrement utiles pendant la période de reproduction lors du vol de fécondation.

Sources:

Extrémité du flagelle

Articulation entre deux articles du flagelle

Voir aussi :

Etiquetage du miel

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Dénomination spécifique selon l’art 3 de l’Ordonnance sur l‘étiquetage et la publicité des denrées alimentaires (OEDAI) et l’art 78 de l’Ordonnance sur les denrées alimentaires d'origine animale (ODAIAn) : ,,Miel ou miel d’abeilles“.
Date minimale de conservation (art.11 OEDAI) : si la conservation est de plus de 18 mois, l'indication de l’année suffit. ,,A consommer de préférence avant le...“, si le jour est mentionné ou ,,A consommer avant fin.....“, si seule l’année est indiquée
Origine : Pays de production selon l‘art 2 al. 1g OEDAI par ex: “Miel suisse“., si cela ne figure pas visiblement dans l'adresse.
Nom et adresse de l'apiculteur, du conditionnteur, du distributeur ou de l‘importateur (art 2 al. 1f OEDAI)
Lot selon l‘art 19 — 21 ODEAI : Après l’indication “L", ajouter une indication ou un numéro avec lequel le lot de production est identifiable…
Poids de remplissage net : par ex. 1 kg, 500g, 250g net
Les tailles minimales des caractères pour l'écriture des indications de poids net sont les suivantes : pots de 1'000 g, 500 g et 250 g : 4 mm, et pour les pots de 50 g à 200 g : 3mm (ODqua, 941.204).

Ces indications doivent figurer dans au moins une langue nationale et être bien lisibles.

Indication non obligatoire, mais permises :

Dénomination spécifique: dans certains cas, les dénominations spécifiques mentionnées ci-après peuvent être utilisées au lieu de la dénomination spécifique «miel»: miel de nectar, miel de forêt (art. 98 ODAIAn).
Indication de l’origine botanique: dans le cas de l'indication de l'origine florale ou végétale, par exemple miel de tilleul, le miel doit provenir principalement de l'origine botanique indiquée (art. 98 ODAIAn).
Dénomination géographique: dans le cas de l’indication régionale, territoriale ou topographique, par exemple miel du Pays de Gruyère ou miel de la Vallée de Conches, le miel doit provenir de la région indiquée et ne doit pas être mélangé avec des miels d’autres provenances (art. 98 ODAIAn).
Déclaration nutritionnelle: elle doit contenir les informations suivantes (art. 21 ss OIDAI):
la valeur énergétique, la teneur en lipides, en glucides, en sucre, en protéines et en sel (par exemple 100 g contiennent: valeur énergétique: 1280 kJ (302 kcal), lipides: 0 g, glucides: 75g, protéines: 0,4 g, sel: 0 g).
Allégations nutritionnelles et/ou de santé: elles doivent respecter les exigences légales conformément à l'art. 29-35 de l’OIDAI (p.ex. “Le miel est une précieuse source d'énergie“).

Les indications suivantes sont interdites :

En particulier les allégations de toute nature qui attribuent au miel des propriétés préventives, thérapeutiques ou curatives (p. ex. apithérapie) sont interdites (art. 12 de l'ordonnance sur les denrées alimentaires et les objets usuels ODAlOUs, RS 817.02).
Les allégations non autorisées, injustifiées et/ou les indications incomplètes concernant la teneur en minéraux ou en vitamines, par exemple : «Le miel contient des minéraux et des vitamines» ne sont pas autorisées (art. 29 et 30 OIDAI).
Un étiquetage nutritionnel incomplet (par exemple avec seulement l’indication de la valeur énergétique, sans spécification de la teneur en protéines, en glucides et en lipides) n’est pas autorisé (art. 22 OIDAI).

► Ordonnance sur les denrées alimentaires et les objets usuels (ODAlOUs)

► Information du contrôleur de miel

Voir aussi :

Principes du nourrissement des abeilles

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Principes généraux du nourrissement pour les abeilles

Seul le miel convient aux abeilles, c’est leur nourriture depuis de millions d’années, elles n’ont pas attendu nos connaissances en diététiques pour survivre en bonne santé.

Donc l’idéal est de les laisser accumuler leurs réserves au moment opportun, c’est à dire au temps des floraisons. C’est au printemps. C’est ce que faisaient nos ancêtres qui préconisaient dans les livres d’agriculture du début du 19° siècle de ne faire la récolte du miel qu’en mai pour prélever le solde de l’année précédente et un peu de la nouvelle miellée puis laisser les abeilles reconstituer leurs réserves au moment des fortes miellées.

Aujourd’hui nous souhaitons récolter un peu plus que 4 ou 5 kilos de miel par ruche et nous pillons leurs réserves d’avril à aout. De sorte qu’il ne reste guère de floraisons pour faire les réserves hivernales. L’apport artificiel de sucre devient une nécessité.

Mais il y a une autre raison, les colonies sont sous la prédation du varroa combinée aux néonicotinoïdes et autres phytosanitaires systémiques qui n’affectent pas les seules abeilles butineuses comme apr le passé avec le DDT par exemple, mais aussi le couvain. Les colonies sont affaiblies de manière chronique, ce qui favorise l’apparition de maladies peu connues ou inconnues jusqu’alors, maladies virales entre autres. Notre action sur la bonne alimentation de nos colonies augmente leurs capacités à se défendre seules contre les maladies. Les apports protéinés ont pour objet de compenser la prédation protéinique de varroa qui rend les abeilles nourrices mauvaises productrices de gelées nourricières et de cire, qui réduit leur durée de vie… Les néonicotinoïdes semblent favoriser le développement de certaines maladies, Nosema en particulier.

Si le miel reste la meilleure des nourritures pour les abeilles, nos apports ne seront pas en miel, sauf si nous sommes certains que le miel que nous leur apportons est indemne de germes de loques en particulier. Or, cette certitude nous ne l’avons jamais et les traitements que nous ferions subir au miel pour le rendre stérile en détruirait les composants intéressants. Seul le sucre est la nourriture que nous apporterons sauf cas particulier où l’apport de miel es fait de manière ponctuelle sur des colonies spécifiques, notamment pour l’élevage des reines. Le danger porte sur la distribution générale d’un miel contaminé.

Autres apports : les compléments protéinés. Nous n’apporterons jamais la qualité, du fait de leur diversité, des protéines aussi riches que celles des pollens. Les succédanés utilisés le seront à des moments précis en attente de l’arrivée massive des pollens floraux printaniers, ou en fin de saison pour accroître ou maintenir la ponte de la reine et la production d’abeilles d’hiver bien pourvues en corps gras, leur réserve majeur de protéines.

Mai nous apporterons également des compléments alimentaires de type oligo-éléments, vitamines… pour renforcer l’état général des abeilles, ou pour améliorer leur flore intestinale, notamment pour réduire le volume des spores de Nosema qui se développent dans la paroi intestinale au moment d’une blessure permettant à ces spores d’y pénétrer. Blessures provoquées par des néonicotinoïdes en particulier selon les travaux de recherche effectués à l’INRA et au CNRS par les équipes d’Yves le Conte en particulier. La reproduction de Nosema dans la paroi intestinale de l’abeille favorise sa mort.

Aujourd’hui aucun de ces facteurs ne semble à soi seul explicatif, mais leur combinaison depuis l’arrivée des néonicotinoïdes semble être l’élément principal des mortalités hivernales depuis près de 20 ans. Bien d’autres facteurs peuvent être évoqués comme les produits de traitement contre varroa, ce qu’une étude espagnole aurait montré, ainsi que l’usage des antibiotiques qui bloquent les protéines qui évacuent les produits chimiques étrangers à l’organisme des abeilles selon une étude américaine publiée sur Plos One.

Tout cela pour insister sur l’importance du nourrissement, au delà des bonnes pratiques en matière d’usage des médicaments et de choix des lieux d’implantation des ruchers. C’est une réponse importante au niveau de l’apiculteur de base pour contrecarrer les effets délétères de l’environnement actuel.

2. Les produits utilisés : sucres

Le sucre : Seul le glucose ou le fructose seraient les mieux adaptés pour les abeilles car ce sont des sucres simples (glucides monosaccharides) d’assimilation directe,mais dans le commerce ont trouve aisément du saccharose pur, issu du sucre de betterave ou de canne. La salive des abeilles contient des enzymes qui hydrolysent les sucres des nectars composé aussi de saccharose comme le sirop qu’on leur apporte. Ainsi transformés par ces enzymes, ils deviennent des monosaccharides directement assimilables par leur organisme.

Les sucres pas chers sont des transformation enzymatique d’amidon de blé ou de maïs et si la réaction est conduite à sont terme, il en ressort du glucose exclusivement. Ces sirops peuvent convenir parfaitement dès lors que leur pureté est assurée. S’ils contiennent des sucres complexes incompatibles avec les enzymes dont disposent les abeilles pour les transformer (amidon ou lactose par exemple) ils sont indigestes, encombrent l’intestin des abeilles ce qui leur provoque des diarrhées.

L’intérêt des sucres issus de la transformation de l’amidon est que le glucose qui en résulte peut être à très haute concentration, (supérieur à 70% en général) sans cristalliser dans les nourrisseurs comme le fait le saccharose dès que sa concentration dépasse 66%. Si l’on peut trouver de tels sucres, du point de vue économique leur usage est très rentable compte tenu de la flambée actuelle du cours du sucre sur le marché mondial et des engagements européens de s’approvisionner pour 15% de nos besoins auprès de pays producteurs comme le Brésil qui, aujourd’hui, ne peuvent plus nous fournir ayant fait le choix de développer les biocarburants…

Le sirop de stimulation (pour faire pondre la reine) ne devra pas dépasser 50% de sucre. Le nectar contient aux alentours de 20%, voire 30% tout au plus, de sucres (glucose, fructose, saccharose). Donné par petites quantités (1/2 l à 1 litre) tous les jours ou 2 ou 3 fois par semaine, il simule une miellée, les abeilles qui le prennent le redistribuent à toutes. Cet échange généralisé sur la durée entretient un niveau élevé d’alimentation qui provoque en abondance la production de gelée royale et de gelée nourricières, la reine ainsi nourrie se met à pondre… et les cirières à cirer. Le volume donné doit correspondre au volume consommé quotidiennement par la colonie de façon à ce qu’il soit peu ou pas du tout stocké.

Le sirop concentré, donné en grande quantité à chaque apport, provoque l’amassage car la colonie sera rapidement saturée du point de vue alimentaire. L’abondance dépasse la capacité de consommation des abeilles qui mettront le sirop partout où des cellules seront libres ou libérées, engendrant de ce fait une impossibilité pour la reine de pondre puisque du sirop se trouve là où du couvain naissant libérait des cellules.

Chacune des concentrations de sirop correspond donc à un objectif bien précis.

Le sirop sera donné à des températures externes excédant 15°c, s’il est trop froid les abeilles ne peuvent le prendre. Pour cela, les cadres nourrisseurs à la température de la ruche, permettent tôt en saison de l’utiliser pour stimuler la ponte de la reine. Le candi ou le sucre en morceaux seront la manière hivernale d’apporter de la nourriture aux colonies.

3. Les protéines : protéines pour les abeilles

Ajoutées en proportion de 3 à 5 % dans les sirops, bien mixées pour disperser ces produits dans le sirop (ils sont insolubles ou très peu solubles), ces protéines sont des compléments de qualité.

4. Les vitamines et oligo-éléments : des vitamines pour abeilles

Ces produits seront apportés par l’intermédiaire des spécialités du commerce. Les prix sont très variables, certains apportent en outre des protéines. Je n’ai pas de point de repère pour savoir quel serait le hit parade des meilleurs rapports qualité /prix de ces produits tant l’information sur leur contenu et leur mode d’action est pauvre.Toutefois, ceux qui savent reconnaître les plantes, les préparer pour en faire des décoctions, utiliseront des formules à base de plantes permettant de réaliser ces apports. La levure de bière en apporte également. D’une manière générale, les résultats sur les colonies sont très convaincants.

5. Le vinaigre : lutte nosémose abeilles

Classiquement utilisé pour lutter conter la Nosémose, il est donné dans la proportion de 5%. Certains doublent cette quantité pour assurer une très forte action contre la Nosémose. Vinaigre blanc ou acide acétique, certains préconisent d’utiliser du vinaigre de cidre qui apporterait du potassium. Je n’ai pas trouvé de données certaines en la matière, j’ai aussi utilisé et je le fais encore une décoction de propolis à saturation dans de l’alcool à 60 ou 70° et j’en donne 5 cl par litre de sirop.

6. Quand nourrir les abeilles ? Hivernage des abeilles

Les réserves d’hiver sont à démarrer la récolte faite. Au même moment que les traitements anti varroa. La qualité de l’hivernage dépend de la qualité du nourrissement et de la qualité de la lutte contre varroa. A ce propos, on sous estime l’importance des pollens stockés aussi bien sur la nécessité d’en avoir pour la reprise de la ponte de la reine en cours d’hiver, que sur les risques associés au stockage printanier de pollens contaminés par des insecticides, des pesticides ou des fongicides. Leur absence n’est pas dramatique si les apports protéinés sont conséquents notamment dans les candis donnés à partir de janvier.

Pour ma part, n’étant pas à la recherche de récoltes digne du Guiness des records, je fais la dernière récolte au milieu de la miellée du tournesol de manière à profiter de cette miellée pour remplir les corps de miel.

On jonglera entre sirop concentré et sirop léger pour garder la proportion indiquée le mois précédent entre surface de couvain, 1/3 environ, et surface de miel, 2/3 environ.

Il es impératif de cesser les nourrissements mi septembre de manière à ce que disparaissent les abeilles ayant opéré le stockage, ce sont des abeilles vieillies, pour laisser se développer les abeilles « d’intérieur » qui passeront la morte saison et dont les corps gras permettant la préservation de leurs glandes hypopharyngiennes leur feront redémarrer la colonie lorsque les jours s’allongent significativement. Si l’on souhaite faire des miellats, il faut considérer que la survie de ces colonies qui seront exploitées tard en saison, peut être mise en cause par des nourrissements trop tardifs.

Les protéines seront peu distribuées dans les sirops d’été, sauf pour des élevages de reines effectués tardivement. Ils seront principalement faits en début de saison pour booster les colonies, aujourd’hui on devrait avoir les pollens ad hoc, le lierre en particulier. Par contre les autres compléments sont nécessaires.

7. Comment nourrir : sirop abeilles, provisions miel abeilles

Comme indiqué par petites doses pour stimule avec un sirop léger, par nourrisseurs entiers pour le sirops concentré de stockage. Le stockage doit se faire sur toute la hauteur des cadres, la situation la pire serait celle où tous les cadres auraient 10 cm de miel à leur sommet, un coup de froid durable et une petite grappe mourra de faim dans un coin de la ruche alors que du miel se trouve à l’opposé. Fin aout, il faut toujours réduire le volume des ruches par des partitions en enlevant les cadres vides ou peu remplis de sorte que le nourrissement permette de bien remplir les autres.

Une ruche réduite à 5 cadres bien pleins de miel et de couvain passe parfaitement l’hiver.

Les nourrisseurs conviennent tous, sauf les nourrisseurs d’entrée, peu à l’honneur car source de pillage. Leur taille limitera ou augmentera le nombre des passages pour les remplir.

Le plus important est leur étanchéité pour éviter le pillage, on est en période de famine et les colonies sont populeuses. Les abeilles ont faim et cherchent pitance.

Les nourrisseurs couvre cadre, sont à haut risque, un toit un peu voilé et la noyade des abeilles venues de l’extérieur sera assurée. On évite cet accident en mettant une bâche à talus qui, coincée par le toit, assure l’étanchéité requise. La réduction des entrées est aussi une manière de limiter le pillage et surtout nourrir le soir. Le sirop sera bu dans la nuit alors que les pillardes sont chez elles.

Voir aussi :

Insémination à un mâle : le point sur cette pratique

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

UNE UTILISATION EN ÉLEVAGE ET EN SÉLECTION

a) Présentation de la technique

L’insémination est une technique relativement courante en élevage et sélection apicoles, dont la première mention date de 1923 (travaux de Quinn ; Woyke, 1968). Elle permet de réaliser des fécondations en maîtrisant précisément la voie mâle utilisée. De ce fait, on y a recours dans deux cas de figure : dans une approche scientifique afin d’obtenir une meilleure compréhension de la génétique de l’abeille, ou dans une démarche de sélection apicole, pour une sélection/diffusion plus efficace d’une génétique.

b) Résultats obtenus et comparaison avec une insémination classique

Les reines inséminées avec un mâle présentent certaines caractéristiques. La première d’entre elle est un volume d’insémination, de l’ordre de 2 ou 3 microlitres contre 8 à 10 microlitres dans le cas d’une insémination classique, et un nombre de spermatozoïdes plus faible comparé à une insémination classique, de l’ordre de 3 fois moindre (Bolten & Harbo, 1982). La quantité de spermatozoïdes dans la spermathèque étant le premier facteur qui explique la durée de ponte et donc la durée de vie de la reine (Baer et al., 2016, Al-Lawati, 2009), les reines inséminées avec un mâle auront une durée de vie moins longue qu’une reine classique. Il peut ainsi s’avérer plus délicat de les hiverner mais c’est toutefois possible (Nolan, 1932 ; Bienkowska, 2011, Jungels, 2014).

L’insémination à un mâle non apparenté permet d’obtenir des colonies dont le niveau de développement est généralement semblable à celui d’une reine classique pendant les premiers mois (Harbo, 1999). Néanmoins, l’utilisation d‘inséminations consanguines peut réduire drastiquement le développement des colonies (couvain lacunaire, autres symptômes, etc.).

L’autre caractéristique des reines ayant subi cette technique tient à sa progéniture : les ouvrières qui en sont issues auront la même mère et le même père. Ainsi, toutes les ouvrières de la colonie seront donc super-soeurs entre elles (pas de fratries, de demi-soeurs comme dans le cas d’une reine fécondée avec plusieurs mâles). Il en résulte des colonies dont les ouvrières sont très homogènes. De la même manière, si des reines-filles sont greffées à partir des reines inséminées à un mâle, on retrouvera cette même homogénéité chez les reines ainsi obtenues. Il peut également être envisagé d’inséminer plusieurs reines semblables à partir de la semence issue d’un unique mâle, par dilution, afin de travailler avec des colonies à la physionomie très similaires (Harbo, 1986).

c) Utilisation dans une démarche de sélection

L’insémination à un mâle est utilisée par certain.es apiculteur.rices depuis plusieurs années dans des démarches de sélection. Cette utilisation peut répondre à deux objectifs : faciliter la détection de certains caractères difficiles à identifier au sein d’une colonie. Un caractère ou un comportement exprimé par 100% des ouvrières d’une colonie sera plus facilement visible qu’un comportement qui ne serait exprimé que par celles d’une fratrie (environ 8 à 10% des ouvrières dans une colonie classique). Dans le cas d’un caractère qui serait transmis par plusieurs gènes, le mécanisme de transmission sera également plus facile à étudier.

L’autre intérêt de l’insémination à un mâle est d’améliorer la qualité de testage sur descendance par l’obtention de reines-filles plus homogènes. Le fait de travailler avec des reines-filles issues d’une reine inséminée par un seul mâle réduit la variation des performances de celles-ci. La variabilité entre reines-filles sera beaucoup plus faible. Ainsi le coefficient de parenté entre deux reines-filles pleines sœurs sera de 0,75 au lieu de 0,50 pour celles qui sont demi-sœurs d’une reine inséminée à partir de mâles d’une provenant d’une seule colonie.

Le recours à des inséminations à un mâle consanguines, par exemple l’insémination tante-neveu, permet à la fois d’augmenter l’homogénéité de la descendance (détection du caractère) mais également d’augmenter l’expression de certains caractères difficiles à observer à l’instar des caractères récessifs (Jungels, 2014). Cette dernière sélection est souvent orientée vers la recherche d’abeilles résistantes à varroa, la résistance à varroa étant un caractère difficile à isoler, dont le mécanisme de transmission est peu connu (Harris, 2009). P. Jungels, apiculteur professionnel au Luxembourg, utilise l’insémination à un mâle consanguine depuis une dizaine d’années en élevage d’abeilles résistantes à varroa (Jungels, 2014).

d) Effets de la consanguinité (inséminations à un mâle apparenté)

Chez les abeilles, le sexe est déterminé par un seul gène possédant plusieurs dizaines d’allèles différents. Un individu hétérozygote pour ce gène donne une femelle ouvrière ou une reine. Quand un individu est homozygote pour ce gène, il devient alors un mâle diploïde qui est détruit par les ouvrières au stade larvaire.

Voir aussi :

Blocage de ponte: lutte contre le varroa

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Résumé d'une étude européenne

La plupart des pertes de colonies dues à Varroa se produisent en automne ou en hiver, en raison d'un niveau élevé d'infestation par Varroa et d'un état de santé insuffisant des abeilles adultes. Même avec une faible infestation initiale par Varroa au début du printemps, des niveaux critiques d'infection par les acariens et les virus peuvent être atteints avant l'hiver si les colonies élèvent continuellement du couvain pendant toute la saison. Pour surmonter ce défi, les apiculteurs peuvent interrompre artificiellement la production de couvain par des procédures de gestion appropriées, en fonction de leur type d'exploitation apicole. Afin d'évaluer leur efficacité, la charge de travail associée et l'impact sur le développement des colonies, différentes méthodes d'interruption du couvain (mise en cage des reines avec la combinaison d'un traitement à l'acide oxalique, retrait total du couvain, technique du peigne piège) ont été testées pendant deux saisons dans 11 sites sur 370 colonies dans 10 pays européens. Un protocole a été développé pour standardiser l'application des méthodes dans différentes conditions environnementales. L'efficacité de la mise en cage des reines dépendait du mode d'application de l'acide oxalique et variait de 48,16 % à 89,57 % d'élimination des acariens. Les efficacités les plus élevées ont été obtenues par vaporisation d'une solution à 4,2% (89,57%) et avec la sublimation de 2 g d'acide oxalique (moyenne de 88,25%) pendant la période sans couvain. L'efficacité des méthodes purement biotechniques, sans produits chimiques, de piégeage des rayons et d'élimination du couvain ne différait pas significativement de celle des groupes de cages à reines. Nous concluons qu'une application correcte de l'une des méthodes d'interruption du couvain décrites peut contribuer de manière significative à un contrôle efficace de Varroa et à la production de produits apicoles répondant aux normes de qualité et de sécurité alimentaire les plus élevées (Ralph Bürchler et al., 2020, ?action=get_file&id=106&resource_link_id=275a).

2. Introduction

Varroa destructor est un parasite de l’abeille domestique. Son cycle de développement est adapté à celui de son hôte. Il reste néanmoins dépendant de la présence de couvain d’abeilles pour se reproduire. En l’absence de couvain, la population de varroas ne peut pas se développer et les individus sont alors tous en phase de phorésie. Ils sont alors accessibles et vulnérables aux acaricides. Pour ces raisons, la recherche de période sans couvain est intéressante afin d’optimiser l’efficacité d’un traitement médicamenteux (par exemple l’acide oxalique).

Afin de profiter des avantages de l’arrêt de ponte, il est conseillé de procéder à cette opération en juillet. Ce n’est que lorsque la reine est de nouveau en pleine ponte, début août, que la colonie arrive à créer en 6 à 8 semaines la population hivernale nécessaire. Contrairement à la méthode du rayon-piège, la reine interrompt la ponte.

3. Objectifs

L’arrêt de ponte, suivi d’un traitement à l’acide oxalique, remplace le premier traitement estival à l’acide formique. Le second traitement estival à l’acide formique doit être effectué comme de coutume afin de maintenir l’infestation d’acariens à un bas niveau jusqu’au traitement hivernal et de détruire les varroas issus d’une éventuelle réinvasion. Ce n'est qu'exceptionnellement, dans le cas de faibles chutes de varroas morts (ce qui implique un contrôle régulier de l'infestation) et pour des ruchers très isolés que l'on peut renoncer au second traitement estival.

4. Principe de base

Le principe de base de cette méthode est l’encagement de la reine pendant 24 jours dans une cage d’isolement qui laisse l’accès aux ouvrières.
La reine continue sa ponte dans la cage scalvini pendant les 24 jours sans interruption, mais le couvain avorte, la cage n’ étant pas assez haute pour que les abeilles étirent les cellules.
Au bout de 24 jours, la reine est libérée, et un traitement à l’acide oxalique (par dégouttement, vaporisation ou par sublimation) . Comme il n’y a plus de couvain, tous les varroas sont sur les abeilles (varroas phorétiques) et l’efficacité du traitement est maximum.
4 jours après on fait un second traitement à l’acide oxalique qui a pour but de tuer les varroas qui ont échappé au premier traitement, avant qu’ils se réfugient sous les larves dans la bouillie larvaire. (La reine a recommencé sa ponte dès sa libération et les premières larves sont déjà nées).

5. Procédure

Au début juillet : encager la reine (dans une cage à reine p.ex. de type Scalvini). La cagette est insérée dans un cadre bâti au milieu de la ruche préférentiellement sur le haut du cadre (découper la dimension de la cage dans la cire).
Lors d’une miellée encore en cours, il faut qu’il y ait suffisamment de rayons à miel à disposition au sein de la colonie pour que les rayons à couvain ne soient pas remplis de miel.
Procéder à la dernière récolte de miel au plus tard après 3 semaines.
Après la récolte de miel, retirer de la colonie le cadre avec la reine encagée.

Réagencer les cadres, retirer les anciens cadres et vaporiser toutes les abeilles, aussi celles qui se trouvent dans la ruche, d’acide oxalique. La vaporisation présente l’avantage de contrôler en même temps tous les cadres. Le traitement peut aussi être effectué par la méthode de sublimation.
Au besoin, ajouter des cadres de cire gaufrée.
Au bout de 24 h et sans la vaporiser, remettre la reine dans la colonie ou y introduire une nouvelle reine au moyen d’une cage fermée avec pâte de nourrissement.
Ajouter un nourrisseur et offrir immédiatement de la nourriture liquide à la colonie (le mieux étant de l’eau sucrée 1:1) pour stimuler l’élevage du couvain. Si de nouveaux cadres de cire gaufrée sont mis en place, il est très important d’assurer un apport constant de nourriture durant 2 semaines pour qu’ils soient vite et bien remplis.
Vérifier que la reine est bien active une semaine après le traitement à l’acide oxalique.
Effectuer le 2ème traitement d'été à l'acide formique au début de septembre

Une alternative à la cage est de prendre un cadre de hausse, mettre une amorce et le fermer avec des grilles à reines et des élastiques. Au bout des 24 jours, la colonie est traitée avec de l’acide oxalique, la reine est libérée et le cadre est détruit (piège à varroa).

6. Méthodes alternatives

6.1 Retirer les cadres avec du couvain

Une autre méthode consiste à retirer tous les cadres comportant du couvain. De nouveaux nuclei peuvent être constitués avec les cadres prélevés et la colonie mère voit ainsi sa population parasitaire diminuer significativement. Lors de fortes infestations, cette technique est privilégiée à l’encagement. Elle suppose néanmoins de disposer de suffisamment de cadres bâtis pour remplacer les cadres retirés.

Immédiatement après la dernière récolte de miel en juillet chercher la reine dans les colonies choisies et les placer momentanément dans une cage d’introduction fermée.
Retirer tous les cadres avec du couvain et les placer dans une ruchette à 6 cadres (nucleus).
Remplacer les cadres extraites avec des cadres bâtis ou avec des cadres de cire gaufrée
Traiter à l’acide oxalique et libérer la reine
Placer la ruchette à 6 cadres avec les cadres de couvain à une distance d’au moins 3 kilomètres des colonies de production, ouvrir immédiatement, mais étroitement les trous de vol
Introduire une reine ou laisser tirer une nouvelle reine
Nourrir
10 jours après la mise en place du nucleus traiter à l’acide oxalique
Après 30 jours, contrôlez si la nouvelle reine est en ponte

6.2 Changement de reine

Au début juillet: trouver la vieille reine et l’éliminer.
5 jours après l’orphelinage, supprimer toutes les cellules royales déjà operculées et ne conserver que deux belles cellules royales encore ouvertes (non operculées).

Après 24 jours, procéder à la dernière récolte de miel.

Ensuite traitement à l’acide oxalique (par dégouttement, vaporisation ou par sublimation).
La nouvelle reine démarre sa ponte le 26 - 27e jour.
Nourrir immédiatement avec du sirop pour stimuler l’élevage du couvain.
Vérifier que la reine est bien active une semaine après le traitement à l’acide oxalique.
Effectuer le 2e traitement d'été à l'acide formique au début de septembre.

Version pro : éliminer toutes les cellules royales (voir points 3) et introduire une nouvelle reine (F0/F1) après le traitement à l’acide oxalique

Observations:

la colonie prépare la ponte de la nouvelle reine, les abeilles n’ont plus de couvain à entretenir et se consacrent presque 100% à la récolte du nectar, du pollen en prévision de la nouvelle ponte.
On observe une dynamique de développement similaire à l’installation d’un essaim ou d’un paquet d’abeilles.
Selon l’environnement, la ponte redémarre activement, ponte des abeilles d’hiver de qualité.

6.3 Rayon-piège

Au début juillet (jour J) : Isoler la reine dans une cage d’isolation sur un cadre-piège (1) bâti et exempt de couvain.
J+7 : le cadre-piège (1) est basculé dans la colonie hors cage d’isolation et un nouveau cadre bâti (cadre-piège 2) à pondre est inséré à sa place dans la cage d’isolation.
J+14 : le cadre-piège (1) qui a été basculé hors de la cage à J+7 est totalement operculé et il peut maintenant être retiré de la ruche. Ce cadre peut être utilisé pour la constitution de nouveaux essaims. Un nouveau cadre bâti (cadre-piège 3) destiné à la ponte est placé dans la cage d’isolation.

J+14 : le cadre-piège (1) qui a été basculé hors de la cage à J+7 est totalement operculé et il peut maintenant être retiré de la ruche. Ce cadre peut être utilisé pour la constitution de nouveaux essaims. Un nouveau cadre bâti (cadre-piège 3) destiné à la ponte est placé dans la cage d’isolation.
J+21 : le cadre-piège (2) qui a été basculé hors de la cage à J+14 est totalement operculée et il peut également être retiré de la ruche pour être placé dans une ruchette à essaim.
J+28 : procéder à la dernière récolte de miel.
Ensuite, la reine est libérée en douceur dans la colonie et la cage d’isolation peut être également retirée de la ruche. Le cadre-piège (3) de J+21 est retiré de la colonie et redistribué pour la confection d’essaim. Traitement à l’acide oxalique.
Nourrir immédiatement avec du sirop pour stimuler l’élevage du couvain.
Vérifier que la reine est bien active une semaine après (J + 7) le traitement à l’acide oxalique.
Effectuer le 2e traitement d'été à l'acide formique au début de septembre.

Observations:

Pendant toute la durée, la reine poursuit sa ponte sans difficulté à l’intérieur de la cage d’isolation.
L’operculation des cellules à lieu entre le 7e et le 9e jour d’évolution du stade larvaire.
Le cadre mis en ponte dans la cage d’isolation (7 jours) puis dans la colonie pour la phase operculation (7 jours) séjourne au maximum 14 jours dans la colonie avant d’être retiré de la ruche.
Attention : ces cadres sont susceptibles d’avoir beaucoup de varroas. Si on l’utilise pour un essaim, un traitement à l’acide oxalique hors couvain s’impose.

Certains apiculteurs en Europe pratiquent l’encagement de la reine au cours de la période hivernale. Ils s’assurent ainsi qu’il n’y a pas de ponte inutile durant la mauvaise saison (quand elles sont présentes, ces pontes sont « coûteuses » en énergie pour les abeilles d’hiver) et optimisent l’efficacité de leur traitement hivernal complémentaire. Les modèles de cages utilisés pour cette technique sont différents et permettent à la reine de se déplacer avec la grappe hivernale au besoin.

7. Discussion: Avantages et desavantages

Dans le cadre de la lutte alternative contre varroa, les méthodes de traitement de fin d’été sont basées sur l’acide formique ou des produits à base de thymol. Dans les deux cas, malgré des systèmes de réglage des surfaces d’évaporation, ces traitements sont tributaires de la température et de l’humidité ambiante. Comme conséquences, il est parfois observé des pertes de reines en cas de températures très élevées ou des efficacités insuffisantes en conditions fraîches et humides pouvant ultérieurement mettre en danger la colonie. Dans le but de s’affranchir de cette dépendance aux conditions externes, l’encagement de la reine suivi d’un traitement hors couvain à l’acide oxalique peut représenter une alternative intéressante. Il a déjà été démontré que les traitements avec l’acide oxalique en période hivernale présentent une efficacité de 95-98 % (Imdorf et al. 1997, Radetzki 1994 ; Charrière et al. 2000) et il est donc possible de s’attendre à des résultats semblables lorsqu’il est appliqué en fin d’été après la récolte dans les colonies rendues sans couvain. Ceci permettrait de diminuer rapidement la charge en varroas dans les colonies et de produire des abeilles d’hiver saines une fois le traitement terminé.

Yves Goic (voir présentation pdf) a fait part des tests en France depuis 2012 par un groupe d’apiculteurs « Technique de blocage de ponte ». En 5 ans, près de 6500 colonies ont eu un encagement de reine avec les cagettes Scalvini, et sur près de 2700 colonies d’autres techniques de blocage de ponte. Lors de la libération, ils ont constaté une perte de reines de l’ordre de 3.1 %. Tous les ans, la majorité des apiculteurs avaient encagé leurs reines entre le 7 et le 21 juillet. Globalement, cette technique permet de libérer les colonies d’une charge en varroas trop importante avant l’hivernage. Cette technique est souvent associée à un renouvèlement de reines. Toutes les conditions sont réunies et la nouvelle reine peut être introduite sans difficulté.

Selon une étude du centre de recherche apicole de Liebefeld (► voir l’étude), cette méthode a montré des résultats satisfaisants dans le cadre de la lutte alternative contre varroa.

Lors des deux années étudiées, les résultats ont été semblables et aucune différence n’a été constatée en ce qui concerne la survie des colonies ou des problèmes de reine. Aussi, aucun effet négatif sur la population à l’entrée ou à la sortie de l’hiver n’a été observé en comparaison des traitements à l’acide formique habituels. Finalement, les faibles chutes naturelles de varroas durant l’hiver nous indiquent que la stratégie de lutte combinant un traitement à l’acide oxalique suite à une interruption de ponte et un traitement hivernal est généralement suffisante pour assurer de bonnes dispositions pour l’année suivante.

Cependant, ce mode de traitement ne représente pas une révolution face à l’acide formique et se présente donc plus comme une alternative équivalente que comme une méthode de substitution. Il reste notamment quelques doutes quant au fait que son efficacité soit assez haute lors de fortes infestations pour qu’un seul traitement soit suffisant. C'est pour cette raison que ApiService recommande d'effectuer le 2e traitement d'été à l'acide formique.

Cette méthode, si elle est efficace, présente des contraintes pour les apiculteurs:

Les reines doivent être jeunes pour pouvoir reprendre rapidement une ponte abondante après leur libération.
Elles doivent être marquées pour faciliter leur recherche rapide dans la ruche.
Pour faciliter la recherche des reines les ruches doivent être en bon état, cette opération peut être très compliquée dans des ruches dont les cadres sont collés par la cire et la propolis.
Toutes les ruches du rucher doivent être traitées de la même manière et simultanément pour éviter la réinfestation.
Les reines doivent être libérées en douceur.
Prévoir au besoin un nourrissement stimulant en absence de rentrée de nectar pour relancer la ponte de la reine.(apport de sirop 50/50).
Le calendrier des opérations doit être respecté à la lettre si on veut que la méthode soit efficace (encagement de la reine, 24 jours plus tard libération de la reine et traitement à l’acide oxalique, un deuxième traitement à l'acide formique au début septembre au plus tard).

Mais c'est une bonne alternative quand :

on est tributaires des variations de température et de l’humidité ambiante
on cherche une méthode de traitement moins invasive
on veut diminuer rapidement la charge en varroas dans les colonies et de produire des abeilles d’hiver saines une fois le traitement terminé

Voir aussi:

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Références:

Charrière J.D. ; Imdorf A. (2000) Recommandations pour l'usage de l'acide oxalique appliqué par dégouttement pour lutter contre le varroa, Revue Suisse d'apiculture, 97(8) : 286-287.

Fluri P. ; Imdorf A., (1989) Le blocage de la ponte aux mois d’août et de septembre et ses effets sur l’hivernage des colonies, Journal Suisse d’apiculture, 86, pp. 273-275.

Gauthier L. ; Droz B. ; Dietemann V. ; Charrière J.-D. (2013) L’encagement de reines : une méthode pour traiter varroa en été, Journal Suisse d’Apiculture, pp. 19-21.

Imdorf A. ; Charrière J.-D. and Bachofen B. (1997) Efficiency checking of the Varroa jacobsoni control methods by means of oxalic acid, Apiacta, 32(3): 89-91.

Imdorf A. ; Bühlmann G ; Gerig L. ; Kilchenmann V. and Wille H. (1987) Überprüfung der Schätzmethode zur Ermittlung der Brutfläche und der Anzahl Arbeiterinnen in freifliegenden Bienenvölkern, Apidologie 18(2): 137- 146.

Kristijan Jusic (2020) Le blocage de ponte programmé des reines. Une technique efficace et une solution d’avenir dans la lutte biomécanique contre le varroa en apiculture biologique.

Mortarino M. ; Nanetti A. ; Corsi N. and Sesso L. (2014) Trattamenti farmacologici per il controllo di Varroa destructor, Quaderni della Ricerca Regione Lombardia, 162, pp. 26-39.

Radetzki T. ; Reiter M. and Von Negelein B. (1994) Oxalsäure zur Varroabekämpfung, Schweizerische Bienen-Zeitung 117 : 263-267.

7. Diverses études & photos

Elimination du couvain de mâles

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Retrait du couvain de mâles contre le varroa – efficacité biologique et rentabilité

Cette étude analyse le retrait systématique du couvain de mâles comme méthode complémentaire de lutte contre Varroa destructor. La démarche repose sur le fait que le varroa se reproduit préférentiellement dans le couvain de mâles, où son succès reproductif est nettement supérieur à celui observé dans le couvain d’ouvrières.

L’expérimentation s’est déroulée sur deux années (2016–2017) et a porté sur environ 400 colonies conduites en Dadant. Deux groupes ont été comparés : un groupe témoin sans retrait de couvain de mâles et un groupe test dans lequel des cadres à mâles ont été introduits et retirés au printemps (avril–mai), juste avant l’émergence. Tous les ruchers ont reçu par ailleurs le traitement varroa standard en été et en automne.

Les résultats montrent que le couvain de mâles retiré contient des quantités très importantes de varroas. L’analyse globale indique qu’environ 30 % de la population de varroas peut être éliminée mécaniquement par cette méthode. Associée au traitement classique, elle réduit significativement la charge parasitaire minimale et maximale au cours de la saison.

Les effets biologiques sur les colonies sont positifs. Les ruches du groupe test présentent des populations plus fortes au printemps, une meilleure dynamique de développement et des pertes hivernales réduites. Aucun impact négatif n’a été observé sur la fécondation des reines ni sur la production globale.

Sur le plan économique, les colonies avec retrait de couvain de mâles produisent davantage de miel : environ +16 % au printemps et +9 % en été. Le couvain retiré permet en outre de récupérer une cire de très bonne qualité. Les coûts supplémentaires sont limités, essentiellement liés au temps de travail. Le bilan économique final montre un gain net d’environ 35 € par ruche sur deux ans.

Les auteurs soulignent que le retrait de couvain de mâles ne remplace pas les traitements acaricides, mais les complète efficacement. Son intérêt majeur réside dans la réduction précoce de la pression parasitaire, améliorant ainsi l’efficacité des traitements ultérieurs.

Conclusion : le retrait du couvain de mâles constitue une méthode simple, efficace et économiquement intéressante pour renforcer la lutte intégrée contre le varroa, en particulier dans les exploitations apicoles professionnelles.

► Lire l'article

Voir aussi :

Prévenir l'essaimage

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Le début de la fièvre d'essaimage

Le développement du couvain atteint sont sommet en juin

2. Les facteurs favorisant l'essaimage

race et souche de la colonie: certaines races sont bien plus essaimeuse que d'autre
prédisposition génétique de la reine
période de l’année : surtout au printemps avant la miellée
manque de place (congestion de la chambre à couvain) : beaucoup de cadres de couvain operculé, pas de possibilité de ponte pour la reine avec une énorme concentration d’abeilles
une ruche devenue trop petite : cela survient généralement après l'arrivée d'importantes quantités de pollen qui font rapidement grossir la population de la colonie. La conséquence: une dilution de la concentration des phéromones de la reine parce que la colonie est trop peuplée
manque d’espace pour stocker le miel lors de la miellée
manque de place pour la construction
conditions météorologiques défavorables : mauvais temps prolongé après une bonne miellée de fleurs, temps changeant
trop de nourrissement liquide en fin de printemps
l'âge de la reine (2 à 3 % d’essaimage pour une reine de l’année, mais n+1 ➜ 20 % (pour une reine de 2 ans) et n+2 ➜ 50 % (pour une reine de 3 ans). La destruction des cellules royales ne suffit pas à empêcher l'essaimage)
ensoleillement trop intense des façades de vol des ruches et température trop élevée dans la ruche (aération insuffisante)

3. Comment maîtriser l’essaimage ?

donner de l’espace à temps (nouveaux cadres à construire, poser les hausses, enlever des cadres de couvain avec les abeilles, etc.)
laisser construire beaucoup de cadres de cire gaufrée
découper régulièrement les cadres à mâles
introduire de jeunes reines de qualité
prédisposition génétique plus essaimeuse : choisir une reine de qualité. Les reines "tout venant" essaiment beaucoup plus que les reines créées par des professionnels.
de l’ombre sur la façade de vol des ruches l’après-midi par des feuillus (planter des feuillus pour avoir de l’ombre…)
couper une aile de la reine (ce n'est pas une méthode de prévention de l'essaimage, mais c'est une méthode de récupération des essaims)
détruire régulièrement les cellules royales (au moins une fois par semaine) est parfois conseillé, mais cela a en fait tendance à accélérer l'essaimage
prélever un paquet d’abeilles
prélever les cadres avec les cellules royales et faire des nuclei ; on pourra changer la reine plus tard si on veut
éloigner la reine : prendre un cadre avec la reine, le transporter dans une ruchette dans un rucher éloigné ; détruire les cellules royales tout-de-suite puis encore une semaine après ; remettre la reine dans la ruche, comme si on en introduisait une nouvelle
changer la reine : si on change la reine et qu’on enlève les cellules royales, probablement la fièvre va tomber
la division ou l'essaimage artificiel (voir chapitre 3.1)
l’inversion des hausses à couvain au printemps (voir chapitre 3.2)
appliquer la méthode du Demaree (ou Damier). Son principal objectif est de séparer le couvain non- operculé, incluant les œufs, de la reine (voir chapitre 3.3)
appliquer la méthode virdis: transfert du couvain operculé dans un 2e corps au-dessus du premier (voir chapitre 3.4)
encager la reine (méthode en train d'être testé par Serge Imboden et Claude Pfefferlé, Société d'apiculture de Sion: www.apision.ch) : Voir chaptire 3.5 et l'article: ► Nouvelle méthode pour éteindre la fièvre d'essaimage

3.1 Méthode 1: essaim artificiel

(voir article : ► Création de jeunes colonies (nuclei))

Déroulement du travail:

capturer la reine de la colonie mère et la mettre dans une cage à reine
mettre la cage avec la reine de la colonie mère ou une nouvelle reine d'élevage dans une caisse à essaims (ou dans une ruchette avec des cadres de cires gaufrées)
prélever 1 à 2 kg d'abeilles de la colonie (ou de plusieurs colonies) mais sans la reine et les brosser dans la caisse à essaim
donner immédiatement un peu de nourrissement liquide à l'essaim artificiel
mettre l'essaim dans une cave sombre et fraîche jusqu'au moment où une grappe d'essaimage homogène s'est constituée autour de la cage à reine (une à deux nuits)
le déposer sur un site de jeunes colonies à environ 3 km de distance avec des cadres de cires gaufrées et libérer la reine (si l'essaim artificiel doit être logé sur le même site qu'auparavant, il faut le laisser au moins 4 nuits dans la cave et le nourrir)
premier contrôle après 7 jours (voir si la reine est acceptée sinon introduire une nouvelle reine, nbr. d'abeilles, nourriture, etc...)
traiter le nuclei à l'acide oxalique (par pulvérisation, par dégouttement ou par évaporation)
contrôle de la colonie donneuse (cellules royales, présence de la reine, présence de ponte)

voir aussi :

► Aide-mémoire : 1.4.2 Essaim artificiel
► Aide-mémoire : 1.4.3 Essaim artificiel avec reine

3.2 Méthode 2 : inversion des hausses

(voir aussi l'article: ► COMPRENDRE L’ESSAIMAGE)

Une méthode facile est l’inversion des hausses à couvain au printemps. Elle s’applique surtout pour les colonies hivernées sur deux hausses, bien qu’elle puisse aussi s’appliquer, après l’ajout d’une deuxième hausse à couvain, sur les colonies hivernées à une hausse, à l’extérieur ou en caveau. Le principe est le suivant :

Les abeilles dans les ruches hivernées à l’extérieur sur deux hausses vont consommer leur sirop tout l’hiver en montant graduellement vers la hausse du haut. Normalement, à la fin de l’hiver, la grappe d’abeilles se trouve dans la hausse du haut, celle du bas étant vide. La reine débute donc sa ponte dans la hausse du haut. En inversant les hausses à ce moment, on place l’espace vide au-dessus de la grappe et du couvain, ce qui est plus naturel pour la colonie. La reine peut donc monter pondre dans cette hausse vide. On peut encore inverser les hausses quelques semaines plus tard alors que le couvain de la hausse du bas est en train d’éclore, de façon à placer ce nouvel espace libre dans le haut de la colonie. On s’assure ainsi de donner de l’espace de ponte à la reine, et aussi de maximiser le nombre d’abeilles butineuses qui iront au champ quand la miellée sera venue.

3.3 Méthode 3 : la méthode du Demaree

La reine se retrouve ainsi avec 8 rayons à pondre. La majorité des abeilles restent en haut avec le couvain, mais redescendront à mesure que celui-ci éclot. Elles rempliront éventuellement la hausse de couvain du haut avec du miel.
Comme les abeilles qui restent avec le couvain du haut ne « sentent » plus la reine qui elle est en bas, elles se croiront orphelines et vont tenter d’élever une nouvelle reine à partir d’œufs présents dans les rayons. Il est donc important de retourner détruire TOUTES les cellules royales présentes sur les rayons de la hausse du haut une semaine à 10 jours après l’opération.
Ce procédé fait « croire » aux abeilles que l’essaimage a eu lieu, et de plus, cet ajout soudain d’espace de ponte pour la reine fera augmenter la population de la colonie notablement dans les semaines suivantes.

3.4 Méthode 4 : la méthode VIRDIS

Quand la colonie s’est bien développée et qu’elle occupe tous les cadres du corps avec présence d’un couvain étendu, le moment est venu de poser la grille à reine et 2 hausses.
A partir du corps, 2 à 3 cadres de couvain operculé (sans possibilité d’élevage) sont prélevés et remplacés par 2-3 cadres bâtis ou garnis de cire gaufrée. La reine doit impérativement rester dans le corps, en bas, sous la grille !

Les cadres de couvain operculé sont introduits au centre des 2 hausses. On place en rive des cadres de hausse ou de corps, bâtis ou non en fonction des besoins/objectifs. On peut compléter par des partitions isolantes pour diminuer temporairement un volume trop important.

Au bout de 10-15 jours, les ouvrières auront émergé du couvain operculé placé dans les hausses et les cadres cirés du corps auront été bâtis et pondus.
Une rotation périodique s'installe jusqu’à la miellée : 2-3 cadres de couvain operculé du corps sont transférés dans le centre des 2 hausses et les 2-3 cadres de la hausse dont le couvain a émergé sont redescendus dans le corps. La reine a ainsi assez de place pour pondre et le rapport de la surface couvain ouvert/fermé restant stable les ouvrières n’étireront pas de cellule royale.
En cas de forte miellée, le transfert des cadres est stoppé et l’apiculteur récoltera les cadres de miel operculé des hausses et les remplacera par des cadres de hausse bâtis mais vides. Comme le nombre de butineuses a été grandement stimulé, la colonie peuplera facilement les 2 hausses et les partitions isolantes pourront être retirées. Avec le cadre de corps en surplus on peut soit créer un nuclei soit renforcer des colonies. Ainsi on retire des varroas de la colonie. Si la colonie n’est pas assez forte ou la miellée trop faible, on retire une des deux hausse.

3.5 Méthode 5 : encagement de la reine

Dès que la fièvre d'essaimage s'est instaurée, la cagette est insérée dans un cadre bâti au milieu du couvain de préférence sur le haut du cadre (découper la dimension de la cage dans la cire).
Lors d’une miellée encore en cours, il faut qu’il y ait suffisamment de rayons à miel à disposition au sein de la colonie pour que les rayons à couvain ne soient pas remplis de miel.
Enlever TOUTES les cellules royales
Après 5 jours recontrôler et enlever les cellules royales encore présentes

Après 14 jours vérifier que l'équilibre entre les cellules operculées et les cellules prêtes pour la ponte est restauré et que la fièvre d'essaimage est éteinte
Libérer la reine et vérifier après une semaine s'il n'y a pas des cellules royales et que la reine est bien active.

Voir aussi les articles suivants:

► Essaimage
► Création de jeunes colonies (nuclei)
► LES CELLULES ROYALES
► Prévenir l'essaimage

Bibliographie:

L'apiculture une fascintation, Edition SAR, Volume 1 (2014)

LA DÉMOCRATIE CHEZ LES ABEILLES - Un modèle de société - Thomas D. Seeley - Editions Quae

Thomas D. Seeley : Honeybee Democracy (2010, Princeton University Press) et Nexus no 75 : "La démocratie est dans la ruche"

Peter David Paterson, L'apiculture, Éditions Quae, 2008, p. 20-21

"L'élevage des reines: production des paquets d'abeilles, initiation à l'insémination instrumentale" - Livre de Gilles Fert - 1988

P. Jean-Prost, Apiculture, Éd. J.b baillière, 1987, p. 125-126

R.Ritter, J.Fischer, A.Spürgin, L.Gauthier, C.Maquelin, H.Hugentobler, B.Lehnherr, H-G. Wenzel, L’apiculture, une fascination, Éd. SAR, 2014, Vol. 1, p. 69

https://fr.wikipedia.org/wiki/Essaimage

http://www.wbka.com/wp-content/uploads/2013/06/There-Are-Queen-Cells-In-My-Hive-WBKA-WAG.pdf

La fausse teigne

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

La fausse teigne

Fausse teigne adulte (Galleria mellonella) : papillon de nuit

Galleria mellonella est aussi appelée «gallérie» dans certaines régions de France, «fausse teigne», ou encore «fausse teigne de la cire». On parle souvent de «teignes», englobant ainsi la fausse teigne (grande) due à Galleria mellonella et la petite teigne due à Achroia grisella.

La (grande) fausse teigne (Galleria mellonella) est une des espèces des lépidoptères de la famille des Pyralidae vivant dans toute l’Europe et dont la larve est appelée chenille alors que la nymphe est nommée chrysalide. Ce papillon de nuit, volant de mai à octobre, a une envergure de 30 à 40 mm.

La petite fausse teigne (Achroia grisella) mesure environ la moitié de la première. Sa petite taille la rend difficile à repérer, mais les dégâts occasionnés dans la ruche sont identiques à ceux de Galleria mellonella.

Achroia grisella adulte (petite teigne)

La fausse teigne est un ravageur redoutable strictement spécifique des ruches. Elle s’est spécialisée au cours de l’évolution et il lui est désormais impossible de se développer hors des ruches. A tel point qu’on trouve pratiquement toujours un certain nombre de chenilles de la fausse-teigne dans le couvain operculé de toutes les ruches, des plus fortes aux plus faibles…

Les 4 stades de développement de la fausse teigne : l’œuf, la chenille, la pupe ou chrysalide et le papillon.

Après la fécondation qui a lieu lors d’un vol nuptial nocturne en forêt, proche du rucher, la femelle adulte est attirée par l’odeur de la colonie et pénètre dans la ruche grâce à la rapidité de son déplacement, une fois qu’elle s’est posée au trou de vol.

Tous les apiculteurs ont remarqué sa course saccadée, changeant constamment de direction et alternée par de courts vols dans toutes les directions lorsqu’ils essayent de l’écraser sur un cadre. L’imago n’est pas particulièrement pourchassé par les ouvrières, car il sécrète des phéromones simulant la présence d’une reine. L’adaptation de Galleria melonella par un olfacto-mimétisme élaboré, est parfaite à tous les stades…

Cycle biologique de la fausse teigne d’après S. Boucher

Une fois introduite dans la ruche, la femelle fécondée, va commencer à pondre entre 300 et 1'000 œufs blanchâtres, d’une taille de 0.1 mm, regroupés en grappes. De très petites chenilles vont émerger de ces œufs, en 5-15 jours si la température dépasse ~9°C. En fonction des conditions thermiques, les œufs ou les chenilles au stade prénymphal peuvent soit hiverner plusieurs semaines ou plusieurs mois, soit se nymphoser et donner des papillons en quelques jours. Les femelles adultes seront fécondées par les mâles hors de la ruche et le cycle peut recommencer.

L’imago (papillon adulte) ne se nourrit pas et ses mandibules sont réduites à l’état d’ébauche. La phase d’insecte adulte est très courte (~2 semaines) et uniquement destinée à la fécondation puis à la reproduction par une ponte intensive.

Si le papillon adulte ne se nourrit pas, il en va tout autrement de la chenille dont la voracité interpelle le biologiste. Grâce à ses mandibules acérées, la larve dévore tout ce qu’elle trouve sur son passage : résidus au fond des alvéoles de couvain, pollen, cire, miel, larves, bois, polystyrène des ruchettes de fécondation… La rapide croissance de la chenille lui permet d’atteindre une taille de plusieurs cm, en doublant son poids chaque jour pendant les 10 premiers jours après l’éclosion !

Ponte de centaines d’œufs regroupés en grappe

Cette incroyable vitesse de croissance explique que la fausse teigne peut anéantir en 10 à 15 jours l’ensemble des rayons d’une ruche affaiblie.

Chenille de grande taille, peu avant la phase de la métamorphose

Si les ouvrières ne s’attaquent que peu ou pas à l’insecte adulte qui émet des phéromones semblables à celles d’une reine, les chenilles, en revanche, sont l’objet d’agressions vigoureuses et de mise à mort par de multiples morsures-piqûres. Les jeunes chenilles se concentrent sur le couvain élevé à 34°C, car elles y sont attirées par thermotropisme.

Elles se protègent en creusant des sillons à la profondeur des alvéoles, sous la nourriture (gelée royale puis mélange miel/pollen) destinée au couvain d’ouvrières/mâles. Une fois l’alvéole operculé, elles sont totalement à l’abri et peuvent festoyer en toute tranquillité.

Elles vont dévorer la nourriture du couvain, la cire, les résidus des cocons qui restent au fond des alvéoles après la naissance de plusieurs générations d’abeilles et le couvain lui-même. C’est ce qui explique la présence du « couvain chauve » en ligne, l’opercule faisant défaut et laissant apparaître la tête de la larve dont le corps est en partie dévoré en profondeur.

La chenille creuse un réseau de galeries pour trouver sa nourriture. Elle tapisse ces tunnels avec de la soie qui lui sert de protection contre la chasse des ouvrières. Les alvéoles défoncés sont irréparables et le cadre tout entier finit par être irrécupérable. La larve passe alors aux cadres voisins en établissant des ponts soyeux qui entravent le passage des abeilles.

«Couvain chauve» formant des lignes droites

Si elle a le choix, la chenille se fixera plutôt sur un cadre de couvain garni de pains de pollen. Sinon, n’importe quel rayon de cire fera son affaire. Pour son développement, la fausse teigne peut s’installer aussi bien dans des ruches peuplées, que sur des cadres stockés pour l’hiver (cadres de hausse après extraction ou cadres de corps chargés de réserves de nourriture). Lorsque les conditions (température, humidité, lumière…) ne sont pas réunies pour leur bon développement, les œufs ou les larves sont capables de retarder leur évolution durant plusieurs semaines. Ceci explique qu’un cadre sorti d’une ruche puisse paraître à première vue indemne de fausse teigne. En réalité, s’il contient (et il contient presque toujours) ne serait-ce que quelques œufs, ceux-ci peuvent éclore plusieurs semaines après le stockage du cadre et contaminer tous les cadres voisins pendant la mauvaise saison.

La teigne laisse sur son passage une grande quantité d’excréments, sous forme de petits bâtonnets noirs striés, par exemple sur les tiroirs à varroas et sur les cadres, ce qui trahit sa présence dans la ruche.

Réseau de galeries tapissées de soie protectrice

Lorsque les chenilles ont atteint leur taille maximum, au stade prénymphal, environ 15 jours après l’éclosion de l’œuf, elles sont moins dépendantes de la température et quittent le nid à couvain. Les abeilles redoublent alors d’agressivité et massacrent bon nombre de ces grosses chenilles moins agiles.

Celles qui en réchappent tissent des cocons de soie allongés, très solides et fixés dans des rainures, des recoins ou des fissures, alignés souvent côte à côte, parfois sous le tiroir ou même dans le sol, au pied de la ruche. La chrysalide se métamorphose finalement en imago avec plus ou moins de rapidité (1-9 semaines), en fonction des conditions climatologiques et de température. La fausse teigne ne se contente pas de dévorer tout ce qui lui tombe sous les mandibules. Elle peut également propager des maladies très contagieuses et très graves, comme la loque américaine, à tout un rucher. Une ruche affaiblie par la fausse teigne est très souvent pillée par les ouvrières des colonies alentour. La transmission de maladies contagieuses par le pillage et la dérive pose alors un véritable problème sanitaire apicole.

Les chenilles ont ravagé tout un cadre avant la phase de métamorphose des chrysalides à l’abri de leurs cocons de soie

L’entomologiste considère que la fausse teigne est un insecte nettoyeur ou fossoyeur des ruches moribondes ou abandonnées. En effet, si une colonie populeuse se défend avec efficacité contre la fausse teigne, ce n’est pas le cas d’une colonie affaiblie pour quelque raison. Les recoins de la ruche peu ou non visités par les ouvrières font le bonheur des fausses teignes. Rapidement, les cadres abandonnés sont nettoyés jusqu’aux fils métalliques. Si un essaim quitte la colonie souche et n’est pas récupéré par l’apiculteur, il va bâtir ses rayons dans la nature et retourner à l’état sauvage en tant que colonie férale. Cette colonie ne bénéficiera pas des traitements contre le varroa et va disparaître dans les 2 ans. Ce qui laisse largement le temps à la fausse teigne de parasiter les rayons et de les détruire intégralement lorsque la colonie déclinera. Ainsi la fausse teigne, par une remarquable adaptation au fil de l’évolution, est devenue un peu l’éboueuse des ruches. A ce titre elle sanctionne toute erreur commise par l’apiculteur peu consciencieux ou peu présent à son rucher.

En 2017, une équipe internationale de chercheurs a publié dans la revue scientifique Current Biology que la chenille de la fausse teigne pouvait également dégrader le polyéthylène (production annuelle 100 millions de tonnes soit la 1/2 de tous les emballages plastiques produits en 2019) grâce aux propriétés catalytiques de ses protéines digestives. Au cours de son évolution et de son adaptation, la fausse teigne a développé une étonnante capacité à digérer la cire, dont les composants chimiques sont des hydrocarbures, proches de la structure du plastique. Cette propriété de pouvoir consommer le plastique ouvre une nouvelle voie de la recherche scientifique concernant la biodégradation de l'accumulation préoccupante des déchets de matière plastique notamment dans les océans.

La fausse teigne épaule ainsi la bactérie Flavobacterium sp. KI72 (mangeuse de nylon), Ideonella sakaiensis, bactérie aérobie découverte en 2016 et qui permet la dégradation du PET, Pestalotiopsis microspora qui est une espèce de champignon capable de décomposer le polyuréthane et Ténébrion meunier (Tenebrio molitor) qui est un insecte coléoptère friand de farines de céréales et dont la larve est capable de manger le polystyrène expansé...

Polyéthylène…

Et maintenant, au plan pratique, que faire pour éviter la fausse teigne en apiculture ?

Concernant la ruche :

Comme l’abeille est un ennemi efficace contre les chenilles, l’apiculteur doit élever des colonies particulièrement fortes dont les ouvrières occupent tout l’espace disponible dans la ruche. Prêter une attention toute particulière aux ruchettes de fécondation et aux nuclei qu’il faut nourrir régulièrement.
Ne jamais laisser des rayons ou de la cire dans une ruche inhabitée, car des œufs (toujours) présents pourront éclore dès que les conditions de température seront favorables.
Nettoyer les couvre-cadres et les barrettes supérieures des cadres (présence d’une rainure pour le passage des fils métalliques).
Nettoyer régulièrement les tiroirs à varroas et éliminer les chenilles qui s’y trouvent ; contrôler également le fond grillagé, notamment ses bords, où les pupes viennent fréquemment se loger. Écraser tous les papillons qui volent aux alentours.
Renouveler régulièrement les cires des cadres, car la fausse teigne est attirée par les résidus présents au fond des alvéoles après plusieurs cycles de couvain. Après 3 ans de bons services, un cadre sera certainement noirci et parfois déformé par des constructions à mâles.
Fondre rapidement ces vieux rayons, surtout s’ils contiennent du pollen, et ceux, même plus récents, qui sont largement infestés.
En cas d’invasion massive, il faut détruire les œufs présents dans le bois, soit à la flamme du chalumeau, soit par soufrage, soit par congélation (-20 degrés pendant plusieurs heures).

Hivernage des hausses

Concernant les cadres stockés :

Trier les cadres en ne séparant les vieux cadres à risque des cadres fraîchement bâtis et n’ayant pas abrité de ponte ni servi de réserve de nourriture (pollen).
Examiner soigneusement les cadres de hausse et enlever minutieusement le pollen que les abeilles auraient maladroitement emmagasiné dans certains alvéoles.
Un traitement des cadres de corps ou de hausse par une congélation à -20°C pendant 48 heures permet de supprimer tous les stades de la fausse teigne (œufs, chenilles, chrysalide, imago).
Stocker les cadres empilés en colonnes, dans des endroits frais, clairs et ventilés qui présentent des conditions très négatives pour le développement des chenilles. Les cadres de corps sont plus compliqués à stocker en « cheminée ». On peut les garder dans des caisses ou des armoires hermétiques après passage au congélateur.
Un traitement par la chaleur à 46 degrés est également efficace, mais le risque de fonte de la cire est un obstacle pour les cadres gaufrés ou bâtis.
Un traitement biologique par pulvérisation du Bacillus thuringiensis sur les cadres est également envisageable. Il faut respecter strictement la date de péremption, car cette bactérie Gram+ aux propriétés insecticides a une durée de vie limitée. Son action contre les chenilles s’étend sur plusieurs mois. Les effets secondaires de ce traitement ont été peu analysés chez l’apiculteur et son éventuel impact sur l’écosystème mal décrit actuellement. En raison d'un durcissement des conditions d'autorisation des biocides, la vente de Mellonex a été suspendue en septembre 2014. La réintroduction du produit est en cours…
Le traitement chimique par vaporisation de l’acide acétique (100 ml pour 50 l de volume de stockage) ou d’acide formique (40 ml à 85 %/50 l) s’applique au-dessus des « cheminées » de stockage des cadres. L’inhalation des vapeurs de ces produits peut engendrer de graves intoxications du système pulmonaire et nécessite le port d’un masque. Par ailleurs ces traitements doivent être appliqués à plusieurs reprises pour une efficacité optimale. La naphtaline (paradichlorobenzène) et le soufre sont à proscrire complètement, que ce soit pour les cadres de corps que pour ceux des hausses. Le soufre est habituellement réservé à l’élimination des colonies.

Voir aussi :

Bibliographie

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/la-fausse-teigne-et-ses-ravages-

https://www.apiservices.biz/fr/articles/87-le-pas-a-pas-la-fausse-teigne-ou-papillon-de-la-ruche

https://www.agrireseau.net/apiculture/documents/PR%C3%89DATEURS.pdf

http://gdsa27.free.fr/spip.php?article104

http://rucherecole68.thann.free.fr/Echo/themes/la_fausse_teigne.pdf

https://fr.wikipedia.org/wiki/Bacillus_thuringiensis

https://fr.wikipedia.org/wiki/Poly%C3%A9thyl%C3%A8ne

Maurice Mathis, Vie et mœurs des abeilles, chapitre XII : « La Fausse-Teigne et ses Ravages, Payot, Paris, 1951 (OCLC 6456072).

Samuel Boucher, Maladies des abeilles 2016, Éditions France Agricole, pp 140-147

Nathaniel Herzberg, « Une chenille dévoreuse de plastique fait rêver les scientifiques », le Monde,‎ 26 avril 2017

Installer son Rucher

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Au niveau législatif, le rucher doit être placé, au minimum, à 15m d'une route mentionnée. L'article 175 sur les installations dit :

« II ne peut être placé ou établi aux abords des voies publiques aucune installation quelconque ni aucun objet dont la destination, l'aspect, le mouvement, le bruit ou les émanations seraient de nature à gêner la circulation, à incommoder les passants ou à effrayer les chevaux et autres bêtes de trait. Les ruchers entrent dans la catégorie des installations précitées. »

Pour le bien du voisinage (risque de piqures générant une crainte), iI est donc préférable de ne pas installer son rucher près d'habitations ou alors impérativement prendre contact avec les voisins.

Conseils pratiques pour l'installation d'un rucher :

si possible, à une distance de 200m au minimum d'un rucher existant et concérter l'apiculteur déjà installé
dans une région mellifère (évidemment !)
altitude maximum 1500m, mais à cette altitude, l'hiver est très long et il sera difficile d'avoir de fortes colonies pour la miellée. II vaut mieux débuter à une altitude maximum de 1000m
à l'abri des vents (une haie pourra faire office de protection)
pas trop près d'un mur faisant face au midi, car la grande chaleur incommode les abeilles
les ruches orientées (trou de vol), si possible, soleil levant
attention aux talus derrière les ruches : l'hiver une neige abondante pourrait les faire basculer
un point d'eau à proximité est important. II peut être aménage artificiellement
un endroit accessible en voiture (votre dos vous remerciera !)
les ruches doivent être élevées d'au moins 30cm du sol
les supports de ruches peuvent être constitués de bases de béton, traverses de bois, poutrelles métalliques pouvant supporter une ou plusieurs ruches
les abeilles ne craignent pas le froid, mais hivernent mal dans les endroits humides
du soleil dès janvier permet aux abeilles de faire leur vol de propreté et ainsi d'éviter le noséma (dysenterie).
un endroit pas trop éloigné de la maison vous permettra de passer plus de temps auprès de vos avettes
une fois les ruches en place, avertir l'inspecteur sanitaire de la région qui délivrera un numéro de rucher à placer de manière visible
chaque déplacement de colonie doit être inscrit dans le formulaire «contrôle d'effectif des colonies d'abeilles pour l'année

Le matériel nécessaire

Pour la pratique de l'apiculture, il est indispensable de disposer d'un matériel en parfait état et adapté à la grandeur de son rucher.

Outillage de base

Enfumoir : il est indispensable, voire l'outil le plus important pour l'apiculteur. II permet d'aborder et de calmer les abeilles. L'enfumoir à soufflet est le plus utilisé. Le combustible peut-être du bois pourri sec, des écorces, des aiguilles de pin ou autres, mais pas de matières contenant de la colle ou des produits chimiques. La fumée doit être froide, blanche et épaisse. On peut aussi utiliser la pipe de l'apiculteur. II faut alors utiliser du tabac comme combustible.
Bruleur à gaz, petit chalumeau : il est utilisé pour désinfecter le matériel (lève-cadre, grattoir, ruches, etc.) et facilite l'allumage de l'enfumoir.
Lève-cadre et racloir : ils servent à décoller, écarter les cadres, racler les cires et la propolis, nettoyer les fonds varroas.
Brosse a abeilles : elle s'utilise pour chasser les abeilles des cadres au moment de la récolte notamment. II faut la maintenir humide durant l'utilisation. A désinfecter régulièrement à l'eau de javel, car elle peut devenir un vecteur de maladies. Souvent mal tolérée par les abeilles, elle peut être remplacée par une grande plume d'oiseau.

Sécurité, protection

Vêtements : portez des habits clairs. Les abeilles réagissent de façon moins agressive aux couleurs claires qu'aux couleurs foncées. Les combinaisons de protection sont surtout utilisées lors d'allergie.
Voile : il est conseillé pour votre sécurité, parfois gênant pour la vue et en cas de chaleur, il est cependant imprudent de ne pas se protéger le visage. Les piqures sur le nez, les lèvres ou sur les paupières sont très pénibles. L'achat d'un ou deux voiles supplémentaires pour le rucher est très pratique pour accueillir vos visiteurs.
Gants : le travail à mains nues est bien plus précis et aisé, cependant, une paire de gants peut parfois s'avérer utile (pour le brossage d'abeilles, lorsqu'elles sont (trop) nerveuses ). II existe également dans le commerce une crème répulsive qui éloigne les abeilles de vos mains. Des gants en latex peuvent s'avérer appréciables lors des premières visites du printemps et en automne afin d'éviter que la propolis ne colle à vos mains.

Les ruches

II existe de nombreux modèles qui présentent tous des avantages et des points faibles. Une fois le modèle choisi, il est conseillé de s'en tenir et de ne posséder qu'un seul système. Cela pour simplifier grandement le travail. On trouve également des ruches dans différents matériaux : le bois (le plus répandu, le plus solide, mais le plus lourd) - le plastique (léger, mais pas facile à nettoyer) - le polyester où polystyrène expansé (pas vraiment solide). II existe aussi dans le commerce des ruches en kit, à monter soi-même, donc meilleur marché.

En Suisse romande, on trouve six modès principaux :

a) La Dadant-Blatt : la plus utilisée dans notre région, elle est composée :

d’un toit qui protège la colonie des intempéries.
d’un nourrisseur qui permet de nourrir la colonie. Plusieurs modèles existent.
d’un couvre-cadres, posé sur le corps de ruche ou la hausse, permet de fermer le dessus de la ruche.
d’une ou plusieurs hausses qui servent de magasins à miel.
d’une une planche de partition qui permet de resserrer la colonie, et facilite la manipulation des cadres.
d'un corps de ruche pour dix ou douze cadres selon les modèles. C'est le lieu où la reine pond et ou les abeilles stockent leurs provisions.
d'un fond ou plateau qui supporte la ruche, avec grille d’aération, planche d’envol et a parfois tiroirs varroas (le tiroir est indispensable, il permet de contrôler le degré d'infestation de varroas dans la colonie).

b) La Dadant-Type (à éviter car il est difficile de trouver des nucleis)

c) La Langstroth

d) La Layens

e) La Burki-Jeker qui convient tout particulièrement pour les ruchers pavillons.

f) La Warré

Matériel complémentaire

Supports pour ruche : Chaque apiculteur a sa petite combine, mais il faut que les ruches soient surélevées du sol de 30 cm au minimum afin d'éviter une trop grande humidité. Ils peuvent être constitués de bases de béton, traverses de bois, poutrelles métalliques pouvant supporter une ou plusieurs ruches. Evitez l'utilisation de panneaux (même épais) qui garderaient trop d'humidité sous les ruches.

Grille a reine : Elle empêche la reine de monter pondre dans la hausse. Sa dimension doit correspondre au type de ruche choisi. II en existe en métal ou en plastique, chacun choisira celle qui lui convient le mieux. Pour la nettoyer, il est possible de la congeler puis de la brosser à froid.

Planche chasse-abeilles : C'est une solution simple et efficace pour vider les hausses de leurs abeilles. Elle permet aux abeilles de la hausse de descendre dans le corps de ruche, mais les empêche de remonter. A placer le soir et à retirer le lendemain à l'aube. II est important de resserrer les entrées (tirettes) dès l'enlèvement des hausses afin de lutter contre le pillage ! II existe plusieurs modèles sur le marché, certains fonctionnent mieux que d’autres ! Demandez conseil auprès de votre vulgarisateur ou d'un apiculteur confirmé afin de faire le bon choix.

Vernis pour ruches : Le fait de disposer de ruches bien entretenues peut être source de fierté mais surtout permet de lutter contre les maladies. Les vernis ne doivent pas contenir d'insecticides, ni de solvants ! (on ne vernit pas l'intérieur des ruches !)

Balance : C'est un mode d'observation très utile pour suivre la bonne marche du rucher, les apports et/ou la consommation de la colonie. C'est une aide précieuse qui peut permettre de prendre la décision de retirer les hausses lorsque les abeilles consomment plus qu'elles ne rapportent. II existe sur le marché des balances propre à l'apiculture mais les balances utilisées dans l'agriculture font très bien l'affaire aussi. Grâce à elle, lors d'apports, vous chercherez d'où ils proviennent et vous vous familiarisez ainsi avec la nature qui entoure votre rucher.

Pulvérisateurs à eau : d'une capacité d'env. 0.5 I. Un pour le traitement à l'oxalique des essaims et un autre avec de l'eau sucrée pour calmer une colonie qui commence à s'exciter ou pour faciliter la capture d'un essaim. On y ajoute de I ‘essence de lavande ou d'eucalyptus à l'eau pour réunir les abeilles de colonies différentes et ainsi neutraliser l'odeur propre à chaque colonie.

Introduction des Reines

Cage a reine : Une petite cagette protège la reine contre l'agression des abeilles lors de son introduction dans la colonie. L'extrémité de cette cagette est obstruée par du candi (mélange de sucre et de miel) qui, une fois grignoté (env. 24h), permet de libérer la nouvelle reine dans une colonie qui se sera habituée aux phéromones produites par celle-ci.

Appareil à marquer la reine : Le modelé en plastique avec piston et coussin mousse est très simple d'utilisation.

Marquage de la reine : Selon les préférences, des markers, des vernis ou encore des pastilles collées et numérotées peuvent être utilisés.

On s'équipera plus tard (après 3-4 ans de pratique) du matériel spécifique à l'élevage des reines: cadres à cupules, picking, ruchettes de fécondation etc.

Matériel d'occasion : Précautions

Aspect sanitaire

S'assurer, auprès de l'inspecteur sanitaire de la région d'où provient le matériel, de l'absence de maladie dans le rucher du vendeur.
Attention à l'achat de ruches, d'abeilles étrangères. De nombreux apiculteurs se sont retrouvés face à des colonies malades.
Malgré cela, passer à la flamme le bois et nettoyer à l'eau de javel les outils.
Les cadres avec de la cire construite sont à éliminer.
Vous pouvez conserver les cadres de hausses s'ils n'ont pas contenu du couvain.
Pour désinfecter une ruche d'occasion, vous pouvez utiliser de la soude caustique avec une protection corporelle adaptée (gants, lunettes... !) ou le Virkon en poudre que vous trouvez dans certains commerces apicole (puissant virucide, bactéricide et fongicide). II est simple d'utilisation et permet d'éviter des problèmes sanitaires par la suite.

Aspect financier

Se faire conseiller par un apiculteur confirmé pour payer le juste prix.
Éviter d'acheter du matériel trop vieux dont la solidité et la fiabilité seront très vite mises à l'épreuve.
II est important de commencer avec du bon matériel. Si vous n'êtes pas trop « bricoleur » évitez le matériel d'occasion. II vous demandera, dans la plupart des cas un travail important de remise en état !

Aspect et normes

Si l'on possède déjà des ruches : éviter d'acheter du matériel d'un autre type (sauf si c'est une volonté ou un but). Dans le cas contraire rester dans les pratiques locales (Dadant Blatt ou ruches suisses pour les pavillons) cela facilite l'achat de nucleis.

Conformité légale

Pour le matériel d'extraction, n'acheter que du matériel en inox ou en plastique alimentaire.

Ruches habitées

L'achat de ruches habitées peut être une solution pour un apiculteur débutant mais s'avère à la pratique une solution en demi-teinte. Ces colonies proviennent généralement d'apiculteurs âges qui n'ont plus la vitalité pour suivre et changer les reines et les cadres quand il le faut. II vaut mieux soit :

Partir avec un nuclei acheté chez un éleveur qui sera une bonne base de départ. Une abeille douce et de qualité permet un meilleur démarrage dans la pratique apicole.
Se faire assister par un apiculteur chevronné et éventuellement remplacer la reine qui sera achetée chez un apiculteur de confiance et prévoir rapidement le renouvèlement d'éventuels vieux rayons.
Prévoir une ruche vide, remise en état et désinfectée pour transvaser rapidement les colonies et ainsi remettre à « neuf » les ruches, les unes après les autres.
Nous ne pouvons forcer quiconque à travailler avec telle ou telle race, mais nous (les conseillers apicoles) vous conseillons très fortement d'élever la Carnica. L'abeille est très bien adaptée à notre climat, elle est douce et si la nature est généreuse, elle aura un très bon rendement. Réservez vos reines à changer auprès d’un moniteur-éleveur ou d’un apiculteur confirmé.

► voir www.miel.ch

Voir aussi :

Tout sur le faux-bourdon

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Cycle biologique

Stade d’œuf : du 1er au 3e jour, l’œuf se développe dans la cellule. À la ponte, il pèse environ 0,16 mg. Il contient une prélarve qui finit par rompre la membrane de l’œuf.

Stade larvaire : à partir du 4e jour, l’œuf éclot. La larve reçoit d’abord de la gelée royale durant trois jours, puis de la bouillie larvaire jusqu’à l’operculation, qui a lieu au 10e jour et forme un opercule bombé. La larve poursuit son développement jusqu’au 13e jour, tisse son cocon grâce à ses glandes séricigènes et peut atteindre jusqu’à 350 mg, soit environ 2200 fois son poids initial.

Stade nymphal : dès le 14e jour, la larve devient nymphe et poursuit son développement jusqu’au 24e jour. La couleur des yeux évolue progressivement du rose très clair au violet foncé, les ailes apparaissent dès le 16e jour, prennent leur forme définitive vers le 23e jour, et la pilosité devient visible à ce stade.

Naissance : le faux-bourdon émerge au 24e jour en ouvrant l’opercule. Il pèse alors entre 200 et 230 mg. Ce développement peut être prolongé de 1 à 4 jours si la nourriture est de mauvaise qualité ou si la température est trop basse. La couleur des yeux à l’état nymphal permet d’estimer précisément l’âge du couvain.

Nourriture : les premiers jours après sa naissance, le faux-bourdon est nourri par les ouvrières avec un mélange de bouillie larvaire et de miel. Ensuite, il commence à se nourrir seul dans les réserves de miel.

Premiers vols : ils ont lieu entre le 5e et le 8e jour. Les mâles peuvent être acceptés dans n’importe quelle ruche, ce qui favorise la diversité génétique et limite la consanguinité. À partir du 12e au 15e jour, ils commencent à fréquenter les aires de congrégation.

Développement sexuel : il débute très tôt, dès le 5e jour après la ponte. Les testicules se développent jusqu’au 21e jour, puis le sperme migre vers les vésicules séminales à partir du 23e jour. Les organes sexuels sont considérés comme entièrement développés quelques jours après la naissance, et la maturité sexuelle survient entre le 12e et le 15e jour après l’émergence, soit environ 40 jours après la ponte. Le mâle reste fécond jusqu’à sa mort.

Aire de congrégation : les reines vierges se rendent dans des aires de congrégation des mâles (DCA), zones aériennes de 30 à 200 m de diamètre situées entre 10 et 40 m de hauteur. Ces espaces se maintiennent d’année en année et peuvent rassembler des milliers de mâles, même sans présence de reine. Lorsque la reine entre dans la zone, les mâles la poursuivent en essaim pour tenter de la féconder. Les accouplements ont lieu surtout l’après-midi, par beau temps, avec peu de vent et une température supérieure à 18 °C. Les mâles peuvent parcourir plusieurs kilomètres pour rejoindre ces aires et restent en général fidèles à la même zone.

Élimination des mâles : en fin de saison, lorsque les ressources diminuent et que la période de fécondation est terminée, les ouvrières expulsent les faux-bourdons de la ruche et peuvent les tuer. Très sensibles au froid, ils meurent rapidement. Les colonies orphelines en conservent parfois plus longtemps.

2. Morphologie

Le faux-bourdon est plus lourd qu’une ouvrière et légèrement plus léger qu’une reine. Sa grande taille, son thorax puissant et ses yeux très développés lui donnent de bonnes aptitudes au vol et à l’orientation. Ses antennes comportent un segment de plus que celles des abeilles femelles, ce qui accroît ses capacités sensorielles.

Il est dépourvu de dard, de glandes cirières et d’organes de récolte du pollen. Sa langue et ses pièces buccales sont moins développées que celles de l’ouvrière. Une grande partie de son abdomen est occupée par les organes reproducteurs : testicules, vésicules séminales, canal éjaculateur, bulbe et endophallus. Lors de l’accouplement, l’endophallus se détache, ce qui provoque la mort du faux-bourdon quelques minutes plus tard.

3. Sélection génétique

Le chapitre présente les bases de la sélection génétique appliquée à l’apiculture. Elle vise notamment à préserver la pureté d’une race, améliorer la productivité, réduire l’essaimage et l’agressivité, renforcer la résistance aux maladies ou au varroa, accroître la précocité ou encore améliorer l’aptitude à visiter certaines fleurs.

Haploïde – diploïde : les ouvrières et les reines proviennent d’œufs fécondés et sont diploïdes, avec deux jeux de chromosomes. Les faux-bourdons proviennent d’œufs non fécondés et sont haploïdes, avec un seul jeu de seize chromosomes issus de la reine.

Gènes et allèles : un même caractère est déterminé par des gènes présents sur une paire de chromosomes. Les différentes versions possibles d’un gène sont appelées allèles.

Dominance et récessivité : lorsque deux allèles sont identiques, le caractère est homozygote. Lorsqu’ils sont différents, ils peuvent être co-dominants ou se comporter selon un rapport dominant/récessif, l’allèle dominant masquant l’expression du récessif.

Homozygotie et hétérozygotie : l’homozygotie facilite l’expression stable d’un caractère, mais elle est rare à l’état naturel. Elle est souvent recherchée par insémination artificielle pour fixer un gène, au risque d’appauvrir la diversité génétique.

Fixation d’un gène : l’insémination artificielle et parfois la consanguinité sur plusieurs générations permettent d’obtenir les allèles souhaités, mais ces méthodes exigent prudence et patience.

Programme de sélection : l’auteur recommande de disposer idéalement d’au moins vingt colonies, voire cinquante. Le plan de sélection comprend cinq étapes : définir les caractères recherchés, choisir les colonies répondant le mieux aux critères, évaluer ces colonies sur une période donnée, élever reines et mâles à partir des meilleures lignées, puis remplacer les reines non sélectionnées par les filles issues des lignées retenues, tout en réintroduisant régulièrement du sang neuf.

4. Conduite d’une ruche à mâles

La conduite d’une ruche à mâles dépend de l’usage prévu : peupler un rucher de fécondation, alimenter une station de fécondation ou produire des mâles destinés à l’insémination artificielle. Dans tous les cas, l’élevage doit être planifié, la quantité de mâles estimée et les colonies choisies avec soin.

Quantité de mâles nécessaires : il faut toujours prévoir bien plus de mâles que le minimum théorique. Un cadre à mâles Dadant fournit environ 2000 mâles, soit de quoi féconder théoriquement une centaine de reines, mais une partie d’entre eux n’atteindra pas la maturité sexuelle, s’éloignera trop ou sera prédatée.

Conditions d’élevage : il faut utiliser des colonies fortes, saines et bien approvisionnées en miel et en pollen, renforcées avec du couvain naissant afin de disposer de nombreuses nourrices. Les colonies doivent présenter une faible pression de varroa, d’où l’importance de traitements adaptés, qu’ils soient mécaniques ou chimiques.

Le cadre à mâles : il peut être fabriqué en coupant une cire gaufrée aux deux tiers, puis en la fixant sur un cadre placé en bordure de couvain. Les abeilles bâtissent alors des cellules d’ouvrières sur les deux tiers supérieurs et des cellules de faux-bourdons sur le tiers inférieur. Des cires à mâles du commerce existent également.

Méthode pour un rucher de fécondation : l’objectif est de saturer localement la zone en faux-bourdons issus de colonies sélectionnées. Les cadres à mâles sont introduits dans les colonies choisies, idéalement l’année précédente ou au printemps avant les premières rentrées de nectar. Il faut ensuite suivre la ponte, déplacer les cadres fraîchement pondus ou larvaires au centre du couvain, ajouter d’autres cadres à mâles, renforcer la colonie par du couvain naissant et assurer une alimentation riche en miel, pollen et pâte protéinée. Dans ce cas, la descendance obtenue reste hybride et correspond à des reines F1.

Méthode pour une station de fécondation : les stations isolées permettent d’obtenir des fécondations contrôlées par des mâles issus de souches sélectionnées, à condition d’utiliser exclusivement des colonies sœurs. Environ cinquante jours avant l’utilisation des mâles, les cadres à mâles sont introduits dans les colonies d’origine. Une fois operculés, ils servent à constituer des colonies à mâles orphelines, transportées sur la station avec des cadres de nourriture, de couvain naissant, de couvain ouvert et des cadres à mâles. Les cadres sont renouvelés par étapes tous les huit jours, les cellules royales supprimées et l’alimentation protéinée maintenue. Une fois la production terminée, la colonie peut être remérée.

Méthode pour l’insémination artificielle : comme les mâles dérivent facilement d’une ruche à l’autre, ils doivent être élevés en claustration pour garantir leur origine. Le principe est proche de la méthode précédente, mais la colonie à mâles est éloignée des autres ruches et équipée d’un plancher rehaussé avec grille à reine. Les mâles sont laissés sortir à horaires contrôlés, au moins deux fois par semaine, et les morts sont retirés de la grille. L’alimentation est maintenue en continu jusqu’au prélèvement.

Prélèvement des mâles : quinze jours après leur naissance, les mâles sont prêts pour le prélèvement de sperme. Ils peuvent être capturés à l’aide d’une volière posée sur la ruche ou prélevés tôt le matin, lorsqu’ils sont plus calmes. Ils doivent être maintenus au chaud, transportés rapidement et placés au laboratoire dans une cage d’envol chauffée à environ 30 °C. Un refroidissement en dessous de 25 °C ou un stress excessif nuit durablement à la qualité du sperme et à la capacité d’éversion.

Prélèvement du sperme : plusieurs techniques existent. L’éversion complète est obtenue par traction sur la tête, puis par une légère pression et rotation de l’abdomen. Il faut prélever uniquement le sperme de couleur crème, sans le mucus blanc, au moyen d’un capillaire monté sur seringue, dans des conditions stériles. Un faux-bourdon produit jusqu’à 1,25 microlitre de sperme, mais environ 1 microlitre est généralement récoltable. Le capillaire doit être fermé à la vaseline et le sperme peut être conservé jusqu’à trois semaines autour de 18 °C.

Avoir des mâles très tôt en saison : l’auteur recommande d’utiliser des cadres à mâles bâtis et conservés durant l’hiver, placés au printemps au centre du couvain, accompagnés d’un cadre de pollen de l’année précédente et de pâte protéinée, avec un nourrissement continu. Une autre solution consiste à utiliser une colonie bourdonneuse issue d’une reine non fécondée tardive, maintenue en claustration, afin qu’elle ne ponde que des mâles.

Maintenir des mâles très tard en saison : deux stratégies sont proposées : simuler une miellée par un nourrissement quotidien au sirop 50/50, ou orpheliner la colonie, les colonies orphelines gardant leurs mâles plus longtemps. Dans ce second cas, il faut introduire régulièrement du couvain ouvert et détruire ensuite tout élevage royal pour éviter l’apparition d’ouvrières pondeuses.

5. Influence du varroa sur les faux-bourdons

Le document rapporte des études comparant des faux-bourdons non parasités, parasités par une femelle varroa et parasités par deux femelles varroa dès le stade larvaire.

Mâles non parasités : environ 7 450 000 spermatozoïdes en moyenne ; performance de vol moyenne de 6 min 48 s, maximum de 27 min 27 s.
Mâles parasités une fois : environ 4 200 000 spermatozoïdes, soit une baisse de 44 % ; performance de vol moyenne de 6 min 55 s, maximum de 22 min 15 s.
Mâles parasités deux fois : environ 3 550 000 spermatozoïdes, soit une baisse de 53 % ; performance de vol moyenne de 2 min 16 s, maximum de 6 min 01 s.

Le varroa réduit donc fortement la production de spermatozoïdes des faux-bourdons. L’impact sur le vol est surtout marqué lorsque deux femelles varroa ont parasité le même individu, avec une baisse moyenne d’environ 67 % des performances de vol.

6. Le bourdon (Bombus)

Description : le bourdon est un gros insecte butineur trapu, très velu, pouvant atteindre 32 mm. Son corps se compose d’une petite tête munie d’antennes, d’un thorax très développé et d’un abdomen court dont le premier segment est fusionné au thorax. Son vol est bruyant et il existe chez lui trois castes : la reine, les ouvrières et les mâles.

Cycle biologique : contrairement à l’abeille domestique, la société des bourdons est annuelle et moins organisée. Seules les jeunes reines fécondées hivernent. Au printemps, elles fondent un nid, souvent dans une ancienne cavité souterraine de rongeur, qu’elles tapissent de mousse, feuilles, herbes ou poils. La reine construit deux cellules de cire, l’une pour les premiers œufs et l’autre pour stocker du nectar. Les œufs éclosent après environ quatre jours, les larves se développent ensemble pendant une semaine, puis tissent chacune leur cocon avant de devenir nymphes. Après environ treize jours de couvaison supplémentaire, naissent les premières ouvrières, qui prennent progressivement en charge les tâches de la colonie. Une colonie atteint au maximum près de 500 individus, mais en compte souvent moins de 200.

En fin de saison chaude, la reine pond des œufs non fécondés donnant des mâles, puis d’autres destinés à produire de futures reines. Après l’accouplement, ces jeunes reines accumulent des réserves et cherchent un abri sec pour hiverner, tandis que l’ancienne colonie disparaît avec la mort de la reine fondatrice et de ses ouvrières.

Son mode de défense : le bourdon n’est pas agressif. Il ne pique que pour se défendre ou défendre son nid. Seules les femelles possèdent un dard. Comme ce dard n’est pas barbelé, elles peuvent piquer plusieurs fois sans mourir. La plupart des piqûres provoquent une réaction locale, mais des réactions allergiques sont possibles.

Comportement nuptial : il varie selon les espèces. Chez certaines, les mâles attendent près du nid la sortie d’une reine vierge. Chez d’autres, ils établissent un parcours marqué par des phéromones et y patrouillent en attendant une jeune reine. La fécondation a lieu, pour la plupart des espèces, au sol.

Importance écologique : grâce à sa pilosité et à sa résistance aux conditions climatiques difficiles, le bourdon est un excellent pollinisateur. Il peut butiner dès 8 °C, sous une faible luminosité, malgré le vent ou la pluie. En revanche, une température supérieure à 35 °C interrompt complètement le butinage. Son rôle est essentiel pour la conservation des milieux naturels.

Alimentation : le bourdon consomme principalement du nectar et du pollen. Il peut produire de petites quantités de miel, au goût plus prononcé que celui des abeilles domestiques. Les larves sont nourries avec une alimentation riche en pollen, en protéines, en minéraux et en vitamines.

Les espèces les plus communes : le texte cite notamment le bourdon des prés (Bombus pratorum), le bourdon des jardins (Bombus hortorum), le bourdon des champs (Bombus agrorum), le bourdon des pierres (Bombus lapidarius) et le bourdon terrestre (Bombus terrestris).

Rôle économique : le bourdon terrestre est largement utilisé pour la pollinisation sous serre, en particulier pour la tomate, plante dont le pollen doit être libéré par vibration. Introduit en serre à partir de 1988, il est aujourd’hui employé aussi pour les fraises, myrtilles, framboises, melons, courgettes, poivrons, aubergines, poires, pommes et la production de semences. Son utilisation améliore la qualité des fruits et le rendement commercial.

► Tout savoir sur le faux-bourdon - Lire l'article

Voir aussi :

Mini Cerveau Méga- Performances

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Le cerveau de l’abeille est plastique

L’abeille est un insecte éminemment social qui a développé des stratégies de communication mais qui a également des capacités de mémoire, de plasticité comportementale en rapport avec la recherche de nourriture. Les premières observations ont été rapportées par Aristote qui avait remarqué la faculté des abeilles à butiner les mêmes fleurs, appelée constance florale. L’abeille a ainsi une mémoire quant au lieu et à l’espèce florale à visiter. Elle est donc capable d’apprendre la couleur, l’odeur et la forme d’une fleur. L’abeille a de plus la faculté de pouvoir être entraînée et est très coopérative tant qu’elle est gratifiée d’une récompense sucrée. Les chercheurs ont vite compris que cet insecte pouvait être une mine d’or de renseignements sur le fonctionnement de ce mini cerveau de 950'000 neurones pour 1 mm³ (le cerveau de l’homme compte 100 milliards de neurones).

Des tests ingénieux pour comprendre le fonctionnement du cerveau

La mémoire peut durer toute leur vie] La recherche a mis au point des protocoles très ingénieux pour étudier l’apprentissage olfactif associatif en laboratoire avec un insecte immobilisé doué du réflexe d’extension du proboscis. Dans un 1er temps, une odeur est présentée à l’insecte puis une récompense sucrée immédiate est associée à l’extension de la trompe. Très rapidement, après 2-3 essais, l’insecte acquiert et mémorise à long terme l’apprentissage « odeur -> extension ». La mise à nu du cerveau de l’abeille par ablation de la cuticule interoculaire permet d’étudier les processus neurologiques induits par l’expérimentation grâce à l’électrophysiologie, à l’imagerie calcique ou autre blocage pharmaco

Le circuit olfactif de l’insecte se compose des antennes, organe de perception olfactive (le nez chez l’homme), avec leurs 60'000 récepteurs olfactifs qui vont envoyer leurs signaux vers les lobes antennaires. Ceux-ci se composent de 160 glomérules, 800 neurones de projection et 4000 interneurones locaux.Ces signaux sont traités localement puis transférés en partie vers d’autres régions (cornes latérales) mais surtout vers les corps pédonculés en forme de champignon (170'000 neurones), site de stockage de la mémoire olfactive ou mieux centres cérébraux multimodaux avec convergence multisensorielle et sortie multimodale combinée, gérant les échanges et transferts entre les différents modules sensoriels visuels, mécanosensoreils, gustatifs, en association étroite avec l’attention et les systèmes de renforcement.

Le corps pédonculé comporte lui-même des micro glomérules supérieurs (olfactifs) et inférieurs (visuels). Les micro glomérules de 3 μm (10⁻⁶ m) se composent des neurones de projection en provenance des lobes antennaires, au centre, entourés des cellules de Kenyon, véritables boutons synaptiques doués de plasticité et se modifiant (synaptogénèse) en fonction des apprentissages olfactifs et de leur mémorisation. Ces expériences permettent de conclure que :

Le cerveau de l’abeille est plastique (peut donc apprendre et mémoriser).
L’architecture synaptique de la lèvre supérieur ou région olfactive des corps pédonculés est modifiée suite à la mémorisation olfactive à long terme.
Ces modifications organiques dépendent de la synthèse protéique.
L’activité olfactive accrue suite à l’apprentissage induit une augmentation des connexions entre les neurones olfactifs et un plus grand nombre de micro glomérules.
Ces micro glomérules peuvent donc stocker la mémoire olfactive.

Les abeilles sont-elles capables de résoudre de problèmes non linéaires de haut niveau ?

Les corps pédonculés ne se limitent pas à stocker la mémoire mais sont des structures cruciales pour les apprentissages de haut niveau. On peut anesthésier de façon réversible les corps pédonculés et expérimenter la discrimination non linéaire ou ambigüe avec inhibition de la réponse réflexe (patterning négatif : A+, B+, versus AB-). L’expérimentation montre que l’anesthésie des corps pédonculés bloque les capacités d’apprentissage de la discrimination non linéaire alors que la discrimination linéaire est conservée.

En conclusion : Les corps pédonculés sont nécessaires pour la résolution des problèmes de haut niveau (non linéaires) mais sont accessoires pour les problèmes élémentaires (linéaires). Comme chez les vertébrés, il existe des structures neurales dédiées aux apprentissages de haut niveau et d’autres intervenant dans les apprentissages simples qui permettent à l’abeille de résoudre le problème, indépendamment du type de stimuli employé. Elles peuvent aussi apprendre à choisir en fonction d’un concept de différence.

L’impact de traitements pesticides sur la capacité d’apprendre

La question pertinente est : qu‘arrive-t-il aux corps pédonculés quand les abeilles sont traitées avec des doses sublétales de pesticides ?

Les expériences de Peng & Yang (2016) démontrent que les pesticides peuvent influencer la mémorisation olfactive à long terme. Les conséquences pour l‘apprentissage et la mémoire sont dramatique, car l’abeille n’est plus capable de mémoriser les sources de nourriture.

En résumé, le cerveau d’une abeille est formé d’un réseau de neurones et de structures neurales identifiables, capables de produire des comportements stéréotypés mais également des comportement plastiques allant au-delà de l’apprentissage élémentaire. Des modifications cérébrales dépendantes de l’expérience peuvent être prouvées (=plasticité). Le cerveau de l’abeille est donc performant et admirable ainsi il permet de comprendre les mécanismes de base de certains processus cognitifs primitifs. Malheureusement, avec des pesticides, cette plasticité peut être altéré et affaiblir une colonie de manière importante.

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Voir aussi :

L’élevage en bi-ruche divisible

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Les bi-ruches

Je travaille avec des bi-ruches Dadant divisibles à 12 cadres selon la méthode du premier président de l’ANERCEA, Charles Goetz, avec une partition centrale. En hiver, les bi-ruches sont disposées sur trois hausses, ce qui permet aux colonies de se réchauffer mutuellement. Au printemps, je retire la hausse inférieure vide ; la partition centrale sépare alors la sphère de couvain hivernale en deux parties. J’intervertis ensuite les deux hausses restantes (voir schéma 1). L’espace entre les deux zones de couvain est rapidement pondu, ce qui accélère le développement des colonies. Lorsqu’une colonie est forte et la voisine moyenne, il suffit d’inverser leur position pour équilibrer les forces, les butineuses restant du même côté. En été, en apiculture de transhumance, je place une grille à reine au-dessus de la deuxième hausse et ajoute deux à trois hausses communes sans partition centrale pour le stockage de la récolte. La reine est confinée dans un espace réduit, ce qui limite le couvain et augmente le nombre de butineuses, moins sollicitées par l’élevage du couvain. En résumé, la conduite en divisible permet un suivi beaucoup plus fin, mais elle demande davantage de temps.

Mon cheptel se compose de :

50 bi-ruches de production (Carnica F1 avec reines âgées d’un ou deux ans),
3 bi-ruches d’élevage (starter/finisseur),
12 ruches avec des reines Carnica pures et sélectionnées.

Les colonies d’élevage

Pour l’élevage, j’utilise des bi-ruches comportant un compartiment orphelin (voir schéma 2). Elles sont conçues de la manière suivante : sur un plancher sont placées deux hausses de 12 cadres chacune, séparées par une partition centrale parfaitement étanche aux abeilles sur les côtés et contre le fond. Entre la première et la deuxième hausse se trouvent deux demi-grilles à reine, formant ainsi quatre compartiments de six cadres de hausse.

La reine est confinée dans l’un des deux compartiments inférieurs ; l’autre moitié de la ruche est orpheline, avec la partie starter en haut. Du côté orphelin, une grille à reine empêche l’entrée d’une reine revenant de fécondation, attirée par la colonie orpheline, ce qui compromettrait l’acceptation des cellules royales. Une troisième hausse est posée au-dessus pour le stockage des provisions. La rotation des cadres est effectuée chaque semaine selon le schéma suivant : côté droit (avec reine), les cadres de larves sans la reine de la première hausse sont montés dans la deuxième hausse ; côté droit, les cadres de couvain de la deuxième hausse sont déplacés vers le côté gauche de cette même hausse ; côté gauche (orphelin), les cadres de couvain operculé de la deuxième hausse descendent dans la première hausse ; côté gauche, les cadres vides de la première hausse remplacent ceux de la première hausse côté droit. Ainsi, la reine dispose en permanence de place pour pondre, et le compartiment orphelin contient toujours du couvain naissant. Ces manipulations se font avec les abeilles sur les cadres, qui sont pulvérisées à l’acide lactique afin de limiter la prolifération du varroa. Aucune nouvelle cellule royale n’est amorcée : du côté finisseur, la phéromone de la reine l’empêche, et du côté starter, les larves sont trop âgées.

Le cadre d’élevage de hausse Dadant est constitué de deux fois deux tiges métalliques récupérées sur d’anciennes grilles à reine (voir photo 2). Sur deux lattes d’un cadre d’élevage, je fixe 38 cupules. Je coupe les bords des porte-cupules pour en réduire la largeur (voir photo 3), ce qui diminue l’espace entre deux cupules et se rapproche du couvain naturel. Les porte-cupules comportent des repères distinctifs (1, 2, 3 trous, etc. – voir photo 3) permettant de constituer des séries. Je note la série, la date de greffage et la reine mère : ainsi, le simple porte-cupule me fournit toutes les informations utiles avec un minimum d’écritures.

L’élevage

Les lignées mères sont des reines âgées d’au moins deux ans, de race Carnica, fécondées en station et sélectionnées durant une saison de production et deux hivers. À partir de la troisième année, les colonies mères sont conservées sous forme de nucleus afin de ne pas épuiser les reines. Le prélèvement des larves est effectué à l’aide d’un outil de greffage chinois. Le cadre d’élevage est introduit dans la deuxième hausse, côté gauche orphelin (starter). Un peu de candi est déposé sur les cellules afin de favoriser l’acceptation des larves. Après 24 heures, le cadre est déplacé du côté droit, au-dessus de la reine (finisseur). Les cellules ne restent que cinq jours dans le finisseur, avec très peu de constructions de cire entre elles. Cinq jours plus tard, lorsque les cellules sont operculées, elles sont transférées dans une étuve Swienty modifiée par l’ajout de fils métalliques formant des couloirs, afin d’éviter l’effet domino en cas de chute d’un bigoudi (voir photo 4).

La chute d’une cellule peut lui être fatale. La capacité de l’étuve a été augmentée et la sécurité de manipulation améliorée. Il arrive qu’une reine naisse dès le 11^e jour ; sans un peu de candi placé au fond du bigoudi, elle ne survivrait que quelques heures. Le 11^e jour, les cellules sont introduites dans des nuclei de type Apidéa. Un contrôle de ponte est effectué dix jours plus tard. Les reines sont expédiées par courrier prioritaire à partir du 20^e jour. En Suisse, une lettre déposée au guichet avant 18 h est distribuée le lendemain matin. Les retards sont rares et généralement dus à une erreur d’expédition. Il est important de déposer les envois au guichet, afin qu’ils soient triés manuellement. Chaque reine est accompagnée d’une notice d’introduction.

La photo 5 montre un nucleus Apidéa en configuration hivernale, avec une hausse et un nourrisseur (au total 10 cadres). Cette configuration permet d’hiverner certaines reines et de diviser les nuclei au printemps afin de reconstituer l’ensemble du cheptel.

Renouvellement du cheptel

Formation d’éléments au printemps : Afin de rajeunir le cheptel, toutes les colonies qui ne partent pas en transhumance estivale ou ne sont pas dédiées à l’élevage sont transformées en éléments au cours du mois de mai. Ceux-ci sont constitués de trois cadres de hausse Dadant et d’une cage contenant une reine en ponte sans accompagnatrices. La colonie est ensuite agrandie et nourrie entre mai et mi-juillet. Si la reine donne satisfaction (sa valeur peut être évaluée après environ deux mois), cet élément, alors sur six cadres de hausse, est réuni à une ruche de production rendue orpheline. Une feuille de papier entre les deux colonies permet une fusion en douceur. L’intérêt des éléments de printemps est de ne pas hiverner des colonies de faible valeur. De plus, il est possible que les reines de mai soient de meilleure qualité que celles produites à d’autres périodes, car elles suivent le calendrier biologique naturel de l’abeille.

Formation de nuclei en été : À la mi-juillet, les hausses sont retirées, les colonies nourries et traitées contre le varroa. Espérer une miellée d’août ferait courir un risque important, le varroa se multipliant alors très rapidement et affaiblissant les abeilles d’hiver. Les abeilles des hausses sont surnuméraires et périssent rapidement. Je les utilise pour constituer des essaims artificiels. Au lieu d’installer un chasse-abeilles et de retirer les hausses, je brosse 1,8 kg de ces abeilles dans une ruche contenant dix feuilles de cire gaufrée (ou cinq cadres de corps). Les abeilles étant rapidement confinées, l’intervention reste calme au rucher. Il suffit ensuite de traiter contre le varroa (35 ml d’acide oxalique à 3,5 % par dégouttement), de nourrir et d’introduire une reine, dont l’acceptation atteint 99,9 %. Un mois plus tard, après ajout de deux cadres supplémentaires et un nourrissement suffisant, les éléments sont prêts pour l’hivernage avec une faible pression de varroa. Ces colonies servent à compenser les pertes hivernales ou sont commercialisées.

Voir aussi :

Pourquoi une colonie remplace-t-elle sa reine ?

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. L’essentiel en bref

La question centrale est la suivante : une infection virale élevée chez la reine peut-elle modifier son signal phéromonal au point d’inciter les ouvrières à lancer son remplacement ?
Parmi les composés mesurés du bouquet phéromonal de la reine, le méthyl oléate est le seul à montrer un lien robuste avec l’infection virale et avec la masse ovarienne. [forte base empirique]
Dans un essai de colonies orphelines, l’ajout de méthyl oléate à un mélange phéromonal de reine freine davantage l’élevage de cellules royales que le mélange sans ce composé. [base empirique, mais dans un dispositif artificiel]
L’étude rend plausible une chaîne « infection virale élevée → baisse d’investissement ovarien → modification du signal phéromonal → supersédure », mais elle ne démontre pas encore cette séquence complète dans des colonies ordinaires au rucher. [théorique appuyé par plusieurs résultats empiriques]
Pour l’apiculteur, l’intérêt principal est interprétatif : une supersédure n’est pas forcément qu’une affaire d’âge ou de « mauvaise reine » au sens vague, mais peut aussi refléter un problème physiologique et sanitaire.

2. Ce que montre l’étude

L’étude combine essais contrôlés, observations de terrain et analyses biochimiques pour tester un mécanisme de supersédure.

Question. Les auteurs cherchent à comprendre comment une infection virale élevée chez la reine peut déstabiliser l’organisation sociale de la colonie. Leur hypothèse est qu’un stress viral important modifie un signal phéromonal clé de la reine, ce qui conduit les ouvrières à engager son remplacement. L’étude porte surtout sur des infections impliquant le virus des ailes déformées B (DWV-B) et le virus de la cellule noire de reine (BQCV), avec une interprétation plus large en termes de charge virale totale.

Méthode. Le travail assemble plusieurs volets. Un essai en cage a porté sur 27 jeunes reines, réparties en trois groupes de 9, micro-injectées avec solution saline, inoculum viral vivant ou inoculum viral inactivé. Un second jeu de données concernait 32 nucléis à cinq cadres avec reines du même âge ; toutefois, l’inoculation n’a pas créé de différence nette entre groupes, si bien que cette partie a finalement été analysée de manière observationnelle, avec 29 reines retenues au final. Les auteurs ont aussi mené un essai phéromonal sur 30 colonies orphelines réparties en trois groupes de 10, ainsi qu’une comparaison entre 10 reines à petits ovaires obtenus par encagement et 10 reines à grands ovaires laissées en ponte.

Résultats. Parmi les sept composants mesurés du « queen retinue pheromone », seul le méthyl oléate ressort de manière robuste : il diminue lorsque la charge virale augmente dans l’essai expérimental, et il est positivement lié à la masse ovarienne dans les données de terrain. En parallèle, les reines les plus infectées présentent aussi des modifications lipidiques plus larges, en particulier une baisse de nombreux triacylglycérols, interprétés comme des réserves énergétiques majeures. [forte base empirique]

Interprétation. Le point le plus intéressant est que la simple réduction expérimentale de l’investissement ovarien, obtenue par encagement et restriction de ponte, réduit elle aussi le méthyl oléate. Autrement dit, les ouvrières ne réagiraient probablement pas d’abord au virus en tant que tel, mais plutôt à une dégradation de l’état reproducteur de la reine que ce virus contribue à provoquer. De plus, dans l’essai sur colonies orphelines, le mélange phéromonal contenant du méthyl oléate inhibe davantage l’élevage de cellules royales que le mélange sans ce composé. Cela soutient le rôle biologique du méthyl oléate dans le maintien de l’acceptation de la reine, sans prouver à lui seul toute la chaîne causale en conditions naturelles. [théorique appuyé par plusieurs résultats empiriques]

Un autre résultat nuance l’interprétation immunitaire : lorsqu’on réduit les ovaires sans infection, les protéines immunitaires « canoniques » n’augmentent pas, même si l’ApoLP-III diminue. L’idée d’un arbitrage reproduction–immunité inversable dans les deux sens n’est donc pas démontrée ici. Ce point intéresse surtout la compréhension biologique du mécanisme, plus que la pratique immédiate au rucher.

3. Regard critique

Les résultats sont cohérents et bien construits, mais plusieurs limites invitent à une lecture prudente.

Forces de l’étude. L’un de ses points forts est la convergence de plusieurs approches : infection expérimentale, observations de terrain, manipulation indépendante de la masse ovarienne, puis test fonctionnel d’un composé phéromonal. Cette architecture renforce la crédibilité du scénario proposé, surtout parce qu’elle ne repose pas sur une seule corrélation. Le fait que seul le méthyl oléate ressorte nettement parmi plusieurs composés mesurés renforce aussi la spécificité du signal observé. [forte base empirique]

Limites méthodologiques. La principale limite est que la partie « terrain » n’est pas restée véritablement expérimentale : l’inoculation n’a pas produit de différence de charge virale entre groupes, et les auteurs ont dû traiter ce volet comme un jeu de données observationnel. Cela n’annule pas les résultats, mais réduit la force causale de cette partie. Par ailleurs, l’essai phéromonal a été mené sur des colonies orphelines recevant un mélange synthétique, avec une dose choisie par approximation raisonnable ; biologiquement, c’est informatif, mais ce n’est pas l’équivalent exact d’une colonie avec reine vivante, infectée et progressivement déclinante.

Biais possibles et confusions. L’étude se situe dans un contexte nord-américain, avec des essais au Canada et des analyses complémentaires sur des reines importées de Californie du Nord. La transposition directe au rucher suisse doit donc rester prudente. De plus, les auteurs n’ont pas testé d’autres agents pathogènes non viraux dans tous les dispositifs, et le site exact de production du méthyl oléate reste inconnu. Enfin, les mesures lipidiques sont faites sur des têtes de reines, ce qui est pertinent pour les phéromones, mais moins idéal pour juger globalement des réserves énergétiques de l’organisme.

Ce qu’on ne peut pas conclure. Cette étude ne montre pas que toute supersédure est d’origine virale. Elle ne démontre pas non plus qu’il existe au rucher un seuil viral simple au-delà duquel les ouvrières remplacent la reine, ni qu’un apiculteur pourrait aujourd’hui utiliser le méthyl oléate comme test pratique. Enfin, elle ne prouve pas directement qu’une stratégie donnée de lutte contre le varroa réduira ce type précis de supersédure, même si cette hypothèse devient plus plausible dans un cadre virus–varroa. [évaluation prudente]

4. Qu’en retenir au rucher ?

Au rucher, cette étude éclaire surtout l’interprétation des remplacements de reine, plus qu’elle ne dicte une nouvelle pratique.

Une supersédure précoce, répétée ou apparemment « inexpliquée » ne relève pas forcément seulement de l’âge de la reine ; elle peut aussi refléter un problème physiologique ou sanitaire.
Dans un contexte européen tempéré, cette étude renforce indirectement l’attention portée au couple varroa–virus, même si ce levier n’a pas été testé ici comme intervention pratique.
L’étude ne justifie pas encore de changement direct au rucher sous la forme d’un nouvel outil de diagnostic, d’un usage phéromonal ou d’une recommandation technique spécifique.
Elle n’autorise pas non plus à conclure qu’un changement de reine résoudra à lui seul un problème sanitaire plus large dans la colonie.
Son apport principal est donc interprétatif : elle aide à mieux lire certains signaux du rucher, sans suffire à elle seule pour modifier les conduites des ruches.

Lire l’étude originale

► Elevated virus infection of honey bee queens

En savoir plus

Bibliographie

McAfee, A., Chapman, A., Alcazar Magaña, A., Marshall, K. E., Hoover, S. E., Tarpy, D. R., & Foster, L. J. (2025). Elevated virus infection of honey bee queens reduces methyl oleate production and destabilizes colony-level social structure. Proceedings of the National Academy of Sciences, 122(42), e2518975122. https://doi.org/10.1073/pnas.2518975122

Conduite du rucher: Concept d'exploitation

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Periode	Activité	Lien aide mémoire
Perce neige (Galanthus nivalis)	Contrôle de nourriture Au besoin, donner de la pâte de nourrissement	4.2. Nourrissement
Saule marsault (Salix caprea)	Observation du trou de vol et/ou contrôle des déchets sur les fonds de ruche Contrôle printanier Resserrer	4.8.1. Observation au trou de vol 4.8.2. Contrôle des déchets 4.3. Hivernage d’une colonie 4.7.4. Gestion de colonies orphelines
Muscari (Muscari azureum) Primevère des bois (Primula elatior)	Contrôle sanitaire Eliminer les colonies faibles Contrôle varroa: Traitement d’urgence, si nécessaire Remplacer des reines manquantes ou faibles dans les colonies de production par celles de jeunes colonies saines Remplacer des colonies de production Réunir les colonies saines ayant moins de 5 rayons occupés Réunir jeunes colonies avec des colonies de production Soufrer les colonies faibles	2. Aperçu des maladies et ravageurs 4.7.3. Reconnaître des colonies saines 4.7.2. Eliminer des colonies 4.5.2. Introduire une reine 4.7. Evaluation et sélection de colonies 4.7.1. Réunir des colonies 1.5.1. Mesure de la chute naturelle du varroa 1.7.1. Traitement d’urgence (ruches divisibles)
Mérisier / Cerisier des oiseaux (Prunus avium)	Agrandir Insérer cadre à mâles	4.4. Renouvellement de cadres 1.4.1. Découpe du couvain de mâles
Cerisier (Prunus) Dent-de-lion (pleine floraison; Taraxacum)	Pose des hausses Découpe couvain mâle Prévention de l'essaimage / Formation de jeunes colonies Fin mai ► Contrôle varroa: Traitement d’urgence, si nécessaire	1.4.1. Découpe du couvain de mâles 1.4.4. Formation de jeunes colonies avec couvain 1.4.4.1. Nucléus avec couvain regroupé 4.6.1. Reproduction de reines en Mini Plus 1.5.1. Mesure de la chute naturelle du varroa 1.7.1. Traitement d’urgence (ruches divisibles) 4.6.2. Reproduction de reines dans la ruche Laurenz
Pommier (Malus domestica) Erable sycomore (Acer pseudoplatanus) Colza (Brassica napus L)	Prévention de l'essaimage / formation de jeunes colonies Surveiller l'intoxications d’abeilles Former, traiter, nourrir et agrandir les jeunes colonies Récolte de miel (printemps)	1.4.2. Essaim artificiel 1.4.3. Essaim artificiel avec reine 1.4.4. Formation de jeunes colonies avec couvain 1.4.4.1. Nucléus avec couvain regroupé 1.4.5. Nucléus de mi-journée 1.4.6. Essaims naturels 1.4.7. Division d’une colonie en fièvre d’essaimage 3.1.2. Intoxication d’abeilles 3.1.1. Feuille de protocole intoxication d’abeilles 4.6.1. Reproduction de reines en Mini Plus 4.6.2. Reproduction de reines dans la ruche Laurenz Miel: Recommandations apisuisse
Châtaignier commun (Castanea sativa) Tileul (Tilia)	Réunir des colonies saines ayant essaimé Marquer la reine Soufrer les colonies faibles Reconnaître les périodes sans miellé Nourrissement d‘urgence Fin juin: Contrôle varroa:Traitement d’urgence, si nécessaire	4.7. Evaluation et sélection de colonies 4.7.3. Reconnaître des colonies saines 4.7.1. Réunir des colonies 4.5.1. Trouver la reine 4.7.2. Eliminer des colonies 3.2. Reconnaître et pallier des périodes sans miellée 4.2. Nourrissement 1.5.1. Mesure de la chute naturelle du varroa 1.5.2. Méthode du sucre glace 1.7.1. Traitement d’urgence (ruches divisibles)
Sapin blanc (Abies alba)	Fin juillet: récolte de miel d'été Nourrir (4-6 kg) 1er traitement estival à l'acide formique (Optionnel: 1er traitement estival à l'acide oxalique hors couvain)	1.2.1. Liebig 1.2.2. Nassenheider 1.2.3. FAM 1.2.4. Apidea 1.2.5. Formicpro 1.6.1. Arrêt de ponte 1.6.2. Méthode du rayon-piège 1.6.4. Retrait total avec valorisation du couvain Miel: Recommandations apisuisse
Août / Séptembre Lierre (Hedera helix)	Nourrir pour compléter les réserves d'hiver	4.2. Nourrissement
Septembre	2ème traitement estival à l'acide formique Fin nourrissement	1.2.1. Liebig 1.2.2. Nassenheider 1.2.3. FAM 1.2.4. Apidea 1.2.5. Formicpro
Octobre	Remplacer les vieilles reines Réunir les petites colonies saines Soufrer les colonies faibles Contrôle de nourriture, év. dernier nourrissement Resserrer Fin octobre: Contrôle varroa Traitement complémentaire à l'acide oxalique, si nécessaire	4.5.1. Trouver la reine 4.5.2. Introduire une reine 4.7. Evaluation et sélection de colonies 4.7.3. Reconnaître des colonies saines 4.7.1. Réunir des colonies 4.7.2. Eliminer des colonies 4.2. Nourrissement 4.3. Hivernage d’une colonie 1.5.1. Mesure de la chute naturelle du varroa
Novembre	Préparation de l'hivernage	4.3. Hivernage d’une colonie
Décembre	Traitement à l'acide oxalique en absence de couvain Contrôle de la chute due au traitement Après 2 semaines: Si plus de 500 acariens sur le fond, 2ème traitement à l'acide oxalique	1.3.1. Traitement par pulvérisation 1.3.2. Traitement par dégouttement 1.3.3. Sublimation avec Varrox 1.5.1. Mesure de la chute naturelle du varroa
Janvier / Février	Repos: ne pas déranger Contrôle visuel

Les 10 erreurs à ne pas commettre en apiculture

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Prenons le temps d’apprendre la signification des mots : cela permet de communiquer entre nous sans risque d’erreurs malencontreuses

Par exemple, une ruche est un contenant dont la forme, le volume et les matériaux de sa construction sont très divers. La ruche est donc un logement pour abriter une colonie d’abeilles et non une colonie ou un essaim. Donc une ruche peut disparaître (en cas de vol) mais ne peut pas mourir !

Une colonie d’abeille de compose d’une reine, de nombreuses ouvrières, de mâles, d’un couvain plus ou moins compact/ouvert/fermé, de la nourriture. Par opposition, un essaim, qu’il soit naturel ou artificiel, comporte une reine, des ouvrières et, la plupart du temps, des mâles… mais il ne compte pas de couvain ni nourriture puisque ce groupe d’abeilles a quitté sa ruche volontairement ou non…

Le nucleus vient du latin et signifie «noyau» ou «cœur». On peut le franciser en nuclé, nuclei, nucléi, nucléï, mais on se souviendra que les Romains disaient « 1 nucleus et 2 nuclei ». On pourrait tous se mettre d’accord et parler dorénavant de «nuc».

On connaît bien le noyau d’une cellule, avec son patrimoine génétique contenu dans sa chromatine/chromosomes. Le nucleus, en apiculture, est le noyau d’une colonie : une reine, des abeilles nourricières, un nid de couvain et quelques réserves de nourriture. Ce cœur est actif mais nécessite souvent un petit coup de pouce nourricier de la part de l’apiculteur pour croître et former une future colonie de production, autonome.

La naissance d’une abeille est probablement un terme équivoque. On dit qu’un œuf éclot quand il libère la toute jeune larve et qu’une abeille émerge lorsque la métamorphose de la nymphe est terminée et que l’imago quitte sa cellule. Cela paraît un tantinet pointilleux mais lorsque l’apiculteur se lance dans un élevage royal, le décompte des jours depuis la ponte, l’éclosion ou l’émergence est excessivement important pour ne pas rater les étapes précises du calendrier d’élevage.

Il existe de nombreux autres exemples de terminologie utilisés de façon farfelue : nectar, miellat, mellifère, cellule royale x ou y, larve, nymphe, acarien, dysenterie, nosémose...

2. Ne pas croire qu’on sait : cela permet de se tenir à jour

Ce n’est pas parce que l’apiculteur a lu « L’apiculture, une fascination » ou suivi les visioconférences du dernier mercredi du mois qu’il va reconnaître l’odeur d’une miellée ou le chant de la reine. Une chose est certaine : les apiculteurs qui suivent la première année des cours de vulgarisation sont ceux qui en savent le moins. Mais ils sont aussi ceux apprennent le plus, qui posent le plus de questions, qui acquièrent le plus de connaissances car ils lisent, assistent aux rencontres pédagogiques, sont ouverts à toute information et reconnaissants pour la transmission du savoir. Les Collègues qui pensent en savoir le plus sont ceux des années suivantes : à toute question, ils ont une réponse ; pour toute opinion, ils vous proposent la leur ; ils ne lisent plus car ils pourraient l’écrire ; ils n’écoutent plus car ils pourraient l’énoncer… A partir de la 4e année, le savoir chancèle, les connaissances vacillent, le doute s’installe : l’apiculture devient complexe et les questions sont suivies de réponses interrogatives… «cela dépend de…, cela pourrait être le résultat de plusieurs facteurs…, les études récentes montreraient que…,». Les apiculteurs chevronnés considèrent les problèmes comme toujours plus complexes et les réponses comme toujours plus diverses et nécessitant plus de recherches. Plus les connaissances progressent, moins les Collègues compétents ont l’impression de tout savoir. Après ce « creux de vague », on doit construire la connaissance vraie et la confiance en soi qui revient lentement en découvrant l’humilité face à la science.


Effet Dunning-Kruger : L’effet Dunning-Kruger, aussi appelé effet de surconfiance, est un biais cognitif par lequel les moins qualifiés dans un domaine pourraient surestimer leur compétence. On peut le rapprocher de l'ultracrépidarianisme.

3. Ne pas compliquer les tâches simples : cela permet d’aller à l’essentiel.

A la question « à quelle fréquence faut-il enfumer une colonie avant de la visiter ? », la réponse doit être « quand c’est nécessaire ! » et non pas « je n’utilise que des sprays d’eau distillée..., des huiles essentielles…, des répulsifs…». La décision d’enfumer ou non une colonie dépend de multiples circonstances : but et durée de la visite, importance de la population, agressivité de la lignée, pénurie des apports de nectar, stress de l’apiculteur, heure de la visite, période de la saison apicole, météo… L’apiculteur expérimenté aura toujours un enfumoir en fonction à sa proximité. Il s’en servira lorsqu’il le jugera nécessaire car l’adage nous dit «Si vous n’utilisez jamais de fumée, vous n’êtes pas vraiment un apiculteur».

4. Ne pas remettre à plus tard une intervention qui vous attend

En tant qu’apiculteur nous n’avons que peu d’interventions incontournables au cours de la saison apicole. En revanche, si une intervention est nécessaire, il faut la réaliser à temps. Si cette intervention nécessaire n’est pas réalisée à temps, elle risque de devenir inutile. Par exemple, si un traitement urgent contre le varroa est différé, la colonie risque de ne pas survivre… Si une colonie affamée n’est pas nourrie rapidement, elle peut mourir de faim… Si une colonie pillée n’est pas secourue, elle va disparaître dans les jours qui suivent… Si une colonie orpheline n’est pas prise en charge, elle risque de devenir bourdonneuse et d’être condamnée…

5. Ne pas supposer qu’une ruche occupée le soit toujours par une colonie saine

On nous rappelle sans cesse qu’il faut observer l’activité au trou de vol. Observer une activité au trou de vol sans détailler le type d’activité n’a aucune valeur absolue. Une importante activité peut signer un pillage d’autant plus si des ouvrières volent de façon chaotique autour de la ruche, sous le bord du chapiteau, sous le tiroir varroa, entre la hausse et le corps… Il faut certainement ouvrir cette ruche et inspecter la colonie à la recherche du problème sous-jacent (reine défectueuse, voire absente…).

6. Ne pas commencer l’apiculture avec une seule colonie

L’apiculteur débutant qui veut mettre toutes les chances de son côté se lancera avec 3 colonies. A priori, on pourrait penser qu’une colonie, c’est déjà bien assez, lorsque l’on a tout à apprendre. Le souci, c’est que lorsqu’il y a un problème avec son unique colonie, on n’a pas la possibilité de trouver la solution dans une autre colonie. Par exemple, lors d’un contrôle, on s’aperçoit que la reine est absente (on l’aurait écrasée par mégarde lors de la dernière visite…) et qu’il n’y a pas de couvain ouvert ni de cellule royale de sauvetage. La solution est simple : il faut introduire une reine de remplacement en ponte ou du couvain ouvert sur lequel la colonie orpheline puisse élever une nouvelle reine. Si on n’a qu’une seule colonie dans son rucher, il faudra appeler à l’aide le moniteur éleveur ou le conseiller apicole du coin. Si on a 3 colonies dans son rucher, on est autonome et on prélève la reine ou un cadre de couvain frais dans la colonie voisine. N’importe quel banquier honnête vous dira qu’il faut diversifier ses placements et ne pas mettre tous les œufs dans le même panier…

7. Nourrir les colonies ?

Beaucoup d’apiculteurs avec une orientation respectueuse de la Nature seraient tentés de s’abstenir catégoriquement de nourrir leurs colonies. Si la démarche est adéquate en ce qui concerne les colonies de production en période de miellée, il peut en aller tout autrement pour d’autres colonies. Typiquement, les nuclei récemment créés ne disposent pas suffisamment de réserves de nourriture et le petit nombre de butineuses ne permet pas de couvrir les besoins des nourrices au chevet du couvain qu’il faut chauffer et nourrir. Sans le coup de pouce de l’apiculteur, qui offrira régulièrement de petites quantités de sirop, ce nucleus risque de péricliter et de mettre beaucoup de temps à atteindre une population de 20'000 individus lui permettant de passer l’hiver sans problème. Un problème différent peut survenir à la fin de l’hiver lorsque la reine d’une belle colonie a commencé à pondre et qu’un retour de froid survient en février-mars. Cette colonie va décupler sa consommation de réserves pour maintenir le couvain à 34°C et risque d’avoir besoin d’un kg de miel pas semaine. Si les réserves sont un peu justes, par exemple en montagne, la colonie pourrait être incapable de maintenir une homéothermie optimale, le couvain pourrait être refroidi et abandonné, donc devenir source de maladie infectieuse. La colonie affamée pourrait mourir de froid.

8. Toujours rechercher les signes confirmant la présence d’une reine lors de la visite d’une colonie

A l’inspection du trou de vol, on voit l’activité ordonnée des butineuses de pollen, des porteuses d’eau ou nectar, des gardiennes. Dès l’ouverture du couvre-cadres, on entend le discret bruissement des ouvrières ; on peut estimer la population, le nombre de cades occupés par rapport à la dernière visite. Il faut toutefois examiner les cadres de couvain à la recherche d’œufs uniques ou de jeunes larves, signe indiscutable de la présence d’une reine. Si l’apiculteur a du temps et de l’expérience, il va rechercher la reine elle-même pour s’assurer qu’elle est bien marquée comme lors de la dernière visite et qu’elle n’a pas été remérée. Si la présence d’une reine n’est pas (directement ou indirectement) recherchée, on peut passer à côté d’une colonie orpheline, voire bourdonneuse, condamnée à disparaître à plus ou moins brève échéance.

9. Ne jamais se persuader que ses Varroas sont sous contrôle !

On entend souvent : «Je n’ai pas observé de chutes naturelles ces derniers temps»… «pas ou peu de chutes après mon traitement»… «la récolte a été excellente et ma colonie se porte bien, je traiterai plus tard»… «je n’ai pas trop de problème avec le Varroa »…

Le Varroa est toujours un problème ! LA meilleure façon de s’en convaincre, c’est de bien étudier la relation entre la cinétique des abeilles/couvain et celle du Varroa qui lui est intimément liée. On se rappellera que 90% des varroas se multiplient dans le couvain operculé ; ils sont donc invisibles. Les 10% restants sont sur le dos des abeilles et se dispersent dans les ruches alentour par dérive, pillage ou changement d’hôte… Une colonie qui a élevé un nombreux couvain pendant toute la saison et qui a permis une abondante récolte est menacée par un taux plus élevé de Varroa qu’un nuc créé à mi-juillet à partir des abeilles des hausses. La forte colonie de production a plus de risque de s’effondrer à la fin de l’automne que le nuc élevé sur cires neuves, traité à l’acide oxalique hors couvain et nourri copieusement par l’apiculteur prévenant.


Photo: Serge Imboden

10. Il ne faut pas visiter une colonie uniquement par plaisir

La colonie est toujours dérangée par une visite. L’apiculteur va stresser les abeilles, rompre les colmatages de propolis, déranger l’ordre des cadres, blesser/tuer quelques ouvrières, refroidir l’habitacle/le couvain, éventuellement inoculer des germes provenant d’autres colonies… Il faut donc visiter sa colonie avec un but précis, par exemple évaluer la force de sa colonie, contrôler la présence de la reine après une introduction, estimer les apports ou les réserves, introduire des cadres supplémentaires pour agrandir le volume destiné à la ponte, aux réserves de miel. Lors de cette visite, les observations devraient être mises en relation avec les notes prises lors de la précédente visite afin d’estimer la vivacité de la colonie ou au contraire les signes d’une maladie, d’une stagnation du développement voire d’un effondrement débutant. L’apiculteur méticuleux prépare le matériel dont il va avoir besoin pour cette visite ; mais il prépare également tout ce qui pourrait être utile en cas d’imprévu : de la peinture s’il tombe sur une reine remérée et non marquée… une ruchette prête à l’emploi s’il doit diviser une colonie trop forte…, un cadre avec cire gaufrée ou une hausse s’il faut donner de la place à la ponte ou aux apports…, de la nourriture si la colonie est affamée… etc. Mais lorsque tout est prévu, il y a toujours des imprévus : des cellules royales d’essaimage operculées, cadre qui tombe par terre, une reine qui s’envole, une piqûre sur la paupière… il faudra alors improviser, changer ses plans à toute vitesse. L’apiculture n’est décidément pas une science exacte et c’est ce qui fait son charme...

Heureusement la liste ci-devant des 10 erreurs à ne pas commettre n’est pas complète ; il y en a des dizaines d’autres. La lecture d’articles choisis, les rencontres aux cours et les échanges au rucher sont autant d’occasion d’apprendre et de transmettre les astuces, les combines, les anecdotes, les surprises, les erreurs… bref tout ce qui fait avancer le savoir et le savoir-faire.

Sources:

17 costly beekeeping mistakes and how to avoid them - Honey Bee Suite

Voir aussi :

► Les qualités d'un bon apiculteur

► Conduite du rucher : Concept d'exploitation

► La lutte intégrée contre varroa au fil des saisons

► Introduction d’une reine : conditions et méthodes

Comment introduire des reines ?

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Condition d’acceptation d’une reine

Une colonie orpheline sans couvain ouvert peut recevoir avec succès une nouvelle reine
Les jeunes abeilles acceptent plus facilement la nouvelle reine que les abeilles âgées. Si on introduit une reine dans une colonie orpheline depuis longtemps et composée essentiellement d’abeilles âgées, la plus grande prudence est de mise. Si les abeilles ont commencé à pondre des œufs de mâle (= colonie bourdonneuse), la colonie doit être éliminée, car elle n’acceptera plus aucune reine (brosser toutes les abeilles de la colonie bourdonneuse de tous les cadres à 100 m du rucher)
Une colonie sans couvain ouvert est incapable d’entreprendre elle-même un élevage royal. Elle sera mieux disposée à accueillir une nouvelle reine
Les colonies populeuses sont plus difficiles à remérer. Plus la colonie est peuplée, plus la reine doit produire de phéromones afin que les abeilles ne se sente pas orphelines
Les espaces vides et le couvain attirent les jeunes abeilles. Afin que la reine soit entourée de jeunes abeilles, on suspendra la cage d’introduction dans un espace vide, entre deux rayons de couvain
Une colonie tranquille et paisible acceptera mieux une nouvelle reine qu’une colonie agitée et agressive
Une colonie en manque de provisions agresse plus souvent la reine introduite. Dans ce cas, il convient de nourrir la ruche avant de procéder au remérage.
Une ruche atteinte de la « fièvre d’essaimage » sera peu incline à accepter une nouvelle reine
Introduction sans attendre de jours supplémentaires (même si on peut conserver une reine dans sa cagette d’expédition avec les accompagnatrices pendant une semaine à l’abri de la lumière). Si la reine ne pond pas depuis plusieurs jours, car recluse dans la cagette, ses phéromones royaux diminuent d’intensité
Il est plus facile d'introduire une reine en dehors de la période d'élevage, donc en mars, avril, septembre et octobre. Au printemps et en automne, la production de phéromones et la vigueur des ruches sont moindre qu’en été. La période la plus favorable varie en fonction de la méthode d’introduction choisie.
Par temps favorable au vol, les abeilles les plus âgées se trouvent à l’extérieur de la ruche, ce qui simplifie le changement de reines. L’introduction de la cagette en fin de journée lorsque la colonie est calme avec une délivrance de la reine le lendemain quand les abeilles âgées sont dehors favorise l’acceptation
Lorsque la miellée est abondante, les ouvrières âgées sont occupées par la récolte, gage aussi d’un changement de reine réussi
L’ambiance de pillage est défavorable, car les abeilles sont excitées

Erreurs à éviter :

ne pas ouvrir la ruche pour contrôler la présence de la reine avant une semaine voir 10 jours.
ne pas intorduire la reine avec ses accompagnatrices dans la cagette
le sucre dans le canal à candi ne doit pas être dur. La reine est libérée trop tard (diminution de phéromones, si la reine n’a pas la possibilité de pondre pendant plusieurs jours)
ne pas oublier d’enlever la languette de sécurité de la cagette

2. Méthodes d’introduction

Il existe plusieurs méthodes d’introduction des reines. La méthode choisie dépend des conditions et des habitudes.

2.1 Remplacement dans une jeune colonie

Le plus sûr est d’introduire les reines dans de jeunes colonies. On arrive ainsi à une situation qui ressemble à celle d’un essaim secondaire. Les jeunes reines peuvent être introduites tant dans des nucléi que dans des essaims artificiels. La procédure est la suivante :

Préparer un essaim artificiel avec env. 1.8 kg d’abeilles sur cire gaufrée (cf nucléi d’été) ou créer 5 jours avant l’introduction de la reine, un nucléi avec un cadre de nourriture et deux cadres de couvain ouvert et fermé, le tout garni d’abeilles. Renforce ce nucléi en brossant les abeilles d'un cadre de couvain. Les abeilles âgées vont retourner à la ruche mère
Nourrir
Au 5e jour, supprimer les cellules royales
Introduire la cagette sans accompagnatrices entre 2 cadres de couvain et enlever la languette de sécurité (si on a peur que la reine ne s'envole lorsqu'on enlève les accompagnatrices, on peut tremper rapidement la cagette dans un verre d'eau). Percer le candi avec une allumette. Le candi ne doit pas être trop dur.
Nourrir
Une semaine voir 10 jours plus tard contrôler la ponte
Le but est d'arriver à avoir un nucléi sur 6 cadres à la fin août

2.2 Introduction dans une colonie orpheline depuis 7 – 9 jours

Orpheliner la colonie
Attendre 7 à 9 jours
Éliminer les cellules royales (on obtient le même résultat en enfermant la reine à éliminer dans une cage d’introduction fermée entre les rayons de couvain. La présence de la vielle reine dans la cage assure normalement qu’aucune cellule de saveté ne soit créée ; il faut néanmoins contrôler les rayons de couvain.
Procéder selon les points d à g du chapitre 2.1 (ne pas ouvrir avant 7 jours!)

Astuce : on peut changer la reine directement après le traitement à l'acide formique : orpheliner la ruche le soir, lancer le traitement le lendemain matin, et introduire ensuite à la fin du traitement (en général 7 à 9 jours) la nouvelle reine. Avantage : on évite l’arrêt de ponte après le traitement, car la nouvelle reine commencera tout de suite à pondre.

2.3 Introduction d’une petite colonie

La reine peut aussi être introduite avec une petite colonie (petit nucléi ou colonie de réserve). Une petite colonie peut être directement réunie à une forte colonie orpheline. Mais, l’arrivée d’une nouvelle reine peut provoquer de l’agitation dans la colonie. C’est pourquoi, il convient de veiller à un bon approvisionnement en air et en eau.

Réunion avec une grille

Une grille à reine est placée entre le nucléi et la colonie orpheline. Lorsque les abeilles auront consommée le candi qui obstruait les ouvertures, l’odeur des deux populations se confondra. De ce fait, la colonie orpheline accepte généralement bien la reine après avoir ôter la grille.

Réunion avec une feuille de journal

Entre les deux colonies qui vont être réunies, l’apiculteur place deux feuilles de journal humide où l’on aura pratiqué quelques fentes de 2 à 3 cm de long. Lorsque les abeilles se fraient un chemin à travers le papier journal, les colonies se mélangent.

2.4 Remplacement d’une reine dans une colonie à « l’arrache »

Cette méthode n’est pas fiable. Elle peut fonctionner en fin de saison.

Orpheliner la colonie
Procéder selon les points d à g du chapitre 2.1 (ne pas ouvrir avant 7 jours!)

Une méthode plus fiable : utiliser la ruchette de fécondation (p.ex. Apidea)

Orpheliner la colonie
Attendre 2 heures
Placer deux feuilles de journal sur la ruche orpheline
Sur une surface de la ruchette apidea, faire de petits trous avec un stylo (variante : découper une planche pour recevoir la ruchette de fécondation)
Ouvrir le bas et poser la ruchette sur cette surface (voir image ci-dessous)
Poser une hausse et fermer
Procéder selon les points e à g du chapitre 2.1 (ne pas ouvrir avant 7 jours!)

3. À quel moment changer sa reine ?

Deux cas de figure :

Reine âgée, reine d’une colonie agressive, reine d’une colonie sans vitalité, reine d’une colonie avec couvain calcifié : Changer dès qu’on peut
Nouvelle reine après essaimage, reine jeune mais « bâtarde » (F3 à Fx) :
Comme on a un fort taux de perte hivernale, l’idée serait de faire le changement au printemps avant la période d’essaimage pour les colonies en question qui ont passé l’hiver.
Deux problèmes :

trouver des reines en début de saison ! (tout début mai)
bonne récolte et reine de l’année semble incompatible car la jeune reine est prolixe et beaucoup d’attention de la colonie est attribuée à l’élevage de l’imposant couvain au détriment de la récolte. La parade se trouve dans le blocage de cette colonie sur 8 cadres par exemple.

Voir aussi:

► Aide-mémoire : 4.5.2 Introduire la reine

► Renouveler les colonies et reines

► Création de nuclei et élevage de reines

► Principes et méthodes d'élevage de reines d'abeilles

Transvasement à visée sanitaire

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Qu’est-ce qu’un transvasement ?

C’est l’opération apicole qui consiste à réduire une colonie d’abeilles à l’état d’essaim nu en la plaçant dans une ruche (ou ruchette) propre et parfaitement désinfectée, ne contenant que des cadres de cire gaufrée et ce, sans aucune adjonction de couvain.

Pourquoi réaliser un transvasement ?

Pour débarrasser la colonie de l’agent pathogène (le bacille Paenibacillus larvae) et de ses spores (éléments contaminants) hautement résistantes, ou en diminuer considérablement la pression, en détruisant tout le couvain dans lequel il se multiplie ainsi que les matières et matériaux dans lesquels les spores se conservent.

Dans quelles circonstances doit-on le pratiquer ?

Tout apiculteur a l’obligation de respecter les mesures de police sanitaire spécifiques à la loque américaine lorsqu’un diagnostic de cette maladie a été établi dans son rucher. Il doit notamment détruire toute colonie faible, même si elle ne présente que peu de symptômes, ainsi que toute colonie sévèrement atteinte quelle que soit sa force.

Il doit réaliser le transvasement sur cire gaufrée de toute colonie malade à condition :

qu’elle soit faiblement atteinte,
qu’elle soit suffisamment populeuse,
qu’elle ait gardé un bon dynamisme,
que la date soit comprise entre le printemps et le début de l’été.

Sur quels principes repose l’efficacité du transvasement ?

Pendant les 2 jours qui suivent le transvasement (délai nécessaire à la construction des rayons), les abeilles éliminent la grande majorité des spores qu’elles transportent sur leur corps en se nettoyant. Ces spores passent ainsi dans leur tube digestif et seront éliminées avec les déjections, assez loin de la ruche. Le jeûne sanitaire, même relatif (cf. ci-dessous) favorise l’élimination des spores.
Elles ne contaminent donc pas les nouvelles réserves qui ne devraient être stockées qu’à partir de quelques jours après le transvasement.
Dans la nouvelle ruche, après réduction de l’état d’essaim nu, il s’écoule au moins un laps de temps de 4 à 5 jours avant la naissance des nouvelles larves (après construction de nouvelles alvéoles et reprise de ponte de la reine), ce qui permet d’obtenir un vide sanitaire. En effet les larves sensibles, dans lesquelles les spores peuvent germer et le bacille se multiplier en grande quantité́, sont absentes de la colonie pendant cette période.
De plus les abeilles adultes (nourrices) ne peuvent plus contaminer par voie orale les larves puisqu’il n’y en a pas encore.

Quelles sont les conditions d’un transvasement réussi ?

Il faut que la colonie soit suffisamment forte pour redémarrer à l’état d’essaim nu.
Il ne peut être réalisé qu’au printemps et jusqu’au début de d’été : au-delà de cette date les abeilles n’ont plus la capacité de construire rapidement les rayons et d’amasser assez de réserves pour leur survie hivernale. De plus en fin d’été le risque de pillage est assez important.
Il doit se faire en dehors d’une période de forte miellée : en effet lors de flux de nectar important les abeilles sont capables de construire en une nuit les deux faces d’un cadre pour y placer leur butin. Elles n’ont dans ce cas pas assez de temps pour éliminer les spores présentes dans et sur leur corps et peuvent contaminer leurs nouvelles réserves.
Il faut procéder pendant la journée et en mettant la nouvelle ruche à l’emplacement exact de la colonie malade, afin que les butineuses n’aillent pas, en dérivant, contaminer l’ensemble du rucher.
Lors du transvasement, il ne faut surtout pas ajouter de cadres de couvain à l’essaim transvasé, afin que pendant plusieurs jours il n’y ait aucune larve sensible permettant la multiplication du bacille.
À la suite des différentes opérations, il convient d’effectuer au moins deux visites soignées à une semaine d’intervalle de toutes les colonies (transvasées ou non) afin de surveiller la réapparition éventuelle des symptômes (examen approfondi du couvain) et le bon développement des essaims.

Quel est le matériel nécessaire ?

Ruche ou ruchette complète (plateau, corps, couvre-cadres) et partition, propres et parfaitement désinfectées. La colonie étant réduite à l’état d’essaim nu, il est recommandé de la placer tout d’abord, dans un volume réduit : ruchette ou ruche avec partition.
Cadres de cire gaufrée en quantité adaptée à la force de la colonie
Grands papiers ou linges non troués et destinés à être détruits
Eventuellement une cage à reine
Gants jetables (détruits à la fin des opérations) ou gants désinfectables
Matériel habituel : enfumoir, lève-cadres, brosse, protection (devant être nettoyés et désinfectés après le transvasement)
Grands sacs solides ou caisses avec couvercle pour recevoir le matériel contaminé avant sa destruction (cadres, papiers, linges, débris) et les outils avant leur nettoyage et désinfection.

Comment réaliser le transvasement ?

Enfumer la ruche atteinte.
La décaler de 1 ou 2 m vers l’avant en dirigeant l’entrée vers l’ancien emplacement (rotation de 180°).
Placer à l’emplacement de la ruche atteinte, une ruche ou une ruchette équipée de cadres de cire gaufrée.
Disposer de grands papiers ou un linge entre les entrées des deux ruches, en calant une des extrémités au niveau de la planche d’envol de la ruche à repeupler de manière à recueillir les déchets contaminés (et à faciliter l’enruchement des abeilles).
Lorsque cela est possible, isoler la reine et la placer dans la nouvelle ruche, une fois qu’une partie des abeilles y sont entrées, afin que le reste de la colonie y entre plus sûrement.
Secouer ou brosser sur le linge, un par un, les cadres de la ruche atteinte afin d’y faire tomber les abeilles. Celles-ci vont progressivement gagner l’intérieur de la nouvelle ruche.
Brûler les papiers ou le linge avec les déchets contaminés tombés pendant la manipulation, ainsi que tous les cadres de couvain et de réserves de la ruche atteinte. Nettoyer soigneusement et désinfecter son corps, son plateau et son couvre-cadres, de même que tout matériel qui aurait pu être contaminé (brosse, lève-cadres, enfumoir). Attention : prendre les précautions nécessaires pour éviter tout risque de brûlure et d’incendie.
Enfouir les déchets consumés dans la terre.
Si le brûlage sur place est impossible, placer tout le matériel à détruire dans des sacs solides et hermétiques, ne risquant pas de se déchirer lors des manipulations, de manière à ce qu’aucune abeille attirée par le miel, ne puisse y accéder. Ils pourront être déposés dans des containers ou à la déchetterie pour incinération ou bien leur contenu sera détruit par le feu par l’apiculteur de manière sécurisée à distance du rucher.

Faut-il nourrir après un transvasement ?

« La règle » voudrait que les colonies transvasées subissent un jeûne sanitaire de 48 heures environ, donc elles ne devraient pas être nourries avant ce laps de temps. Ceci est réalisable dans le cas de petites exploitations ou bien lorsque le rucher est proche du domicile.
Sinon, dans le cas de colonies transvasées qui ne seraient plus visitées avant une semaine, le nourrissement peut être administré au moment du transvasement, mais la quantité de sirop (50/50) donnée à l’essaim est limitée à 1⁄2 ou 1 litre selon sa population de manière à juste satisfaire les besoins vitaux des abeilles pendant quelques jours sans qu’elles puissent le stocker.

En conclusion :

Le transvasement constitue une méthode particulièrement simple de lutte contre la loque américaine : elle ne nécessite que du matériel apicole courant et aucun médicament. Malgré son apparence rudimen- taire, elle est employée avec succès depuis plusieurs siècles. Recommandée dès 1568 par un moine silésien (Nikol Jacob), dans son Traité d’Apiculture, son efficacité a depuis été régulièrement constatée par les apiculteurs qui l’ont pratiquée en respectant toutes les recommandations, et confirmée par les scientifiques qui s’appuient sur des analyses de laboratoire montrant des taux extrêmement bas de spores dans les colonies transvasées.

Quelles sont les autres indications pour un transvasement à visée sanitaire ?

Le couvain sacciforme et la loque européenne : lorsqu’une grande proportion de couvain est atteinte, mais que la colonie reste assez forte, le transvasement sur cire gaufrée avec destruction du couvain et des réserves est nécessaire. La réalisation est identique à celle décrite plus haut, mais le nourrissement peut être plus important et immédiat. Comme en cas de loque américaine, les colonies malades et faibles seront détruites.

Une suspicion de pollution de la cire et des réserves par des pesticides : dans ce cas le transvasement de la colonie sur des cadres neufs gaufrés ou bâtis a pour but de la débarrasser de tout agent toxique présent à l’intérieur de la ruche, en la plaçant dans un milieu non contaminé. Des cas concrets, réalisés en début de saison apicole, ont montré que cette opération permet un bon redémarrage et de bonnes performances des colonies. On peut nourrir autant que nécessaire pour aider la colonie à reprendre son développement.

Source : FNOSAD – Fédération Nationale des Organisations Sanitaires Apicoles Départementales

Crédits photos : JM Hédon, JP Couix

Voir aussi :

Les qualités d'un bon apiculteur

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Im Rhythmus der Natur leben

In der Imkerei gibt es einen wichtigen Faktor, den der Imker nicht beherrscht: die Umwelt. Man kann pflanzen, aber man hat keinen Einfluss auf die Winde, die Unberechenbarkeiten des Wetters und des Klimas.
Die Biene lebt in Symbiose mit ihrer Umwelt. Sie passt sich ihr an, und Sie müssen dasselbe tun.
Um zu wissen, was zu einem bestimmten Zeitpunkt zu tun ist, sollten Sie sich nicht an einem Kalender orientieren, sondern die Entwicklung der Natur um Sie herum genau beobachten. Die Floraisons, ihr Vor- oder Nachhinken, die Niederschläge, die Nachttemperaturen – all diese Faktoren sind für die Völkerführung entscheidend.
Sie haben keinen Einfluss darauf und müssen sich anpassen. Nach einer oder zwei Saisons werden Sie die Blühabfolge Ihrer Umgebung kennen. Wenn Sie Notizen machen, werden Sie den Vorsprung oder Rückstand gegenüber den Vorjahren feststellen können. Nach einem weiteren Jahr oder zwei werden Sie die wichtigen Massnahmen in Abhängigkeit von den Floraisons bestimmen können.
Kurzum: Sie werden die Natur mit den Augen eines Imkers betrachten.

Eine starke Moral haben

Wer die Imkerei betreibt, kennt nicht nur Erfolge. Bei Weitem nicht.
Am Anfang sind es oft der Schwarmtrieb oder gar der Verlust einer Kolonie, die zu Enttäuschungen führen. Auch das Wetter kann einen im Stich lassen. Viele Frühjahrsernten scheitern wegen Kälte oder Trockenheit. Am Anfang ist das entmutigend. Eine Königin, die nicht von ihrem Begattungsflug zurückkommt und damit das Umweiseln des Volkes verhindert. Ganz zu schweigen von den Völkerverlusten durch Pestizide und andere Bienenkrankheiten. Die Imkerei erfordert bisweilen Mut, um mit den Widrigkeiten fertig zu werden. Motivation ist wichtig, ebenso die Wissbegierde, der Wille zur Verbesserung, das Verstehen der eigenen Fehler und das Finden von Lösungen – das sind Erfolgsfaktoren. Und die Solidarität unter den Imkern hilft ebenfalls, schwierige Momente zu überstehen und die Begeisterung zu erhalten. Die künftigen Freuden sind dadurch umso grösser.

Die Ruhe

Eine Völkerdurchsicht findet in Ruhe statt. Wenn Sie gestresst oder nervös sind, werden die Bienen das spüren. In diesem Fall ist es besser, darauf zu verzichten und die Völkerdurchsicht auf den nächsten Tag zu verschieben.
Eine Völkerdurchsicht bereitet man sich geistig vor. Denken Sie daran, was Sie tun werden, was Ihre Ziele sind. Bereiten Sie auch das Material vor, das Sie benötigen werden. Brauchen Sie gegaufrierte Rähmchen, eine hinzuzufügende Zarge, einen Trennschied für eine Völkerteilung... Eine gute Materialvorbereitung stellt sicher, dass Sie die Völkerdurchsicht nicht unterbrechen müssen. Zu wissen, was Sie tun werden, sollte Ihnen Selbstvertrauen geben. Betrachten Sie die Völkerdurchsicht stets als ein Vergnügen.

Die Geduld

Sie ist das Gegenstück zur Ruhe. Es kommt bisweilen vor – um nicht zu sagen häufig, wenn man anfängt –, dass man bei einer Völkerdurchsicht nicht alle Ziele erreicht. Das gilt besonders für die Suche und das Markieren der Königin.

Wir alle haben das erlebt. Manche Königinnen, besonders wenn sie jung und noch nicht in Eilage sind, sind wahre Versteckspiel-Spezialisten. Man muss das akzeptieren und an einem anderen Tag wiederkommen. Manche Techniken erfordern eine Geschicklichkeit, die man anfangs noch nicht hat. Man kann üben – zum Beispiel zunächst Drohnen markieren, bevor man zur Königin übergeht.

Die Freude am Lernen

Unerlässlich in der Imkerei. Auch wenn Sie mit einem guten Kurs in einer Lehrbienenstand beginnen, werden Sie danach noch viel lernen müssen. Die Imkerei entwickelt sich weiter und erfordert regelmässige Aktualisierungen und Weiterbildungen.
Erstens, weil sich die Techniken weiterentwickeln: der Brutstopp zur Varroabekämpfung ist eine neuere Methode.
Und vor allem erfordert die Imkerei Kenntnisse, die man anfangs nicht unbedingt mitbringt: Botanik, Insektenbiologie…
Am besten lernt man durch die Praxis mit erfahreneren Kollegen, durch den Besuch von Vorträgen und das Lesen guter Imkereifachbücher.
So wird man eines Tages seinerseits das Erlernte an weniger erfahrene Imker weitergeben.

Die Beobachtung

Genau hinschauen, Ungewöhnliches bemerken – Abweichungen vom „Normalen" –, und richtig interpretieren: Das sind Qualitäten eines guten Imkers. Die Beobachtungsgabe entwickelt sich mit der Zeit.
Nehmen Sie sich Zeit zum Beobachten, bevor Sie mit der Völkerdurchsicht beginnen. Am Flugloch sind viele Informationen verfügbar. Halten Sie beim Öffnen der Beute einige Sekunden inne. Die Bewegungsweise der Bienen ist aufschlussreich. Sind sie ruhig, unruhig, beschäftigt?

Wenn Sie zum Beispiel auf die Geburt einer Königin warten und die Bienen in alle Richtungen laufen, bedeutet das oft, dass keine Königin vorhanden ist. Überprüfen Sie ruhig, ob die Kolonie die Mittel hat, sich zu remérer (junge Larven oder Weiselzellen). Wenn die Bienen hingegen ruhig sind, ist die Königin wahrscheinlich geschlüpft. Am besten lässt man sie wohl mit der Eilage beginnen, bevor man versucht, sie zu markieren.

Handwerkliches Geschick

Hinter jedem Imker steckt ein Heimwerker. Man muss dabei kein Profi sein, auch wenn manche sogar ihre eigenen Bienenstöcke bauen.
Die eigene Findigkeit macht den Rest, und die Grenzen setzen nur die eigenen handwerklichen Fähigkeiten.

Methodisches Vorgehen

Das ist unerlässlich. Die Bienen warten nicht. Sie leben in Symbiose mit der Natur, und jede Verzögerung bei einem Eingriff wird unmittelbar spürbar.
Es ist unerlässlich, Ihre Bienenstöcke gezielt zu besuchen. Die Häufigkeit der Völkerdurchsichten hängt von vielen Faktoren ab: dem Wetter, der Tracht, dem Alter der Königin, der Bienenrasse, dem Beutentyp…
Achten Sie vielmehr auf die Entwicklung der Natur, die Wetterbedingungen und die Wettervorhersagen. „Denken Sie wie eine Biene." Ist die Tracht da, haben die Bienen genug Platz, ist es nachts nicht zu kalt... Wenn Sie einen Schwarm befürchten, kommen Sie ihm mit einem Kunstschwarm zuvor.
Und vergessen Sie nicht aufzuschreiben, was Sie tun. Unabhängig von der Methode (eine Excel-Tabelle, ein Kalender oder ein Blatt Papier unter dem Beutendach) – halten Sie fest, was Sie unternehmen. Wenn die Dinge nicht so verlaufen wie erwartet, können Sie vielleicht verstehen, was passiert ist. So lernt man und gewinnt an Erfahrung.

Hygiene und Völkerpflege

Ihre Bienen sind wertvoll. Für Sie, aber auch für die Natur. Sorgen Sie für sie. Zunächst durch eine sorgfältige Hygiene der Werkzeuge, die Sie in den Bienenstöcken verwenden. Sie lassen sich leicht desinfizieren – tun Sie es mehrmals in der Saison. Hitze mit der Flamme eines Gasbrenners ist ein ausgezeichnetes Desinfektionsmittel. Brennspiritus (nicht gleichzeitig mit dem Gasbrenner) ist wirksam, um den Stockmeissel abzureiben und die daran haftende Propolis aufzulösen. Bei einer Kontamination einer Kolonie oder schon bei blossem Verdacht beenden Sie die Völkerdurchsicht stets mit diesem Volk. Desinfizieren Sie das Material danach selbstverständlich.

Um die Hygiene der Völker aufrechtzuerhalten, schaben Sie alle Rückstände ab, die sich auf dem oberen Rand des Brutraums oder der Zargen befinden. Häufig bleiben dort Propolis oder sogar zerquetschte Bienen haften. Mit dem Stockmeissel abschaben.
Es ist nützlich, das Königinnengitter mit dem Stockmeissel zu reinigen, um die Wachsbrücken zwischen der Gitter und der Oberseite der Rähmchen zu entfernen.
Vergessen Sie auch nicht die Reinigung des Bodeneinsatzes, die in der Regel an den ersten schönen Tagen, vor der Frühjahrsdurchsicht, stattfindet.

Schlusswort

Das sind viele Eigenschaften für einen einzigen Imker. Es ist oft schwierig, in jedem dieser Bereiche gut zu sein. Seien Sie sich der erforderlichen Eigenschaften bewusst, versuchen Sie, die Ihnen angeborenen zu entwickeln, und erwerben Sie die anderen – oder achten Sie zumindest darauf.

Nach: http://unrucheraujardin.blogspot.ch/2017/09/qualites-apiculteur.html

Siehe auch:

La Fausse Teigne et ses Ravages

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Le Dr Maurice Mathis (1907-1982) est un médecin qui s’est longuement intéressé aux virus et au paludisme. Il est également un entomologiste qui fait référence en apiculture. Directeur de laboratoire à l'Institut Pasteur de Tunis, il a consacré sa vie à l’étude des abeilles. Son livre « Vie et mœurs des abeilles » n’est pas démodé, bien au contraire, il est plus que jamais d’actualité par son contenu et les observations dont il résulte.

Tous les apiculteurs connaissent la fausse teigne par les ravages qu’elle produit dans les gâteaux de cire sortis de la ruche et non soumis aux vapeurs d’un gaz toxique : vapeurs de soufre, tétrachlorure de carbone, chloropicrine. Tous les apiculteurs ont eu à déplorer la perte de colonies faibles à peu près entièrement détruites par la fausse teigne, mais tous pensent que les ravages de ce parasite sont inexistants dans les colonies populeuses et qui se défendent bien. C’est là une erreur et nous allons montrer le rôle considérable de cet insecte dans la destruction des abeilles.

Ce parasite a été très bien observé par Réaumur lui-même, qui lui a donné le nom de fausse teigne pour le différencier des mites ou vraies teignes. La systématique moderne désigne cet insecte sous le nom de Galleria melonella, famille des Pyralidés (appelée aussi en français gallérie).

T.L. Smith, du collège d’Arkansas, étudiant l’élevage de la fausse teigne, commence ainsi son article : « La fausse teigne Galleria melonella, se rencontre partout où l’on élève des abeilles ». C’est là un point capital. La fausse teigne est un parasite strictement spécifique des ruches; en dehors des ruches, il lui est impossible de subsister. Nous apercevons immédiatement ce caractère de la spécificité commun à tous les parasites. Il se trouve donc que, si la fausse teigne ne peut pas vivre en dehors des ruches, c’est qu’elle s’est adaptée d’une manière rigoureuse à son hôte.

Quelques auteurs apicoles du siècle dernier ont reconnu dans la fausse teigne un ennemi redoutable, sans toutefois s’en rendre compte exactement. Lombard en 1812 écrit : « Pendant 15 à 16 ans, cette vermine m’a fait perdre annuellement environ le quinzième de mes ruches ». Il nous a laissé des observations tout à fait justes sur la biologie de ce parasite. « Son papillon, dit-il, pénètre dans toutes les ruches fortes et faibles, probablement à la faveur du mouvement de ses ailes, ou par la célérité de sa course, car il court plutôt qu’il ne marche. Le papillon de cette vermine paraît autour des ruches dès le mois d’avril, et on continue à le voir jusques et compris le mois d’octobre. »

Au cours de nos recherches sur la biologie des abeilles, nous avons eu l’occasion d’observer ce parasite dans de nombreuses circonstances, mais son rôle nous apparaissait, au début comme assez insignifiant. C’était une grave erreur.

On trouve « toujours » un certain nombre de chenilles de la fausse teigne dans le couvain operculé de toutes les ruches, des plus fortes aux plus faibles.

Chacun pourra en faire la constatation d’une manière très simple. Il suffit d’enlever un rayon de couvain operculé d’une ruche après en avoir chassé toutes les abeilles et de le mettre dans une cage grillagée, placée à une douce température : 25 à 30°C. En quelques jours, on pourra recueillir des dizaines de chenilles âgées de 10 à 15 jours.

A Paris en 1941, nous isolons les 6, 13, 25 septembre et 9 octobre, des cadres de couvain operculé de différentes ruches. Nous les plaçons dans une étuve, à l’abri de tout papillon ; une semaine après leur sortie de la ruche, tous ces cadres sont ravagés par de grosses chenilles de la fausse teigne.

A Tunis, un cadre François Huber isolé le 19 novembre 1943 nous donne : 31, 68, 27, 10, 3, 6, 2, 2, 1 chenilles de la fausse teigne, soit 150 au total.

Un autre cadre enlevé le 25 novembre 1943 nous donne dans les mêmes conditions 91 chenilles.

Un tout petit rayon de couvain operculé de 10 cm2, que nous enlevons d’une ruchette le 24 juin 1946, laisse sortir en quelques minutes 35 chenilles de la fausse teigne.

Certes dans les conditions naturelles les abeilles luttent sans cesse contre l’attaque des chenilles de la fausse teigne, mais dans quelle mesure cette lutte est-elle efficace ?

On peut noter avec certitude que : la fausse teigne existe à peu près sous toutes ses phases de développement (œufs, chenilles jeunes, chenilles au stade prénymphal à l’intérieur de son cocon) au cours de toute l’année.

Une autre constatation nous avait toujours étonnés : la taille réduite, l’aspect rachitique des chenilles de la fausse teigne que l’on veut élever au laboratoire en leur donnant de vieux gâteaux de cire par rapport à celles que l’on trouve dans certaines colonies détruites entièrement par ces chenilles qui sont alors : grosses, grasses, florissantes à souhait et qui donnent des papillons superbes. Nous entreprenions alors une étude méthodique de ce parasite, espérant que sa biologie nous éclairerait, indirectement, mais d’une manière certaine sur celle des abeilles.

Biologie de la fausse teigne

Des œufs pondus, soit à l’intérieur de la ruche soit à l’extérieur naissent de petites chenilles minuscules, douées d’une très grande agilité. Ces chenilles pénètrent activement dans la colonie et attirées par un thermotropisme positif se portent dans la zone du nid à couvain. La plupart d’entre elles se font massacrer par les abeilles, mais beaucoup échappent grâce à leur petitesse. Elles creusent alors de minuscules galeries entre les parois des cellules hexagonales et se nourrissent aux dépens de la gelée sur laquelle reposent les petites larves du couvain. Lorsque les larves d’abeilles sont operculées (huit jours après la ponte de l’œuf par la reine abeille), les chenilles de la fausse teigne sont complètement mises à l’abri de l’attaque des abeilles. Le loup est en quelque sorte enfermé dans la bergerie. Il y a là une adaptation absolument étonnante, comme toutes celles que nous constatons d’un parasite à son hôte. La chenille de la fausse teigne dévore en toute tranquillité les nymphes des abeilles et grâce à leurs mandibules peut passer aisément d’une cellule à une autre en perçant la fine cloison de séparation en cire. Le stade nymphal de l’abeille durant 13 jours, la chenille de la fausse teigne a largement le temps de terminer sa croissance. Au stade prénymphal, son thermotropisme positif diminue et elle s’éloigne du nid à couvain. Elle perce alors l’opercule et cherche à quitter la ruche. Ce stade est critique pour elle, car les abeilles toujours attentives la massacrent très souvent. Ce sont ces grosses chenilles de la fausse teigne que l’on voit expulser de la ruche, portées au loin par les abeilles.

La chenille de la fausse teigne file alors son cocon, soit dans la ruche, si les abeilles sont peu nombreuses et la laissent en paix, soit entre les parois de bois de la ruche, soit dans le sol. A ce stade la chenille a des mandibules très puissantes et elle arrive à creuser dans le bois le plus dur une véritable logette de protection.

Selon la température, la chenille de la fausse teigne peut, soit rester plusieurs semaines ou plusieurs mois au stade prénymphal, soit se nymphose et donner un papillon en quelques jours. Dès leur naissance les papillons s’accouplent, et la femelle qui n’a besoin d’aucune nourriture commence sa ponte de 300 à 1 000 œufs. Cette femelle est attirée par l’odeur de levain que dégage toute ruche en pleine activité et s’y porte activement, en volant presque uniquement la nuit.

Pendant longtemps nous nous sommes demandé comment ce papillon pouvait s’introduire impunément dans une colonie d’abeilles dont l’entrée est toujours gardée avec une grande vigilance. Nous pensions alors que le papillon devait pondre au dehors de la ruche, c’est ce qui arrive très souvent, mais ce mode est inhabituel ; le papillon pénètre dans la ruche normalement et il est moins refoulé que nous l’imaginions. Réaumur avait constaté le fait et s’étonnait que les abeilles fassent si peu de cas de cet ennemi qu’elles pourchassent activement sous formes de chenilles. On pourrait croire que les abeilles ne savent pas que ce papillon est si dangereux. La réalité est tout autre. Un jour apercevant dans une ruche un papillon, nous l’avons écrasé sur place. Quel n’a pas été notre étonnement de voir les abeilles les plus proches de ce magma informe s’y précipiter en battant des ailes comme en présence d’une reine.

Il y aurait donc un phénomène comparable au mimétisme, mais qui porterait sur l’odorat d’où le nom d’olfacto-mimétisme. L’adaptation de Galleria melonella, parasite des abeilles est parfaite à tous les stades.

On peut affirmer qu’une colonie attaquée par la fausse teigne sera toujours vaincue et détruite dans un laps de temps plus ou moins long. Comment se fait cette destruction ? Peut-on évaluer les ravages de la fausse teigne ? Comment la combattre ?

Les Ravages de la fausse teigne

Ces ravages sont très variables, d’une année à l’autre, et dépendent pour une grande part de la force de la colonie attaquée, de l’abondance des miellées. Lombard dans ses estimations nous semble très au-dessous de la réalité.

Tous les apiculteurs ont remarqué, sans y attacher une grande importance qu’un rayon de couvain operculé présentât toujours un certain nombre de trous ou manques. Ils pensaient que ces trous s’expliquaient facilement, soit que la reine ait oublié de pondre dans une cellule, soit que la nymphe soit sortie. Ces deux explications ne sont pas valables : 10 parce que la reine pond dans toutes les cellules sans exception, il suffit d’examiner un cadre fraîchement pondu; 20 qu’une abeille ne peut pas naître isolément puisqu’elle provient d’un œuf pondu à quelques instants d’intervalle de ses voisines.

Ces trous ou manques sont le fait de la fausse teigne. On peut compter sur un cadre de 200 à 1000 manques sur une seule face d’un gâteau de cire, soit 400 à 2.000 pour les deux faces ; soit pour 10 cadres de 4.000 à 20.000. Comme ces manques se renouvellent à chaque période de ponte de 21 jours, on peut estimer au bas mot entre 40.000 et 100.000 le nombre des abeilles que la fausse teigne peut détruire dans une ruche à l’insu de l’apiculteur. Bien entendu nous laissons de côté, les colonies entièrement détruites, le quinzième des effectifs de Lombard.

Ce taux de destruction peut paraître considérable et beaucoup d’apiculteurs le mettront en doute. Qu’ils réfléchissent cependant, qu’ils cherchent dans leur souvenir. N’ont-ils pas été parfois surpris de la baisse de production de leur rucher en dépit d’une saison qui s’annonçait particulièrement favorable ?

Un apiculteur débutant installe un essaim dans une ruche, il n’a pas grande expérience, il fait néanmoins pendant quelques années de belles récoltes et il augmente son cheptel, puis progressivement, en dépit de son expérience les récoltes diminuent, les abeilles donnent moins d’essaims, rien ne marche comme avant. Que s’est-il passé ?

Le premier essaim établi n’était pas parasité, puis la fausse teigne s’est introduite dans le rucher à la faveur d’une nouvelle colonie en ruche. Elle s’est développée peu à peu augmentant ses ravages. Bien entendu on peut lutter en ne conservant que des colonies très fortes, en les aidant par un nourrissement stimulant, mais nous savons fort bien que tôt ou tard le parasite aura le dessus. Que faire alors ?

Défense naturelle des Abeilles contre la fausse teigne.

Comment les abeilles se sont-elles défendues contre la fausse teigne pendant les millénaires qui ont précédé son exploitation par l’homme ? D’une manière bien simple : par l’essaimage.

Supposons un essaim qui a parcouru plusieurs kilomètres et qui s’installe dans un trou de rocher ou dans un tronc d’arbre. Cet essaim n’apporte avec lui, ni œufs, ni chenilles, ni papillon de la fausse teigne ; il se développe sans aucun parasite et chaque année essaime, une ou plusieurs fois selon les saisons favorables ou non. A un moment donné, plus ou moins long plus ou moins court, un papillon de la fausse teigne attiré par la colonie viendra déposer ses œufs. À partir de ce moment, la colonie est vouée à une destruction certaine ; sa résistance pourra durer des années, mais elle succombera en définitive, le nombre des parasites s’accroissant sans cesse.

La colonie détruite, les gâteaux de cire complètement dévorés, le parasite disparaîtra à son tour. Un an, deux ans ou plusieurs années s’écouleront avant que le trou de rocher ou le tronc d’arbre ne soit de nouveau peuplé par un nouvel essaim venu de très loin sans parasite et le cycle reprendra.

C’est là un phénomène tout à fait général. Une espèce animale s’installe dans une zone favorable, elle se développe en progression géométrique, un parasite survient, il se développe aux dépens de la première espèce plus vite qu’elle ne peut le nourrir (nouvelle progression géométrique) ; l’espèce parasitée entraîne dans sa disparition le parasite. Il peut se faire que le parasite soit lui-même parasité et le cycle se complique. Tous ces différents facteurs entrant en jeu, on peut arriver à un état d’équilibre, satisfaisant pour l’ensemble des espèces. C’est ce qui arrive toujours pour la flore et la faune d’un territoire ou d’un pays présentant le même climat. L’introduction d’une espèce nouvelle pourra de nouveau rompre cet équilibre, qui tendra de nouveau à se rétablir, ainsi de suite. Toutes ces considérations biologiques ne nous écartent pas de notre sujet, contrairement à ce que l’on pourrait penser elles nous apportent la solution du problème.

Lutte contre la fausse teigne

Comme nous venons de le voir, la fausse teigne est l’ennemi le plus terrible des abeilles, mais il est si bien adapté à elles qu’il est vain de croire qu’on pourra le détruire dans la ruche. Quelle solution adopter ? Celle des abeilles elles-mêmes :

1° Ne jamais établir un rucher près d’un rucher existant;

2° Créer un rucher isolé de toutes ruches - il faut compter de 500 à 1000 m, puissance de vol du papillon de la fausse teigne - en y installant uniquement des essaims nus ou sur cire gaufrée neuve ;

3° Créer à partir de ce premier rucher, un deuxième rucher éloigné toujours avec des essaims nus ;

4° Détruire complètement le premier rucher au moment de la récolte deux, trois ou quatre ans après son installation, selon le degré de son infestation par la fausse teigne.

La technique que nous préconisons est la meilleure et la seule quoiqu’elle puisse paraître à certains inapplicable.

Si nous examinons les pratiques anciennes de l’apiculture, nous constatons que deux méthodes luttent efficacement contre la fausse teigne, sans le savoir : l’étouffage et la pastorale.

Etouffage.

Dans certaines régions apicoles, comme la Bretagne et les Landes où l’apiculture est très répandue, toutes les fermes possédant une dizaine de colonies logées dans des paniers, que l’on peuple tous les ans avec des essaims naturels, on a l’habitude d’étouffer avec des vapeurs de soufre un certain nombre de colonies et de les récolter en totalité. Cette pratique fort ancienne et qui donnait d’excellents résultats, tant du point de vue de la récolte que du maintien du cheptel a été interdite en France en 1942. Nous ne discuterons pas ici de l’opportunité de cette loi, prise peut-être un peu hâtivement et sans tenir un compte suffisant de la biologie, des abeilles, mais nous ferons remarquer que cet étouffage avait comme conséquence immédiate une destruction massive et annuelle d’une grande quantité de chenilles de la fausse teigne. Nous verrons si l’avenir nous donnera raison et si l’interdiction de l’étouffage augmentera le cheptel ailé ou le réduira.

Pastorale.

Nous avons vu dans le chapitre précédent en quoi consistait la pastorale ou transhumance. Un des gros avantages de cette technique et qui était passé inaperçu a été la diminution du nombre des chenilles de la fausse teigne.

1° Toutes les chenilles enfouies dans le sol ne pouvaient plus sous forme de papillons infestés les ruches puisque celles-ci étaient à plusieurs kilomètres ;

2° Au cours du transport, les chenilles existant dans les ruches étaient fortement excitées par les vibrations du transport et tendaient à quitter les colonies. Les colonies arrivées dans leur nouvel emplacement étaient donc individuellement très fortement déparasitées.

La petite fausse teigne — Achroia grisella

Tout ce que nous venons de dire s’applique aussi à la petite fausse teigne. Elle fait les mêmes ravages, mais sa petite taille rend sa découverte beaucoup plus difficile. Nous n’insisterons donc pas outre mesure.

En résumé la fausse teigne est l’ennemi le plus terrible des abeilles elle ne s’attaque pas à la cire comme on l’a cru et le croit encore, mais au couvain lui-même sous toutes ses formes œufs, larves, nymphes. Les cadavres de nymphes que l’on voit expulser par les abeilles ont été tués et plus ou moins rongés par les chenilles de la fausse teigne. Il arrive très souvent que l’on trouve de jeunes abeilles sans ailes ou avec de simples moignons, des reines dans leur cellule avec les mêmes lésions, toutes ces perturbations sont le travail de destruction des fausse teignes.

Bien entendu une colonie puissante se défend, répare les dégâts, mais n’en subit pas moins un gros affaiblissement ; toute colonie dont la population vient à baisser par suite d’un essaimage intempestif et qui ne peut lutter efficacement est détruite en quelques jours. C’est la manière habituelle de mourir de toutes les colonies en Tunisie où la fausse teigne fait des dégâts encore plus considérables que dans la Métropole, en raison de son activité incessante : la diapause hivernale n’existant pas.

Nous pensons que cette étude de la fausse teigne et de ses ravages que nous sommes les premiers à avoir mis au point rendra les plus grands services à l’apiculture pratique.

Source: Maurice Mathis, Vie et mœurs des abeilles, chapitre XII : « La fausse teigne et ses Ravages [archive] », Payot, Paris, 1951 (OCLC 6456072).

Voir aussi :

La colonie bourdonneuse

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Rappel de quelques notions de base

Le rôle principal de la reine est de pondre pour permettre la fameuse cinétique de la population au sein de la ruche. La ponte d’œufs fécondés (diploïdes) permettra l’émergence d’ouvrières ; celle d’œufs non fécondés (haploïdes) donnera les mâles. La ponte de la reine est sous la dépendance de multiples facteurs (épigénétiques) comme les apports de nectar/pollen et la quantité de gelée royale qui lui est proposée par les nourrices de sa cour, la place à disposition pour le couvain, la température ambiante à l’intérieur de la ruche, la saison, etc.


Figure 2: Courbe bleue : cinétique de la population des ouvrières au cours de l’année apicole. Fin décembre, la colonie compte 10'000 ouvrières au sein de la grappe hivernale ; fin juin, la colonie compte 50'000 individus.

La reine diffuse par ailleurs de nombreuses phéromones favorisant la cohésion sociale de la colonie et modulant, grâce à un savant équilibre, les changements de comportement des ouvrières et peut-être aussi des mâles. Par exemple, la phéromone mandibulaire de la reine inhibe le développement sexuel chez les ouvrières et empêche celles-ci d’élever une autre reine. De la même façon, les phéromones produites par le couvain jouent un rôle primordial dans de multiples activités des ouvrières : recherche de nourriture, sécrétion cirière et construction des rayons, essaimage, élevage royal, acceptation d’une nouvelle reine, etc. Les ouvrières diffusent également des phéromones dont la composition et l’effet sur leur comportement varient avec le polythéisme d’âge (1). On se souvient que l’oléate d’éthyle (OE), produit par les butineuses, est une molécule qui joue un rôle essentiel dans la maturation et la transformation des plus jeunes abeilles : elle agit comme un inhibiteur chimique qui retarde l'âge du butinage. La vitellogénine est une protéine très présente chez les abeilles d'hiver; elle stimule leur système immunitaire et leur chance de survie hivernale. Elle module, par ailleurs, le type de butinage pendant la saison apicole.


Figure 3: La vitellogénine : synthèse et actions.

(1) Le polythéisme est la division du travail chez les animaux sociaux. On en distingue deux types : le polythéisme de caste (reine, ouvrière, mâle) et le polythéisme d’âge (les différents « métiers » de l’ouvrière au cours de sa vie).

2. Remérage

Lorsque la ponte et la production de phéromones déclinent avec l’âge de la reine, celle-ci est remplacée après un remérage, sans essaimage de la colonie. Les jeunes ouvrières qui perçoivent le déclin de la ponte et de la sécrétion des phéromones choisissent un œuf fécondé, souvent au milieu d’un cadre, et étirent progressivement une cellule royale à partir de cet alvéole (2) d’ouvrière initial. De cet œuf va éclore une larve qui sera nourrie exclusivement avec de la gelée royale pendant les 6 jours précédant l’operculation de la cellule. La jeune reine vierge émergera 16 jours après la ponte de l’œuf initial. Le vol de fécondation lui permettra de stocker, pendant plusieurs années, les spermatozoïdes des mâles reproducteurs et donc de pondre environ 500'000 œufs fécondés durant sa vie. Lors d’un remérage, il arrive que la nouvelle reine fécondée cohabite un certain temps avec la vieille reine qui sera finalement éliminée. Mais si le remérage a lieu tardivement, en fin de saison, il n’y aura plus (suffisamment) de faux-bourdons pour féconder la reine vierge, ce qui va poser des problèmes à la sortie de l’hiver…

(2) Alvéole : nom masculin ou féminin (latin alveolus, petit panier)


Figure 4: Cellules royales.

3. Sauveté

Il peut arriver que la reine disparaisse brusquement (si, par exemple, l’apiculteur l’écrase par accident). Le remplacement de cette reine suit un cours bien différent. Dès qu’elles se sentent orphelines, les ouvrières mettent en route un élevage royal à partir de plusieurs larves au cours d’un processus de sauvetage de la colonie. Souvent une première cellule royale est amorcée, dans l’urgence, à partir de l’alvéole renfermant une larve âgée de 2-3 jours puis d’autres cellules royales sont tirées à partir d’alvéoles avec des larves beaucoup plus jeunes. Les reines issues de «vieilles» larves, mal sélectionnées dans l’urgence, ont souvent de moins bonnes performances que celles élevées à partir des larves les plus jeunes, repérées après quelques heures de réflexion. La composition (gelée royale pure) et la quantité de nourriture apportées à ces larves choisies dans la « sérénité » sont optimales et le développement des organes royaux (reproduction et sécrétion des phéromones) est idéalement modulé par l’épigénétique. L’apiculteur averti supprimera donc la/les premières cellules royales operculées pour ne garder que deux cellules royales encore ouvertes (plus jeunes) et ayant plus de chance de recevoir la meilleure nourriture pendant les 6 jours du stade larvaire.

Le remérage et le sauvetage permettent donc à la colonie de paliers les pathologies concernant la ponte ou la disparition subite d’une reine, grâce à des procédés bien compris par les biologistes et les apiculteurs.


Figure 5: La reine de cette colonie est morte subitement. Les abeilles de cette ruche dynamique ont aussitôt démarré un élevage royal intensif.

4. Colonies orphelines et colonies bourdonneuses

Parfois la colonie restée orpheline n’a plus à sa disposition des œufs ou de très jeunes larves pour démarrer un élevage royal. L’exemple du retour d’un vol de fécondation qui tourne mal est souvent évoqué. La jeune reine vierge quitte la ruche pour se faire féconder, mais au retour de son vol nuptial, elle se fait manger par un oiseau. Résultat des courses : la colonie se retrouve orpheline, sans le moindre couvain ouvert. Un autre exemple est celui d’une reine supportant mal le traitement à l’acide formique : d’abord elle arrête de pondre, puis elle succombe, laissant la colonie sans couvain frais. Dans ces situations, le taux des phéromones royales chute d’un coup et la diffusion des phéromones par le couvain fermé résiduel diminue avec l’émergence des dernières ouvrières. Peu à peu l’inhibition du développement des organes reproducteurs des ouvrières disparaît et une ou plusieurs ouvrières deviennent des pseudo-reines (leur morphologie d’ouvrière ne change pas) avec des ovaires qui se développent progressivement et des œufs non fécondés (ovocytes haploïdes) qui se différencient en vue d’être pondus. Ce changement épigénétique peut prendre un temps variable et la colonie orpheline, si elle n’est pas repérée suffisamment tôt, deviendra bourdonneuse en quelques jours ou après plusieurs semaines. Ces pseudo-reines vont également se mettre à diffuser des phéromones de type royal. Le taux de ces phéromones va influencer le développement des organes de reproduction chez les autres ouvrières, ce qui expliquerait qu’une colonie bourdonneuse ne compterait généralement qu’une ou quelques ouvrières pondeuses.

Figure 6: Appareil de reproduction chez la reine. Les ovaires permettent la maturation progressive des 500 000 ovocytes que la reine pondra pendant sa longue vie.

Ces pseudo-reines n’ont pas été fécondées et ne le seront jamais. En effet, l’épigénétique module le vol nuptial de la reine. Celui-ci intervient seulement pendant les 2-3 semaines qui suivent l’émergence de la reine. Une ouvrière qui devient une pseudo-reine, ne sera pas stimulée à accomplir un vol de fécondation. Par ailleurs, la maturation tardive et parfois incomplète de son appareil reproducteur empêche une fécondation, même artificielle, et le stockage du sperme des mâles. Ces pseudo-reines sont donc condamnées à pondre des œufs stériles avec émergence uniquement de mâles. Cette situation va conduire à l’effondrement de la colonie, car elle n’a plus la possibilité de compenser les pertes de population par mort naturelle des ouvrières. Le varroa va se multiplier dans ce seul couvain de mâles qu’il a à sa disposition. Une femelle fondatrice qui s’introduit dans une cellule de mâle donnera naissance à environ 2.7 jeunes femelles contre 1.1 dans la cellule d’ouvrière. Le taux de reproduction du varroa y est dont presque 3 fois plus élevé ! Les varroas vont encore accélérer le déclin de cette colonie bourdonneuse en se nourrissant du corps gras des dernières nourrices et en inoculant leur cohorte de virus à la colonie agonisante.

La diffusion des phéromones par les pseudo-reines a une autre conséquence sur la survie de la colonie. L’introduction d’un cadre de couvain ouvert (présence d’œufs/larves) dans cette colonie imprégnée de phéromones royales n’induit jamais l’élevage d’une nouvelle reine. L’apiculteur éleveur sait parfaitement qu’une colonie doit être orpheline pour pouvoir tirer une cellule royale et élever une reine. Une colonie bourdonneuse n’est pas une colonie orpheline puisqu’elle comporte une ou plusieurs pseudo-reines ! Il est donc quasi impossible de sauver une colonie bourdonneuse en introduisant du couvain ouvert. De même, si l’on tente d’introduire une reine en ponte dans cette colonie pseudo-royale, cette reine ne sera pas acceptée par les ouvrières imprégnées par les phéromones des ouvrières pondeuses. Il est vrai que l’introduction d’une cellule royale « prête à naître » peut être couronnée de succès, mais cette stratégie ne peut pas fonctionner l’automne et en fin d’hiver, car la fécondation de la reine est impossible à ces moments-là, par manque de faux-bourdons. Par conséquent, il n’est pas recommandé de s’acharner à vouloir sauver à tout prix une colonie bourdonneuse. Il vaut mieux l’éliminer et porter ses efforts sur d’autres colonies qui ont de l’avenir. Par opposition, une colonie orpheline n’a pas de reine (ni de pseudo-reine) donc pas de phéromones royales et si on introduit dans cette colonie un cadre de couvain ouvert, un élevage royal va démarre aussitôt.

Figure 7: La population d’ouvrières est nettement insuffisante pour couvrir les cadres de la ruche. Les réserves de nourriture sont absentes. Présence de couvain ouvert dans des alvéoles déformés et agrandis. Le couvain operculé est bombé, abritant des larves de mâles. Sans chercher la reine, on peut certifier que la colonie est bourdonneuse.

5. Gestion des colonies orphelines

Une colonie peut devenir orpheline :

Après un essaimage, lorsque la nouvelle reine est perdue après son vol de fécondation
Après un envol inopiné et sans retour à la souche lors du marquage de la reine
Après une tentative de remérage d’une vieille reine ou de sauvetage non réussie
Après un traitement à l’acide formique
Après une introduction non réussie
Après un accident (mauvaise manipulation par l’apiculteur)

A l’ouverture de la ruche, le vrombissement des ouvrières, leur éventuelle agressivité, l’absence de couvain ouvert et de cellule royale font suspecter une colonie orpheline. L’observation de couvain d’ouvrières fermé permet de penser que la colonie est orpheline depuis moins de 3 semaines, car il faut 21 jours pour que tout le couvain d’ouvrières émerge. Pour vérifier si cette colonie est bien orpheline, l’apiculteur peut introduire un cadre de couvain ouvert sans les abeilles, à partir d’une autre colonie. Si, au contrôle 3 jours plus tard, on note la présence d’une ou plusieurs cellules royales, la colonie est bien orpheline. Si au contraire, aucune cellule royale n’est ébauchée, la colonie comporte très probablement une reine (jeune, non encore fécondée ou non encore en ponte ; plus âgée, mais pas ou mal fécondée). Il faut vérifier à nouveau la présence de couvain 2 semaines plus tard : si le couvain n’est toujours pas présent, il faut rechercher attentivement une petite reine vierge (ou une vieille reine ayant cessé de pondre) qu’il faut éliminer avant d’introduire un cadre de couvain ouvert ou éventuellement une reine en ponte (succès aléatoire de l’acceptation et dépendant de la saison).

Une colonie peut rester orpheline sans devenir bourdonneuse :

Habituellement, au bout d’un certain temps (le temps nécessaire pour que le manque de phéromones royales permette le développement des organes reproducteurs chez une ou quelques ouvrières), la colonie devient bourdonneuse. Parfois un grain de sable vient gripper les rouages de ce processus physio-pathologique et le développement des ovaires et autres glandes à phéromones échoue (inefficacité de l’épigénétique chez des ouvrières trop différentiées ou trop vieilles, n’ayant plus la possibilité de développer des ovocytes ou gamètes). Ces «ouvrières pseudo-royales» ne pondent pas, mais sécrètent quand même un peu de phéromones royales, empêchant d’autres ouvrières de devenir des pondeuses…

Une autre situation est celle où la vieille reine a épuisé son stock d’ovocytes (d’œufs non fécondés). Normalement, les ouvrières remèrent une reine ne donnant pas satisfaction. Il se pourrait que l’arrêt de ponte survienne pendant l’hivernage et qu’un remérage soit impossible au sein de la grappe hivernale. Au printemps suivant, la reine ne pondra plus, mais diffusera toujours ses phéromones. La colonie n’est pas orpheline (la reine est présente), mais le couvain est absent.

Si une colonie orpheline est saine, mais de trop petite taille, elle peut être réunie à une autre colonie saine pour la renforcer ou être secouée au rucher afin que les ouvrières rentrent dans les colonies voisines.

6. Gestion des colonies bourdonneuses

Une colonie peut devenir bourdonneuse :

après une période plus ou moins prolongée d’orphelinat, sans couvain ouvert à disposition pour initier un élevage. Une ou plusieurs ouvrières deviennent pondeuses et jouent le rôle d’une reine.
lorsque la vieille reine a épuisé son stock de spermatozoïdes et qu’elle ne peut plus féconder ses œufs. La reine est alors bourdonneuse et pond des œufs non fécondés. Il n’y a pas d’ouvrière pondeuse présente dans la ruche.

A l’ouverture de la ruche, la population de la colonie est très faible et présence uniquement du couvain de mâles pondu par des ouvrières, non compact, clairsemé, avec souvent plusieurs œufs dans les alvéoles, parfois accolés sur les parois de ceux-ci. Il semblerait que la longueur de l’abdomen des ouvrières pondeuses ne leur permette pas de déposer l’œuf au fond de l’alvéole comme le ferait une reine correctement développée. Il est connu que la reine ne pond qu’après l’inspection minutieuse de l’alvéole et que, face à la moindre impureté (par exemple un œuf déjà présent), elle n’y pond pas et inspecte une autre cellule… Un tel comportement d’inspection semble défaillant ou absent chez les ouvrières pondeuses…

La présence d’ouvrières pondeuses (pseudo-reines) diffusant des phéromones royales ne permet pas l’introduction d’une reine en ponte. Cette reine sera éliminée par les ouvrières, comme c’est le cas lorsque l’on introduit une reine dans une colonie qui en possède déjà. Un élevage royal, à partir de couvain ouvert que l’on aura introduit dans la ruche, ne démarre pas non plus, car la présence de phéromones inhibitrices diffusées par les ouvrières pondeuses empêche la colonie de tirer une cellule royale à partir d’une très jeune larve.

Parfois le taux de phéromones diffusées par ces pseudo-reines n’est pas optimal et les ouvrières tirent, dans l’espoir vain de sauver la colonie une cellule à partir d’une larve de mâle (voir photo en début d’article). Cette larve ne se développe pas comme celle qui se trouve dans un alvéole habituel de mâle et le «roi» avorte dans la cellule ou meurt « in utero». La larve morte ne sécrètera plus aucune phéromone et son influence sur la colonie sera pour le moins incertaine si ce n’est nul. Preuve en est le fait que cette cellule royale reste parfois intacte jusqu’à l’effondrement total de la colonie. Une visite trop rapide de cette colonie peut être faussement rassurante : on observe une cellule royale et donc on pense à un remérage en cours alors que la colonie est déjà condamnée…

Une colonie bourdonneuse n’a donc que peu de chance de survie d’autant plus qu’elle est souvent porteuse de pathologies infectieuses (bactérienne, fongique, virale) qui peuvent être transmises à d’autres ruches saines par un éventuel pillage. Tout essai de la sauver sera voué à l’échec et l’apiculteur a bien meilleur temps de s’occuper avec soin de ses autres colonies saines. Une colonie bourdonneuse doit donc être éliminée ou brossée à distance des colonies voisines.


Figure 8: Couvain d’une colonie bourdonneuse : alvéoles déformés avec opercules bombés de mâles, couvain inhomogène, en mosaïque, œufs multiples dans les alvéoles, larves de différents âges.

7. De nombreuses questions restent ouvertes

Combien de temps se passe avant qu’une colonie orpheline ne devienne bourdonneuse ? Est-ce que cela dépend de l’importance de la population. Est-ce en relation avec la présence ou de l’absence de couvain ?
Pourquoi certaines colonies orphelines ne deviennent jamais bourdonneuses ?
Combien d’ouvrières deviennent pondeuses, c’est-à-dire développent leurs ovaires et commencent à pondre ? Une, deux, trois, ou beaucoup plus ? De quoi dépend ce nombre ?
Est-ce que les abeilles pondeuses se distinguent morphologiquement des autres ouvrières ?
Pourquoi une colonie bourdonneuse élève parfois un roi dans une « cellule royale » ?

Attention ! Ne pas confondre le couvain d’une jeune reine qui vient de commencer sa ponte dans une ruchette de fécondation avec du couvain bourdonneux : il arrive que, ayant des ovaires hyperfonctionnels ou par manque de place, elle ponde plusieurs œufs dans une cellule. Ceci est plutôt signe d’une reine de grande valeur !


Figure 9: Couvain d’une jeune reine fraîchement fécondée dans une ruchette de fécondation : plusieurs œufs au fond des alvéoles d’un rayon récemment bâti et non déformé (cire blanche). Pas encore de larve visible, pas de couvain avec opercule bombé.

On peut revenir à la question initiale : « Il arrive, par exemple lors de la première visite du printemps, de tomber sur une colonie moribonde, sans réserve de nourriture, avec des cadres présentant du couvain clairsemé, de type mâle… Que s’est-il passé ? »

Une des hypothèses serait que la reine n’ait pas supporté le 2e traitement d’été (acide formique) et qu’un remérage trop tardif (absence de mâles reproducteurs) n’ait pas permis la fécondation de la nouvelle reine, qui reste vierge et n’est pas en mesure de pondre.

Une autre hypothèse est celle d’une reine âgée ayant épuisé son stock de spermatozoïdes en fin de saison ; au printemps suivant elle pondra des œufs non fécondés. Lors de la visite d’automne et la mise en hivernage, le contrôle de la présence d’une reine de l’année et d’un couvain compact et homogène est le gage du succès du développement d’une colonie pleine de promesses pour la saison à venir.

8. Conclusion

Lors de la visite d’une ruche, l’apiculteur doit toujours répondre à la question : « Y a-t-il une reine dans cette colonie ? ».

La présence de couvain ouvert avec des œufs uniques dans les alvéoles permet de certifier qu’une reine était présente et a pondu il y a moins de 3 jours.
L’absence de couvain ouvert signifie qu’il n’y a plus de ponte depuis au moins 9 jours ; il faut recherche la reine pour être certain de ne pas l’avoir écrasée lors de la précédente visite. Si on ne trouve pas la reine, il faut rechercher la présence d’une ou plusieurs cellules royales que la colonie aurait tirées par remérage ou sauvetage (voir essaimage).
L’absence de couvain fermé permet de conclure qu’il n’y a plus de ponte depuis au moins 3 semaines. Il faut alors déterminer si la colonie est orpheline ou si elle est carrément bourdonneuse.

Si la colonie n’est pas orpheline (ce que l’on peut tester par l’introduction d’un cadre de couvain ouvert sans qu’une cellule royale ne soit tirée dans les 3 jours), il faut attendre la reprise de la ponte (par exemple après les traitements à l’acide formique ). Si la ponte ne reprend pas, il faut trouver la reine puis la changer.

Si la colonie est orpheline et populeuse, on peut tenter de la sauver en introduisant une nouvelle reine ou un cadre de couvain frais(3). Si cette colonie orpheline est très petite, mais saine, on peut la réunir à une autre colonie saine.

Si la colonie est bourdonneuse, il faut avoir le courage ou plutôt le bon sens de la supprimer.

(3) Jusqu’à fin juin début juillet, on peut tenter de sauver une colonie orpheline en introduisant un cadre avec présence d’œufs et de couvain ouvert. Dès le début juillet, cette colonie sera sauvée en introduisant une reine en ponte, car, pour un élevage naturel le temps presse avant la mise en hivernage : émergence de la reine (~ 2 semaines), mise en route de la ponte (+ 2 semaines), émergence des ouvrières (+ 3 semaines), sortie des butineuses (+ 3 semaines, soit mi-septembre).

Voir aussi :

9. Quelques ancectodes

Anecdote 1 :

Au mois de mai, une conseillère apicole est appelée par un jeune apiculteur pour l’aider à récupérer un gros essaim posé sur une branche depuis plusieurs jours. L’essaim qui avait déjà commencé à bâtir des ébauches de rayons est facilement enruché sur 6 cires gaufrées.

3-4 jours plus tard, les cires sont totalement bâties avec des irrégularités et très largement pondues : pratiquement tous les alvéoles renferment un œuf ! La présence de la reine n’a pas été recherchée vu l’abondante ponte. Quelques jours plus tard, sans avoir trouvé la reine malgré une recherche attentive, l’apicultrice prélève à partir de la ruchette 6c contenant l’essaim, des ouvrières pour peupler les 20 ruchettes Apidea qu’elle a prévu de monter en station de fécondation. Lors de l’introduction des cellules royales (J + 11) élevées à parti du couvain d’une reine de sélection, on remarque que les amorces scellées sur les cadrons sont en voie de construction, mais de façon un peu irrégulière, avec des alvéoles de mâles. Au contrôle avant le transfert vers la station (J+13), les cellules royales sont vides et intactes (elles ne sont pas grignotées) : les reines ont donc correctement émergé et les ruchettes Apidea peuvent alors monter en station.

Après les 15 jours passés en station, les ruchettes retournent au rucher de plaine. Présence de couvain ouvert, qui paraît normal, et fermé, de type mâle. La nouvelle reine F0 est repérée et marquée. Au contrôle 45 jours après le greffage, tout est rentré dans l’ordre, la ponte est homogène, l’ancien couvain de mâle a totalement émergé et le couvain fermé est uniquement de type ouvrière.

Que s’est-il passé ?

Pour une raison peu claire, l’essaim initial a perdu sa reine avant de se poser sur la branche. Pour rappel, un essaim primaire part avec une (vieille) reine. Un essaim secondaire (et suivant) peut partir avec une ou plusieurs reines. Grâce au marquage des phéromones de trace, la grappe est restée compacte, sur la branche et les cirières ont commencé à bâtir des rayons (irréguliers). On peut penser que la reine était âgée et qu’elle ne diffusait plus beaucoup de phéromones royales. Sa disparition a levé la faible inhibition résiduelle et dès que l’essaim s’est senti orphelin, des ouvrières ont pris le relai, diffusé des phéromones de remplacement pour stimuler les bâtisseuses, sont devenues des ouvrières pondeuses et ont commencé à pondre des œufs non fécondés. Cette modulation épigénétique explique probablement la rapidité de la construction et de la ponte des 6 cires de la ruchette pour recueillir l’essaim. Le peuplement des ruchettes Apidea a introduit des ouvrières pseudo- royales entre les amorces scellées sur les cadrons. On sait qu’une colonie ne bâtit des rayons que s’il y a présence de phéromones royales. Une colonie orpheline ne bâtit habituellement pas. Lors de l’introduction des cellules royales, les mini colonies des Apidea ont été imprégnées de phéromones des reines sur le point d’émerger de leur cellule protectrice. Les reines sont sorties sans problème et ont été acceptées, car la population d’une Apidea est souvent réduite à <1'000 individu. Après leur vol de fécondation, les nouvelles reines ont décuplé la diffusion de leurs phéromones et progressivement les pseudo-reines sont retournées à l’état d’ouvrières par la fameuse modulation épigénétique.

Conclusion :

Une colonie bourdonneuse compte un nombre indéterminé de pseudo-reines. Dans le cas ci-dessus, on peut estimer que les pseudo-reines étaient nombreuses puisqu’on en a retrouvé au moins une dans chacune des 20 ruchettes Apidea ! Scotché, non ?

Anecdote 2 :

Dans le cadre d’un élevage d’une reine F1 dans une ruchette Apidea au rucher, la jeune reine en ponte est transférée vers une ruchette 6c. La ruchette de fécondation devient bourdonneuse très peu de temps après l’orphelinage. Les ouvrières commencent un élevage royal à partir d’une larve de faux-bourdon. Au moment prévu de l’émergence, elles démolissent la grosse cellule et en bâtissent une autre.

Que s’est-il passé :

On peut présumer que l’élevage d’une reine F2 n’a pas abouti pour une raison peu claire (avortement de la larve dans la cellule royale entraînant une baisse des phéromones larvaires). Quelques ouvrières prennent le relai royal et pondent des œufs de mâles. Les abeilles étirent une « cellule royale » contenant une larve de mâle dont la diffusion des phéromones mâles perturbe les ouvrières peu avant l’émergence et le circuit recommence…

Conclusion :

Les phéromones sont diffusées par les 3 castes, mais diffèrent soit par leur composition moléculaire, soit par leur concentration, ou les deux .

Anecdote 3 :

Un essaim est récupéré une semaine après son envol de la ruche souche. Les abeilles avaient commencé à bâtir de petits rayons sur la branche de l’arbre ; pas de ponte visible. L’essaim est enruché et commence à bâtir rapidement 6 cires gaufrées. La reine est introuvable ! La construction des rayons est irrégulière avec des cellules de mâles et de la ponte de mâles…

L’apiculteur lance un élevage royal et peuple une ruchette Apidea avec les ouvrières de la colonie bourdonneuse. Construction des amorces en cellules de mâles et début de ponte bourdonneuse… pourtant, la petite colonie accepte la cellule royale introduite 3 jours plus tard, juste avant la date de l’émergence ; une reine émerge, va se faire féconder et après un certain temps, le couvain de mâles est remplacé par une ponte d’œufs fécondés tout à fait habituelle.

Que s’est-il passé :

Bien que bourdonneux, le petit paquet d’environ 500 abeilles, introduit dans la ruchette Apidea, accepte la cellule royale et la reine qui va émerger probablement à cause de la diffusion de phéromones royales en forte concentration par rapport aux phéromones émises par le petit nombre d’ouvrières pondeuses (pseudo-reines) et non pondeuses. Une fois la ponte de la jeune reine amorcée, le couvain de mâles est remplacé au fil des émergences.

Conclusion :

S’il est difficile, voire presque impossible, d’introduire une reine dans une colonie bourdonneuse, il semble qu’une très petite quantité d’abeilles soit plus douce ou plus tolérante, probablement du fait de la faible imprégnation par les phéromones ambiantes. Un exemple bien connu : l’ouverture d’une ruchette Apidea se fait habituellement sans fumée ni aucune protection, car cette petite population n’est pas du tout agressive.

Anecdote 4 :

Après avoir passé tout l’hiver sans aucun couvain, une colonie orpheline accepte l’introduction d’une jeune reine en ponte au printemps.

Que s’est-il passé :

La colonie orpheline a formé une grappe hivernale pour économiser le « carburant » utilisé pour maintenir une température minimale à sa survie. La saison hivernale n’étant pas propice à l’élevage, il n’y a pas eu de stimulation pour pousser des ouvrières à devenir des pondeuses. La colonie est restée orpheline jusqu’à l’introduction bien à propos d’une reine en ponte.

Conclusion :

Il est possible qu’une colonie reste orpheline pendant plusieurs semaines ou mois si les conditions climatiques sont peu favorables à une ambiance d’élevage.

Anecdote 5 :

Une colonie bourdonneuse est brossée à distance de la ruche souche. A leur retour vers l’emplacement initial, les abeilles colonisent une ruche orpheline du rucher qui devient rapidement bourdonneuse à son tour.

Que s‘est-il passé ?

Les abeilles brossées ont été acceptées facilement par une colonie orpheline, probablement parce que les ouvrières pondeuses ont pu entrer sans être repoussées par les gardiennes. La colonie bourdonneuse brossée a pu recréer une « cohésion sociale » aux dépens de la colonie orpheline.

Conclusion :

En l’absence de phéromones royales diffusées par une reine fonctionnelle, les équilibres sont instables entre les castes. Il faut penser en termes de « fragrances phéromonales » chères aux parfumeurs plutôt que phéromone pure et simple. Ainsi chaque colonie a un « parfum » particulier…

Anedote 6 :

Une petite colonie bourdonneuse est brossée sur un drap blanc à distance de la ruche souche qui reste en place. Toutes les abeilles brossées retournent à la souche ; il n’en reste plus une seule sur le drap.

Conclusion :

Les ouvrières pondeuses ou pseudo-reines sont capables de voler.

Sources :

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/pheromones-royales

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/pheromones,-veritable-communication-semiochimique

https://www.abeilles.ch/fileadmin/user_upload_relaunch/Documente-FR/Sante_des_abeilles/Aide_memoires/4.7.4_gestion_colonies_orphelines.pdf

https://abeille-et-nature.com/index.php?cat=apiculture&page=ruche_bourdonneuse

https://www.apistory.fr/PAGES/bourdonneuse.html

https://www.cari.be/medias/abcie_articles/138_elevage-1.pdf

https://www.lesreinesdebaptiste.com/post/comment-sauver-une-ruche-bourdonneuse

https://www.lesreinesdebaptiste.com/post/les-differents-roles-de-la-reine-dans-la-ruche

https://unrucheraujardin.blogspot.com/2019/04/remplacement-reine-remerage.html

https://www.apistory.fr/PAGES/cellulesroyalescolonieorpheline.html

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/les-cellules-royales

https://www.apiservices.biz/documents/articles-fr/cellules_royales_dans_ruche.pdf

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/bourdonneuses-qui-refont-une-reine

https://www.2imanagement.ch/fr/divers/liens/wwwapisavoirch/faux-bourdons,-lindispensable-luxe

Sens et non-sens de la thermo-isolation des ruches

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

Faut-il thermo-isoler les colonies d’abeilles pour qu’elles passent l’hiver ?

Lorsqu’il fait frais, tout apiculteur a constaté, en posant sa main sur le couvre-cadres de sa ruche, que celui-ci était tiède, voire carrément chaud. La colonie, véritable superorganisme comparable à un mammifère (les ouvrières constituant l’ensemble des organes de base, digestion, ventilation, stockage des réserves…, les rayons servant de squelette, la reine et les faux-bourdons étant les organes reproducteurs, le nid à couvain constituant l’utérus), produit de la chaleur. Par analogie l’homme réchauffe son logement en brûlant un combustible. Mais il y a une différence fondamentale entre l’abeille et l’homme : celui-ci chauffe son environnement alors que l’abeille chauffe uniquement son «corps» de superorganisme par une thermorégulation à la précision étonnante.

Production de chaleur

Chez l’homme, lorsque la température corporelle baisse (hypothermie), le tonus musculaire augmente progressivement, suivi par des contractions involontaires et rapides de muscles agonistes et antagonistes, donc sans effet de mouvement ou de déplacement articulaire (isométrie). Au cours de ce réflexe de frissons, l’énergie musculaire est principalement libérée sous forme de chaleur et non pas de travail «mécanique».

Contraction isométrique de la musculatur

Chez l’abeille, le même phénomène se produit au niveau de son thorax qui contient les muscles alaires antagonistes, dorso-ventraux et longitudinaux. Si ces muscles se contractent en même temps, il n’en résulte aucun déplacement des ailes (isométrie), mais uniquement la production de chaleur qui peut atteindre, en quelques minutes, une température dépassant 40°C localement. On se rappellera que l’abeille est capable de quitter la ruche par des températures fraîches (10-12°C), mais elle ne peut le faire que si son thorax est à une température d’environ 30°C. Cette température permet aux enzymes de contrôler le processus chimique nécessaire à la contraction rythmée (200 battements/seconde) des muscles alaires.

L’abeille a donc besoin de s’échauffer avant de s’envoler, comme le sportif qui s’échauffe avant une compétition. Et c’est aussi la raison pour laquelle on peut, par temps froid, «réanimer» des abeilles engourdies, dans le creux de la main, en leur soufflant doucement dessus. Mais, particularité de l’abeille, elle produit de la chaleur non seulement pour elle-même, mais elle le fait également pour les besoins de la colonie, et tout particulièrement pour le couvain et la reine.

Combustible

Comme pour l’homme, la production de chaleur par la colonie d’abeilles nécessite un combustible. Le 1/5 du miel récolté par les butineuses sert de source de nourriture qui permet à l’abeille de maintenir ses propres fonctions vitales et celles de toute la colonie. Les 4/5 du miel récolté correspondent à du carburant stocké et destiné à la production de chaleur pour l’abeille elle-même, mais surtout pour l’élevage du couvain et pour la survie de la fameuse grappe hivernale. Le miel est donc plus un combustible qu’un aliment.

La grappe hivernale

A l’inverse des abeilles sauvages et des vespidés, qui affrontent l’hiver de façon solitaire en misant sur des reproductrices suralimentées pendant l’automne, l’abeille mellifère compte sur la remarquable organisation de la colonie qui a développé une double stratégie : le stockage du combustible et la formation de la grappe hivernale.

Ce comportement de protection contre le froid n’intervient que lorsque le couvain est pratiquement absent. La grappe ne se forme pas lorsque la colonie élève ses larves/nymphes et qu’un coup de froid survient au printemps, par exemple.

Le couvain n’est jamais abandonné par les éleveuses. Si du couvain «refroidi» est découvert, cela signifie que les abeilles ont fait tout leur possible quant à la production de chaleur pour maintenir le nid à > 34°C, mais ont manqué d’un nombre suffisant d’abeilles chauffeuses et/ou de réserves de nourriture pour générer la chaleur nécessaire à la survie de ce couvain.

On se rappellera qu’en présence de couvain et tout particulièrement de couvain fermé, plus sensible que le couvain ouvert, la colonie augmente considérablement son métabolisme pour maintenir une homéothermie idéale (32°C-37°C), au prix d’une très importante consommation de combustible, jusqu’à 1 kg de miel par semaine ! Par manque de nourriture, la colonie avec couvain pourrait rapidement mourir de froid.

La tête dans les alvéoles, autour du couvain, les ouvrières sont mortes de faim, donc de froid.

La grappe hivernale se présente sous la forme d’une sphère plus ou moins arrondie, éventuellement un peu aplatie selon sa position dans la ruche, contre une paroi ou le couvre-cadres. Cette « sphère » est segmentée par les rayons dans lesquels les abeilles ne pénètrent habituellement pas et qui servent de réserve d’air ou d’isolant, voire de dépôt de nourriture au plus proche des abeilles «chauffeuses».

Photo infrarouge d’une grappe hivernale segmentée par les rayons des cadres.

Dès que la température extérieure descend en dessous de 15°C, la grappe commence à se former et sera complète, enrôlant toutes les abeilles de la colonie, à -7°C. Plus la température baisse, plus la grappe se contracte, obéissant au principe du transfert de chaleur par convection qui augmente avec l’augmentation de la surface. Par température très basse, la grappe finit par disparaître profondément entre les ruelles des cadres et devient invisible.

Même si les abeilles de la grappe semblent immobiles, celle-ci change de forme et se meut en fonction de l’emplacement de la nourriture et de la température des parois de la ruche plus ou moins ensoleillées. La grappe hivernale se trouve souvent en contact avec la paroi du corps de ruche orientée vers le sud et contre le couvre-cadres, car la chaleur a toujours tendance à monter. La position de la grappe hivernale et la disposition des abeilles qui la composent sont la perfection d’un modèle d’économie énergétique.

Têtes tournées vers le centre, on aperçoit les abeilles du dessus de la grappe.

Les abeilles de la couche extérieure forment un manteau isolant, évitant à celles des couches plus profondes une déperdition de chaleur excessive par convection. La tête tournée vers l’intérieur de la masse, cette couche d’abeilles bien compacte isole grâce aux nombreux poils thoraciques qui s’entremêlent à la manière des fils de laine d’un pull-over. Ce «manteau» protège une couche plus profonde d’abeilles dont les ailes immobiles sont étalées en éventail et qui assurent une certaine respiration du noyau central plus chaud et qui «frissonne» isométriquement comme décrit ci-devant pour produire de la chaleur endothermique. Toutes les abeilles du cœur du réacteur ne sont pas actives simultanément. Seuls ~15% d’entre elles sont les ouvrières endothermiques avec un métabolisme très élevé et une consommation de combustible maximale. Les autres abeilles du centre de la grappe participent à la masse critique d’individus nécessaire pour optimiser le rapport volume/surface de la grappe. Les contractions musculaires des abeilles «chauffeuses» consomment autant d’oxygène qu’une butineuse en vol ! Après 30 minutes de «chauffage» , le relais est passé à une autre ouvrière qui augmente drastiquement son métabolisme, à l’image de ce qui se passe lors des relais pris par les cyclistes lors de l’échappée d’un gruppetto. La thermorégulation de la grappe est intéressante : plus la température extérieure s’abaisse, plus la température du noyau endothermique s’élève et celle du manteau périphérique diminue, mais pas en dessous de ~6°C, limite au-dessous de laquelle une abeille meurt.

Evolution des températures dans une ruche au cours d’une nuit d’hiver (entre 16 h et 4 h du matin, le lendemain). La température à l’entrée de la ruche a baissé constamment. La température des abeilles périphériques amorce une descente qui se stabilise aux environs de 6-7°C grâce à la production de chaleur du cœur de la grappe (Graphique Farhenholz).

La régulation thermique de la colonie, en hiver, n’a donc rien d’automatique ni d’uniforme.

La température est modulée pour atteindre une consommation minimale de combustible par un métabolisme global dont le taux d’oxygène est le « thermostat ». Si la grappe hivernale est dérangée par des vibrations (branche qui frappe la ruche, banc instable, manipulation par l’apiculteur, etc.), elle devient moins compacte, les abeilles «aérantes», aux ailes en éventail, de la couche intermédiaire s’activent et l’oxygène circule plus rapidement vers la profondeur, occasionnant un métabolisme plus important dans le corps de chauffe du réacteur thermique, et donc une consommation de combustible plus importante.

La température du cœur de la grappe atteint facilement 30°C.

En résumé, la grappe est composée d’une couche extérieure d’abeilles compactes servant d’isolation (manteau) avec un métabolisme bas, d’une couche intermédiaire d’abeilles aux ailes déployées permettant la diffusion de la chaleur, l’aération, l’évacuation du CO₂ et l’apport d’oxygène à la couche plus profonde d’abeilles chauffantes du «réacteur endothermique» avec un métabolisme haut.

Source : Jarimi, H., Tapia-Brito, E. et Riffat, S., 2020.

Les abeilles de la grappe passent de couche en couche pour protéger les abeilles de la couche externe plus exposées au risque de léthargie et de mort en dessous d’une température de ~6°C. «Ce système performant minimise la production de chaleur en l’ajustant en continu aux nécessités du moment, et cela avec deux avantages : éviter le gaspillage des précieuses réserves de miel d’une part, et d’autre part, ménager autant que faire se peut la durée de vie des abeilles, dont la longévité diminue lorsque le métabolisme fonctionne à un niveau élevé » (J. Kievitz 2019).

La capacité de la grappe hivernale à produire de la chaleur dépend fortement du nombre d’abeilles qui la constituent. Par ailleurs, plus la grappe est petite, plus les déperditions de chaleur sont grandes selon le fameux rapport mathématique surface/volume décrit ci-après dans les annexes (Southwick, 1983). Par conséquent, les petites grappes, avec un petit nombre d’abeilles et proportionnellement une grande surface de déperdition, ont peu de chance de survivre à l’hiver. Le métabolisme global d’une grappe augmente avec le nombre d’abeilles qui la compose, mais pas de façon linéaire, le chiffre de 17'000 abeilles serait le point d’inflexion de cette courbe (voir la définition du point d’inflexion dans les annexes). A basse température, ce phénomène est moins important. Résultat des courses, une petite grappe de moins de ~1.7 kg (< 17'000 abeilles) dépensera plus d’énergie pour se maintenir en vie à 2°C qu’à 15°C, c’est assez facile à comprendre.

Cependant, ce rapport s’inverse pour une masse d’abeilles plus élevée et donc une grappe de plus d’1.7 kg consommera moins d’énergie à 2°C qu’à 15°C ! À des températures ambiantes modérées (10-14°C), la grappe se dissocie progressivement, ce qui entraîne une augmentation massive de la surface totale pour la déperdition de chaleur et une forte augmentation concomitante du métabolisme (E. Southwick 1983).

"Dans le cas des abeilles au repos (à l´état exothermique), la consommation d'oxygène - et avec elle la production d’énergie - (à un faible niveau) augmente presque exponentiellement avec l'augmentation de la température ambiante. En raison de leur faible masse (ou/et de la relation très défavorable qui résulte du rapport entre leur masse (ou volume) et leur surface, les abeilles thermiquement actives (endothermiques) doivent dépenser beaucoup plus d'énergie si elles veulent réguler leur température thoracique à un niveau élevé. Si l´on prend comme référence l´énergie produite au repos, les abeilles endothermiques (très actives), afin de maintenir leur température thoracique 38-39°C par une température ambiante de 40°C, doivent la multiplier par 10 et par 340 à 15°C de température ambiante. (...) Par rapport à un cheval, une abeille mellifère doit convertir plus de 660 fois plus d'énergie par unité de masse corporelle pour maintenir son thorax à 38°C à une température ambiante de 20 °C." (M. Stabentheiner)

La consommation d’énergie des colonies pendant l’hiver peut être mesurée en watts/kg d’abeilles. Bien qu’elle varie considérablement d’une colonie à l’autre, elle suit un modèle général : le métabolisme d’une grappe hivernale est le plus bas à environ 5°C et augmente à mesure que la température se réchauffe suffisamment pour que les abeilles deviennent actives, puis diminue à nouveau à mesure que la température ambiante approche de la température de 20°C. (Randy Oliver, 2016)

Taux métabolique des abeilles en grappe en fonction de la température ambiante (Randy Oliver, 2016)

Idéalement, il faudrait donc que la ruche ne soit pas trop bien isolée, que la température à l’intérieur de la ruche ne dépasse pas les 15°C pour éviter que la grappe d’au moins 17'000 abeilles ne se dissocie et n’explose sa consommation de nourriture ! L’apiculteur est carrément scotché, non ?

Conclusion

Plusieurs facteurs modulent la thermorégulation de la grappe hivernale hors couvain.

La température extérieure à la ruche est certainement un facteur important, car celui-ci va conditionner le comportement de mise en grappe de la colonie à l’intérieur de la ruche. Dès que la température à l’intérieur de la ruche avoisine les 15°, les abeilles se recentrent pour maintenir la reine au chaud et les cadres de rive sont progressivement abandonnés, car le comportement de la colonie vise au seul maintien de la température du superorganisme et non de l’habitacle tout entier.

Le courant d’air est un facteur physique très défavorable pour le maintien local de la température. D'une part, le courant d’air balaye la mince couche d'air chaud formée par rayonnement juste autour du manteau de la grappe, d'autre part, privée de cet isolant, l'humidité de la grappe peut s'évaporer, pour accentuer encore le refroidissement. On se rappelle que les météorologues nous parlent de «température ressentie» (chill factor) si le vent s’ajoute aux prévisions des températures.

Le nombre d’abeilles de la grappe est très important, car plus ce nombre est élevé plus la production de chaleur sera efficace. La colonie devrait compter plus de 17'000 abeilles pour un hivernage sécurisé.

Le rapport entre le volume et la surface de la grappe n’est pas linéaire. Une grosse grappe a relativement moins de surface qu’une petite grappe. Cette grosse grappe perdra donc proportionnellement moins de chaleur par sa surface que la petite.

L’accès au combustible doit être garanti pour que le métabolisme du superorganisme puisse transformer le glucose et le fructose du miel stocké en énergie (chaleur), gaz carbonique et eau. En cas de manque de combustible, la colonie affamée ne peut plus produire de chaleur et les abeilles finissent par mourir de froid, la tête au fond des alvéoles vides.

Pour réussir l’hivernage de ses colonies, l’apiculteur veillera donc aux 3 points suivants :

La ruche doit assurer une isolation satisfaisante, supprimant les courants d’air et les pertes de chaleur, mais surtout évitant la formation d’eau de condensation, source de prolifération d’agents pathogènes (moisissures, bactéries…). Les parois et le plancher de la ruche doivent être bien joints. Le couvre-cadre doit être bien adapté au corps de la ruche, sans y laisser de fente. Le trou du nourrisseur doit être étanche. Le chapiteau doit permettre de maintenir la ruche parfaitement au sec et le banc doit être stable pour éviter toute vibration. Une isolation au-dessus du couvre-cadre est un plus pour éviter toute condensation sur la tête des cadres par des ponts de froid. Le tiroir anti-varroa n’est pas indispensable pendant l’hiver pour autant qu’il n’y ait pas de courants d’air occasionnés, en dessous de la ruche, par du vent. Ce tiroir sera à nouveau posé dès que la reine se mettra en ponte, que la colonie élèvera le couvain et que le phénomène de la grappe hivernale aura disparu.

L’isolation d’une colonie de production bien peuplée, par des partitions isolantes haute performance, n’aurait pas montré de bénéfice en termes de reprise de la ponte ni au niveau du développement des colonies au printemps selon une récente étude allemande décrite dans Schweizerische Bienen-Zeitung 10/21.

Il semble qu’une bonne ventilation, permettant d’éviter la formation d’eau de condensation, soit plus importante qu’une isolation trop poussée qui compromettrait l’évacuation de l’humidité produite par la colonie, au cours du catabolisme des hydrates de carbone contenus dans les stocks de miel. L’isolation par des partitions haute performance a un autre inconvénient : les espaces peu accessibles font le bonheur des teignes, souris et autres intrus de la ruche. Le dogme de l’isolation des colonies durant l’hiver est ainsi remis en cause. L’isolation des colonies avec couvain reste très probablement utile, au printemps, car les retours de froid ne sont pas accompagnés par des restaurations de grappes, le précieux couvain étant dès lors la priorité absolue des nourrices. Un emplacement bien ensoleillé peut avoir le même effet : il favorise le développement de la colonie au printemps.
La colonie hivernée sera forte, occupant 6 cadres et plus. Les trop petites colonies seront réunies avec d’autres colonies plus fortes pour arriver à la masse critique d’au moins 17'000 abeilles. On se rappelle que la face d’un cadre de corps DB complètement recouvert d’abeilles compte environ 1'400 individu ; on peut arrondir à 2’500 sur ses 2 faces soit 6-7 cadres pour que la colonie passe l’hiver sans inquiétude. Il est probablement intéressant de resserrer la colonie pour que les cadres de nourriture soient le plus près possible de la grappe. Il arrive en effet que celle-ci se retrouve affamée puis morte de froid dans un coin de la ruche, à distance de cadres complets de nourriture présents sur l’autre rive du corps de ruche. Comme l’habitacle n’est pas chauffé par la grappe, l’espace entre celle-ci et les cadres de nourriture de rive est un facteur que peut gérer l’apiculteur. Si cet espace non chauffé est trop grand, les ouvrières engourdies des couches superficielles de la grappe ne pourraient atteindre les réserves de nourriture, et si d’aventure elles y parvenaient, elles se refroidiraient, le temps d’ingurgiter le miel operculé et seraient incapables de rejoindre la grappe. Elles pourraient tomber et mourir au fond de la ruche et n’avoir plus aucune utilité pour la survie de la grappe.

Concernant le traitement d’hiver, l’apiculteur adoptera la technique qu’il maîtrise le mieux, mais à la lecture de la complexité de la thermorégulation hivernale de la colonie, il paraît profitable de ne pas ouvrir la ruche (propolisée) ni déplacer les cadres entre lesquels se trouve la grappe.
La nourriture doit être vue comme du combustible plutôt que comme de l’aliment. Une colonie en plaine doit pouvoir compter sur 16 kg de miel, soit 4 cadres de corps complets. En altitude, l’hiver peut être plus long et par sécurité la colonie devrait avoir 20 kg de réserves. Aussi importante que soit la quantité de nourriture, la qualité des réserves est primordiale. Si l’industrie propose un large éventail tant dans la nature des sucres que des compléments apportés, le miel reste de loin un aliment supérieur au sirop. Il est sans doute judicieux de terminer la saison apicole en visant une miellée tardive, sans la hausse, pour « hiverner sur du miel ». Une récolte précoce, autour de la mi-juillet, a deux avantages : d’une part le premier traitement d’été décimera les varroas dont la cinétique est exponentielle, d’autre part la dépose des hausses permet le stockage des apports de nectar directement dans le corps de ruche, au plus près de la future grappe.

Voir aussi :

Bibliographie

Pia Aumeier, Otto Boecking, Gerhard Liebig; 2021; Kälte, Nässe, nichts als Sorgen in Schweizerische Bienen-Zeitung 2021

Hasila Jarimi, Emmanuel Tapia-Brito; 2020; A Review on Thermoregulation Techniques in Honey Bees’ (Apis Mellifera) Beehive Microclimate and Its Similarities to the Heating and Cooling Management in Buildings

S V Oskin et al 2019; The models of physical processes of bees winter aggregation

S V Oskin et al 2020; The thermal model of winter aggregation of bees

ABD-ELMAWGOOD, B. H., M. A. AL-RAJHI and A. O. EL-ASHHAB; 2015; EFFECT OF THE INTERNAL SIZE AND THERMAL INSULATION OF THE HIVE ON BEE COLONIES STRENGTH AND PRODUCTIVITY

Jean-Louis PERDRIX; 2020; La thermorégulation de la colonie

Stabentheiner; 2019 (Honeybee colony thermoregulation). The American Bee Journal (11/2018 ; 03 2019 ; 09/2019)

Janine Kievits; 2019; La Santé de l’Abeille n° 293

La vitellogénine et les clés de la colonie

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. L’importance du pollen

Le démarrage réel de la saison apicole ne dépend pas seulement de l’allongement des jours, qui peut relancer la ponte de manière limitée, mais surtout des nouveaux apports de pollen. Le pollen constitue l’aliment de base de la colonie, car il apporte des acides aminés, des protéines, des lipides, des minéraux et des vitamines.

Transformé en pain d’abeilles avec l’aide de microbiotes commensaux, il fournit aux abeilles des éléments qu’elles ne peuvent pas produire elles-mêmes. Cette alimentation rend possible la production de vitellogénine dans les corps gras, étape essentielle à la fabrication de la gelée royale par les glandes hypopharyngiennes.

Chez les jeunes abeilles, la production de vitellogénine augmente rapidement après la naissance et atteint un maximum au stade nourrice. Cette dynamique correspond à la période durant laquelle la colonie doit produire beaucoup de gelée royale, nécessaire aux larves mais aussi aux adultes, en particulier aux butineuses.

2. Le rôle central de la vitellogénine

La vitellogénine circule dans l’hémolymphe et peut être stockée dans les corps gras et les ovaires lorsqu’elle n’est pas utilisée. Chez l’abeille, cette glycoprotéine ne joue pas uniquement un rôle reproducteur : elle influence aussi la physiologie, le comportement, la longévité et le système immunitaire.

Elle est présente dans plusieurs compartiments clés de l’abeille, notamment l’hémolymphe, les corps gras, les glandes hypopharyngiennes et le cerveau. Elle intervient dans le transport, le stockage, la résistance au stress oxydatif, la synthèse, la métabolisation, la sécrétion et l’alimentation sociale.

La vitellogénine agit en interaction avec l’hormone juvénile. Un taux élevé freine le passage vers les tâches extérieures, tandis qu’une diminution de la vitellogénine et une augmentation de l’hormone juvénile favorisent la transition vers le butinage. Son niveau influence également l’orientation du butinage : des teneurs élevées favorisent un butinage plus tardif et davantage tourné vers la collecte de pollen, alors que des teneurs plus faibles s’accompagnent d’un butinage plus précoce et davantage orienté vers le nectar.

En réduisant le stress oxydatif, la vitellogénine contribue aussi à prolonger la durée de vie des ouvrières et de la reine. Cela aide à expliquer la longévité des abeilles d’hiver, qui stockent d’importantes réserves dans leurs corps gras.

3. Relance du couvain et développement de la colonie

Au printemps, la reprise de la ponte et la présence de larves à nourrir, qui émettent la phéromone du couvain, mobilisent la vitellogénine stockée dans les corps gras. Cette mobilisation permet aux abeilles d’alimenter le couvain et incite les abeilles disponibles à récolter du pollen. Il en résulte une relance de la ponte et une mobilisation générale de la colonie.

Les premières abeilles nées disposent ensuite du temps nécessaire pour assimiler le pollen, développer leurs glandes hypopharyngiennes et assurer la maturation de leurs muscles alaires. Lorsqu’elles deviennent capables de produire de la gelée royale, elles remplacent progressivement les abeilles d’hiver et prennent en charge le nourrissement du couvain, ce qui accélère encore le développement de la colonie.

Les nouvelles générations repoussent les vieilles nourrices vers la périphérie, tandis qu’une masse d’abeilles d’âge intermédiaire reste disponible pour assumer différentes tâches selon les besoins. Beaucoup d’entre elles reçoivent le nectar des butineuses. Lorsque le nectar ne trouve plus de place au-dessus du nid à couvain, il est conservé dans le jabot, ce qui déclenche le développement des glandes cirières et la production de cire. C’est à ce moment que la tête des cadres blanchit, signe d’un manque de place.

Dans ce contexte d’abondance, le couvain de mâles peut à son tour se développer. Les mâles demandent eux aussi beaucoup de gelée, aussi bien au stade larvaire que pour la maturation de leurs capacités de vol et de reproduction.

4. Organisation sociale et régulation des tâches

L’article souligne que les abeilles ne deviennent pas automatiquement butineuses à un âge déterminé. Elles n’accèdent à ces tâches extérieures que lorsque la colonie en a besoin. Une butineuse produit dans son jabot une phéromone, l’oléate d’éthyle, qui inhibe la transition des abeilles d’âge intermédiaire vers le butinage.

Cette phéromone est transmise par trophallaxie lors des apports de nectar. Quand les butineuses sont nombreuses, le signal d’inhibition est fort et le nombre d’abeilles d’âge intermédiaire augmente. Avec d’autres stimuli, comme la surface de couvain ou le niveau de vitellogénine, ce mécanisme régule la répartition des tâches et maintient une réserve de forces mobilisables en cas de perte brutale de butineuses.

Si le développement de la colonie se poursuit normalement, l’effectif devient très important et la phéromone royale ne suffit plus à empêcher la production de cellules royales : la fièvre d’essaimage peut alors se déclencher. En pleine saison, la durée de vie moyenne d’une abeille reste brève, ce qui oblige la colonie à maintenir un élevage important pour conserver son équilibre démographique.

5. Fin de saison et formation des abeilles d’hiver

Le passage des abeilles d’été aux abeilles d’hiver n’est pas expliqué d’abord par la saison elle-même, mais par l’absence de couvain ouvert. La présence de couvain ouvert inhibe en effet le stockage de la vitellogénine dans les corps gras, stockage indispensable à l’acquisition de l’état d’abeille d’hiver.

Le cycle de ponte dépend de la génétique mais aussi de la disponibilité en pollen. Quand les apports en pollen cessent, la reine arrête sa ponte, ce qui conduit à une rupture de couvain ouvert et permet la production d’abeilles d’hiver. Plus la surface de couvain ouvert est importante, plus l’effet inhibiteur est marqué.

Les abeilles d’été placées dans des conditions d’hivernage sans avoir constitué de telles réserves n’ont pratiquement aucune chance de survie, contrairement aux abeilles qui ont pu accumuler ces ressources. L’article invite ainsi à s’interroger sur l’intérêt de certaines couvertures de sol offrant du pollen tard en saison, car elles peuvent maintenir un couvain tardif.

6. Famine, abondance et plasticité de la colonie

En cas de manque de pollen, les nourrices utilisent d’abord les protéines présentes dans leurs réserves internes. Si la pénurie persiste, elles cannibalisent le couvain de mâles, les œufs puis le jeune couvain d’ouvrières.

En dernier recours, elles convertissent les protéines restantes en réserves stockées dans leurs corps gras, comme chez les abeilles d’hiver, ce qui permet à la colonie d’attendre de meilleures conditions.

En cas de miellée abondante, la situation s’inverse. Les butineuses sont nombreuses à l’extérieur, ce qui limite l’effet inhibiteur et pousse des abeilles d’âge intermédiaire à devenir butineuses. Le nectar est alors stocké jusque dans le nid à couvain, ce qui réduit les possibilités de ponte de la reine. Avec la diminution du couvain, les nourrices peuvent évoluer vers un stade intermédiaire puis rejoindre à leur tour les butineuses.

Ce mécanisme permet à la colonie d’affecter une grande partie de ses forces à la récolte pendant les quelques jours réellement favorables de la saison. Mais après une miellée intense, la colonie ressort affaiblie, car de nombreuses butineuses meurent rapidement. Elle a alors besoin de temps pour retrouver son équilibre.

7. Dépérissement et facteurs de fragilisation

La vitellogénine intervient aussi dans les mécanismes d’immunité et elle est plus abondante dans les colonies fortes que dans les colonies faibles. Lorsque des nourrices ou des abeilles d’âge intermédiaire sont affectées par certaines substances chimiques ou par des bactéries, elles utilisent leur vitellogénine pour se défendre. Leur niveau d’hormone juvénile augmente alors, ce qui pousse des abeilles jeunes à effectuer prématurément des tâches d’extérieur.

Ce déplacement précoce des tâches provoque un vieillissement accéléré, réduit la qualité de l’élevage et diminue la durée de vie des abeilles. Si ce phénomène s’ajoute à des carences en pollen, la situation peut conduire rapidement à la mort de la colonie. Chez les abeilles d’hiver, l’effet se traduit surtout par une réduction de leur longévité.

L’article mentionne également le rôle possible d’une thermorégulation défaillante du couvain, susceptible d’allonger la période d’operculation et de réduire la qualité des abeilles produites. L’ensemble montre que le dépérissement résulte de mécanismes complexes, loin d’une simple perte de butineuses à la suite d’une intoxication ponctuelle.

En conclusion, ces données soulignent l’importance d’une bonne alimentation protéique et d’une thermorégulation adéquate pour le bon fonctionnement de la colonie.

►Télécharger l'article : Les clés de la colonie

Voir aussi :

Références

Amdam, G., Norberg, K., Hagen, A., & Omholt, S. (2003). Social exploitation of vitellogenin. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 100(4), 1799-1802.

Crailsheim, K. (1991). Interadult feeding of jelly in honeybee (Apis mellifera L.) colonies. Journal of Comparative Physiology B, 161, 55-60.

Schmickl, T., & Crailsheim, K. (2004). Inner nest homeostasis in a changing environment with special emphasis on honey bee brood nursing and pollen supply. Apidologie, 35, 249-263.

Li, Z., Zhang, S., Zhang, J., Liu, M., & Liu, Z. (2009). Vitellogenin is a cidal factor capable of killing bacteria via interaction with lipopolysaccharide and lipoteichoic acid. Molecular Immunology, 46, 3232-3239.

Münch, D., & Amdam, G. (2010). The curious case of aging plasticity in honey bees. FEBS Letters, 584(12), 2496-2503.

Nelson, C. M., Ihle, K. E., Fondrk, M. K., Page, R. E. Jr, & Amdam, G. V. (2007). The gene vitellogenin has multiple coordinating effects on social organization. PLoS Biology, 5(3), e62.

Visscher, P. K., & Dukas, R. (1997). Survivorship of foraging honey bees. Insectes Sociaux, 44, 1-5.

Leoncini, I., Le Conte, Y., Costagliola, G., Plettner, E., Toth, A. L., et al. (2004). Regulation of behavioral maturation by a primer pheromone produced by adult worker honey bees. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 101, 17559-17564.

Harris, J. L. (2008). Development of honey bee colonies initiated from package bees on the northern Great Plains of North America. Journal of Apicultural Research and Bee World, 47(2), 141-150.

Smedal, B., Brynem, M., Kreibich, C. D., & Amdam, G. V. (2009). Brood pheromone suppresses physiology of extreme longevity in honeybees (Apis mellifera). The Journal of Experimental Biology, 212, 3795-3801.

Mattila, H. R., & Otis, G. W. (2007). Dwindling pollen resources trigger the transition to broodless populations of long-lived honeybees each autumn. Ecological Entomology, 32(5), 496-505.

Di Prisco, G., Zhang, X., Pennacchio, F., Caprio, E., Li, J., Evans, J., DeGrandi-Hoffman, G., Hamilton, M., & Chen, Y. (2011). Dynamics of persistent and acute deformed wing virus infections in honey bees, Apis mellifera. Viruses, 3(12), 2425-2441.

Khoury, D., Myerscough, M., & Barron, A. (2011). A quantitative model of honey bee colony population dynamics. PLoS ONE, 6(4), e18491.

Journée mondiale des abeilles

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Pourquoi une Journée mondiale des abeilles ?

Bourdon des champs (Bombus pascuorum)

La Journée mondiale des abeilles est célébrée chaque année le 20 mai depuis 2018.

Elle a été instaurée par une résolution de l'Assemblée générale des Nations Unies adoptée le 20 décembre 2017 (Organisation des Nations Unies [ONU], 2018). Son objectif déclaré n'est pas de célébrer l'apiculture pour elle-même, mais de rappeler le rôle que jouent les abeilles et, plus largement, l'ensemble des pollinisateurs dans l'alimentation, les écosystèmes et le développement durable (Food and Agriculture Organization of the United Nations [FAO], n.d.).

Le choix du 20 mai n'est pas arbitraire. Il commémore la naissance d'Anton Janša (1734–1773), apiculteur slovène considéré comme l'un des pionniers de l'apiculture moderne. C'est d'ailleurs la Slovénie qui a porté l'initiative auprès des Nations Unies, avec le soutien de l'Organisation des Nations Unies pour l'alimentation et l'agriculture. La résolution adoptée invite explicitement les États membres, les organisations compétentes et les autres acteurs à marquer cette journée et à promouvoir des actions de sensibilisation à tous les niveaux (ONU, 2018).

Mais la portée de la journée va au-delà du symbole historique. Dès sa formulation officielle, elle vise à attirer l'attention non seulement sur l'abeille domestique, mais sur l'ensemble des pollinisateurs et sur les difficultés qu'ils rencontrent aujourd'hui (FAO, n.d.). C'est ce cadrage plus large qui lui donne sa pertinence scientifique et politique — à condition d'aller au-delà de sa seule dimension symbolique.

2. Pourquoi les pollinisateurs comptent pour la société

Les pollinisateurs comptent d'abord parce qu'ils participent directement à la production agricole.

Plus de 75 % des principales cultures mondiales bénéficient, au moins en partie, de la pollinisation animale, et les cultures concernées représentent environ 35 % du volume mondial de production agricole (Intergovernmental Science-Policy Platform on Biodiversity and Ecosystem Services [IPBES], 2016). Cette formulation mérite toutefois d'être lue avec précision : elle ne signifie pas que 35 % de l'alimentation mondiale disparaîtrait immédiatement sans pollinisateurs, mais que leur contribution concerne une part substantielle des cultures qui structurent la diversité de notre alimentation.

La valeur économique directement attribuable à la pollinisation animale est estimée entre 235 et 577 milliards de dollars américains par an — en valeur de marché, aux prix de 2015 (IPBES, 2016). Il s'agit d'un ordre de grandeur, non d'un chiffre exact, mais il illustre l'ampleur du service rendu. Ce sont surtout les fruits, les légumes, les graines, les noix et plusieurs cultures oléagineuses qui en dépendent le plus directement (Klein et al., 2007).

L'importance des pollinisateurs dépasse pourtant largement l'agriculture. Près de 90 % des plantes à fleurs sauvages dépendent au moins en partie de la pollinisation animale (IPBES, 2016). Autrement dit, la question ne se réduit pas à un problème de rendement agricole : elle touche aussi à la reproduction des plantes sauvages, au maintien des chaînes trophiques et à la stabilité fonctionnelle des écosystèmes. C'est ce qui donne à l'enjeu une portée à la fois agricole, écologique et territoriale.

3. Au-delà de l'abeille domestique : une diversité de pollinisateurs

L'une des simplifications les plus fréquentes dans le débat public consiste à réduire la question des pollinisateurs à l'abeille domestique (Apis mellifera).

Cette focalisation est compréhensible — l'abeille domestique est visible, connue, liée à l'apiculture — mais elle est réductrice. La FAO rappelle qu'il existe plus de 200 000 espèces animales pollinisatrices, dont plus de 20 000 espèces d'abeilles, ainsi que de nombreux papillons, oiseaux, chauves-souris et autres insectes (FAO, n.d.).

Cette diversité a des implications concrètes. Les pollinisateurs sauvages ne constituent pas un simple appoint autour de l'abeille domestique : ils assurent une contribution propre à la production agricole, y compris lorsque des colonies gérées sont présentes en abondance. Dans une analyse couvrant 41 systèmes de culture dans le monde, les insectes sauvages ont amélioré la fructification dans la totalité des systèmes étudiés, alors qu'une relation significative avec les visites d'abeilles domestiques n'apparaissait que dans 14 % des cas (Garibaldi et al., 2013). La conclusion des auteurs est nette : les abeilles domestiques complètent les pollinisateurs sauvages, mais ne les remplacent pas.

L'élargissement du regard vaut aussi au-delà des abeilles elles-mêmes. Les insectes non-abeilles représentent environ 39 % des visites sur les fleurs de cultures étudiées à l'échelle mondiale (Rader et al., 2016). Cela ne signifie pas que tous les groupes contribuent partout de la même manière, mais cela confirme qu'une part importante du service de pollinisation est assurée par des acteurs souvent invisibles dans le débat public.

Parler de pollinisation, c'est nécessairement parler d'une fonction écologique distribuée entre plusieurs groupes. Sa compréhension comme sa protection supposent un regard plus large que celui de l'apiculture seule.

4. Des pressions multiples, souvent cumulatives

L'état des pollinisateurs ne s'explique pas par une cause unique.

Les grandes synthèses internationales convergent vers l'idée d'un ensemble de pressions directes agissant simultanément ou successivement selon les milieux et les groupes concernés. L'IPBES identifie notamment les changements d'usage des terres, la gestion agricole intensive, l'usage des pesticides, la pollution, les espèces exotiques envahissantes, les agents pathogènes et le changement climatique (IPBES, 2016 ; Potts et al., 2010). Il reste souvent difficile d'attribuer un déclin observé à un seul facteur isolé, en raison du manque de données et de la complexité des interactions entre pressions.

La transformation et la simplification des paysages constituent la première pression souvent mise en avant. Une analyse mondiale couvrant 303 études, 12 170 sites et 4 502 espèces pollinisatrices montre que l'intensification de l'usage des terres est fréquemment associée à une diminution de la biodiversité des pollinisateurs au sein des milieux anthropisés — même si l'ampleur de cette réponse varie selon les régions et les groupes taxonomiques (Millard et al., 2021).

Les pratiques agricoles intensives constituent une deuxième dimension. Elles combinent souvent plusieurs effets : homogénéisation du paysage, réduction de la diversité florale au cours de la saison, exposition accrue aux produits phytosanitaires et appauvrissement des ressources disponibles. Dans ce cadre, les pesticides doivent être compris comme un élément d'un ensemble plus large, et non comme l'unique explication. Leurs effets peuvent s'ajouter à ceux d'une alimentation moins diversifiée, d'un habitat fragmenté ou d'autres contraintes environnementales (IPBES, 2016 ; Potts et al., 2010).

À cela s'ajoutent les maladies, parasites, espèces invasives et aléas climatiques. Leur importance n'est pas identique partout, mais ils peuvent aggraver des situations déjà fragilisées. Il est donc plus juste de parler d'une constellation de pressions que d'une crise uniforme. Pour le débat public comme pour l'action politique, cette lecture a une conséquence claire : les enjeux liés aux pollinisateurs relèvent moins d'une réponse unique que d'une approche coordonnée entre agriculture, aménagement du territoire, qualité des habitats et suivi à long terme.

5. Des leviers d'action existent

Le constat scientifique n'implique pas qu'il existerait une mesure unique capable de répondre à l'ensemble des difficultés.

Les synthèses disponibles convergent vers une idée simple : les réponses les plus robustes sont combinées, agissent à plusieurs échelles et visent simultanément les habitats, les pratiques et le suivi (IPBES, 2016).

Le premier levier concerne la protection et la restauration des habitats. La littérature de synthèse indique de manière robuste que la restauration écologique peut améliorer l'abondance et la diversité des abeilles sauvages (Tonietto & Larkin, 2018). Cela plaide pour une attention accrue aux prairies riches en fleurs, aux lisières, aux haies, aux talus et aux éléments semi-naturels du paysage. Un milieu hétérogène et riche en ressources est généralement plus favorable qu'un espace uniformisé, pauvre en sites de nidification ou en floraisons successives.

Un deuxième levier concerne les aménagements floraux ciblés, comme les bandes fleuries. Les résultats sont globalement positifs, mais doivent être formulés avec nuance : leur efficacité dépend fortement du contraste de qualité d'habitat entre les bandes fleuries et leur environnement. Une bande fleurie peut être utile, surtout dans des paysages appauvris, mais elle n'est pas automatiquement efficace par sa seule présence (Pérez-Sánchez et al., 2023). La priorité va à des aménagements diversifiés, durables, pensés pour offrir des ressources complémentaires sur une période suffisamment longue.

Le troisième levier touche aux pratiques agricoles et à l'aménagement du territoire. Le message le plus solide n'est pas celui d'une recette unique, mais d'une orientation générale : réduire les pressions inutiles, préserver des ressources florales et des sites de nidification, et intégrer la pollinisation dans une logique plus large de gestion des paysages. Les pollinisateurs ne relèvent pas seulement d'une question sectorielle, mais d'une coordination entre agriculture, environnement et planification territoriale (Dicks et al., 2016 ; IPBES, 2016).

Enfin, un quatrième levier, moins visible mais essentiel, concerne le suivi. Sans monitoring standardisé, il est difficile d'évaluer l'effet réel des mesures engagées, de distinguer les réponses selon les groupes d'espèces et d'ajuster les priorités. Des travaux récents soulignent la nécessité de renforcer des dispositifs de suivi comparables dans le temps et entre régions, afin d'identifier non seulement les déclins, mais aussi les éventuels effets de restauration (Klaus et al., 2024 ; European Environment Agency, 2025). Aider les pollinisateurs ne consiste pas seulement à financer des mesures visibles, mais aussi à produire les données permettant de juger ce qui fonctionne réellement.

6. Une journée symbolique, des enjeux permanents

La Journée mondiale des abeilles a d'abord une fonction de visibilité publique.

Les Nations Unies la présentent comme un moyen de sensibiliser au rôle essentiel des abeilles et des autres pollinisateurs pour la santé des personnes, des écosystèmes et de l'alimentation (ONU, 2018 ; FAO, n.d.). À ce titre, elle est utile : elle crée un moment d'attention dans un agenda surchargé.

Mais cette fonction symbolique a une limite claire. À elle seule, une journée commémorative ne modifie ni l'état des habitats, ni les pratiques agricoles, ni les dispositifs de suivi. Les grandes synthèses insistent précisément sur le fait que les pressions observées sont multiples et que les réponses pertinentes relèvent d'un travail de fond sur les paysages, les usages des terres, les pratiques de gestion et les politiques publiques (IPBES, 2016 ; Dicks et al., 2016). Dans cette perspective, le 20 mai ne vaut pas comme solution en soi, mais comme point d'appui pour mieux relier connaissance scientifique, débat public et priorités d'action.

C'est aussi en ce sens que la journée peut offrir un fil conducteur utile pour les décideurs et pour les praticiens. Elle permet de replacer la question des pollinisateurs dans un cadre plus large que celui de l'apiculture seule : celui de l'agriculture, de la biodiversité, de l'aménagement du territoire et de la sécurité alimentaire. La FAO insiste d'ailleurs sur le fait que cette journée vise à attirer l'attention sur les nombreux défis auxquels les pollinisateurs sont confrontés aujourd'hui, et la littérature de synthèse montre que les réponses les plus solides articulent plusieurs leviers plutôt que des mesures isolées (FAO, n.d. ; Dicks et al., 2016).

La portée du 20 mai est donc moins de célébrer ponctuellement les abeilles que de rappeler qu'il s'agit d'un enjeu durable. Son intérêt est réel, à condition de la comprendre comme une porte d'entrée vers des questions permanentes — et non comme un aboutissement symbolique (ONU, 2018 ; IPBES, 2016). C'est dans cet espace que ce dossier entend se situer : entre mise en contexte, état des connaissances et pistes de lecture.

Voir aussi :

Références

Dicks, L. V., Viana, B., Bommarco, R., Brosi, B., Arizmendi, M. del C., Cunningham, S. A., Galetto, L., Hill, R., Lopes, A. V., Pires, C., Taki, H., & Potts, S. G. (2016). Ten policies for pollinators. Science, 354(6315), 975–976. https://doi.org/10.1126/science.aai9226

European Environment Agency. (2025). Protecting and restoring Europe's wild pollinators and their habitats (EEA Briefing 06/2025). https://doi.org/10.2800/6525185

Food and Agriculture Organization of the United Nations. (n.d.). World Bee Day | 20 May. Consulté le 4 avril 2026, à l'adresse https://www.fao.org/world-bee-day/en

Garibaldi, L. A., Steffan-Dewenter, I., Winfree, R., Aizen, M. A., Bommarco, R., Cunningham, S. A., Kremen, C., Carvalheiro, L. G., Harder, L. D., Afik, O., Bartomeus, I., Benjamin, F., Boreux, V., Cariveau, D., Chacoff, N. P., Dudenhöffer, J. H., Freitas, B. M., Ghazoul, J., Greenleaf, S., … Klein, A. M. (2013). Wild pollinators enhance fruit set of crops regardless of honey bee abundance. Science, 339(6127), 1608–1611. https://doi.org/10.1126/science.1230200

Intergovernmental Science-Policy Platform on Biodiversity and Ecosystem Services. (2016). Summary for policymakers of the thematic assessment report on pollinators, pollination and food production. https://files.ipbes.net/ipbes-web-prod-public-files/downloads/pdf/ipbes_4_19_annex_ii_spm_pollination_en.pdf

Klaus, F., Ayasse, M., Classen, A., Dauber, J., Diekötter, T., Everaars, J., Fornoff, F., Greil, H., Hendriksma, H. P., Jütte, T., Klein, A. M., Krahner, A., Leonhardt, S. D., Lüken, D. J., Paxton, R. J., Schmid-Egger, C., Steffan-Dewenter, I., Thiele, J., Tscharntke, T., … Pistorius, J. (2024). Improving wild bee monitoring, sampling methods, and conservation. Basic and Applied Ecology, 75, 2–11. https://doi.org/10.1016/j.baae.2024.01.003

Klein, A.-M., Vaissière, B. E., Cane, J. H., Steffan-Dewenter, I., Cunningham, S. A., Kremen, C., & Tscharntke, T. (2007). Importance of pollinators in changing landscapes for world crops. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 274(1608), 303–313. https://doi.org/10.1098/rspb.2006.3721

Millard, J., Outhwaite, C. L., Kinnersley, R., Freeman, R., Gregory, R. D., Adedoja, O., Gavini, S., Kioko, E., Kuhlmann, M., Ollerton, J., Ren, Z.-X., & Newbold, T. (2021). Global effects of land-use intensity on local pollinator biodiversity. Nature Communications, 12, Article 2902. https://doi.org/10.1038/s41467-021-23228-3

Organisation des Nations Unies. (2018). Journée mondiale des abeilles (A/RES/72/211) : résolution adoptée par l'Assemblée générale le 20 décembre 2017. https://docs.un.org/fr/A/RES/72/211

Pérez-Sánchez, A. J., Schröder, B., Dauber, J., & Hellwig, N. (2023). Flower strip effectiveness for pollinating insects in agricultural landscapes depends on established contrast in habitat quality: A meta-analysis. Ecological Solutions and Evidence, 4(3), e12261. https://doi.org/10.1002/2688-8319.12261

Potts, S. G., Biesmeijer, J. C., Kremen, C., Neumann, P., Schweiger, O., & Kunin, W. E. (2010). Global pollinator declines: Trends, impacts and drivers. Trends in Ecology & Evolution, 25(6), 345–353. https://doi.org/10.1016/j.tree.2010.01.007

Rader, R., Bartomeus, I., Garibaldi, L. A., Garratt, M. P. D., Howlett, B. G., Winfree, R., Cunningham, S. A., Mayfield, M. M., Arthur, A. D., Andersson, G. K. S., Bommarco, R., Brittain, C., Carvalheiro, L. G., Chacoff, N. P., Entling, M. H., Foully, B., Freitas, B. M., Gemmill-Herren, B., Ghazoul, J., … Woyciechowski, M. (2016). Non-bee insects are important contributors to global crop pollination. Proceedings of the National Academy of Sciences, 113(1), 146–151. https://doi.org/10.1073/pnas.1517092112

Tonietto, R. K., & Larkin, D. J. (2018). Habitat restoration benefits wild bees: A meta-analysis. Journal of Applied Ecology, 55(2), 582–590. https://doi.org/10.1111/1365-2664.13012

10 règles pour la bonne pratique apicole

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1 Bonne reine

Les reines choisies par l’apiculteur doivent être élevées dans le luxe d’une ruche en excellent état, garnie de cadres adaptés. Le couvre-cadre permettra la pose d’un nourrisseur qui sera nettoyé régulièrement pour éviter l’apparition de moisissures. La hausse sera séparée du corps par une grille à reine. L’apiculteur veillera à ce que ses reines de qualité soient fécondées par de nombreux mâles issus de lignées performantes. En effet, il ne sert à rien de sélectionner une reine de valeur pour la féconder par des mâles provenant de colonies à problème. De même, une reine mal fécondée, par ex. lors de mauvaises conditions météo ou en fin de saison lorsque les mâles se font rares, ne donnera pas satisfaction. La reine doit être en parfaite santé, en particulier sans contamination par un virus ou un champignon. Son intégrité physique est également importante. Le marquage ne doit pas coller les ailes, les yeux ou les antennes. Lors des manipulations on évitera d’arracher une patte pour ne pas compromettre le travail de cette machine à pondre.

2 Bonne généalogie

Le choix d’une race d’abeilles bien adaptée à l’environnement local est primordial. En effet, une abeille méditerranéenne aura du mal à affronter les rigueurs d’un climat continental et inversement, une abeille adaptée au froid risque de ne pas supporter une étuve estivale. La race doit correspondre aux attentes de l’apiculteur, par ex. précocité de couvain, douceur, propreté, tenue des cadres… La race sélectionnée doit pouvoir résister aux problèmes communs, par ex. mycoses. L’apiculteur sélectionnera une race dont la production de miel satisfera ses exigences commerciales et dont la consommation modérée pendant l’hiver permettra à la colonie d’éviter de connaitre la famine. La race détermine également des particularités quant à son élevage : abondance du couvain, tendance à l’essaimage, acceptation d’une nouvelle reine, comportement face à une réunion de colonies, douceur…

NB : une reine « moyenne » dans une colonie forte surpasse une reine « excellente » dans une colonie faible.

3 Lutte anti-varroa

L’apiculteur sélectionne des lignées dont la résistance naturelle au varroa est bien développée. Les traitements anti-varroa sont appliqués au moment optimal par rapport à la cinétique de multiplication de l’acarien, en tenant compte des effets secondaires attendus et de l’accumulation des résidus dans les cires. Le but du traitement n’est pas d’éradiquer le parasite car un traitement trop violent met la colonie en péril et sélectionne les résistances. Par contre l’objectif est de maintenir la charge parasitaire à un niveau suffisamment bas pour permettre à la colonie un développement satisfaisant tout au long des années.

4 Contrôle de l’essaimage

L’anticipation de la croissance de la population d’une colonie donnée est LA clé de la pratique visant à contrôler l’essaimage. La ponte n’est de loin pas constante et varie en fonction de multiples facteurs dont la température, la météo, les apports de pollen et nectar, l’équilibre entre les différents stades de développement des abeilles (nourrices versus butineuses) ... L’apiculteur modifie à la demande le volume à disposition de la colonie pour loger le couvain ou pour le stockage des réserves en introduisant des cadres gaufrés ou bâtis selon la saison. La hausse est posée au moment de la miellée de printemps, en se rappelant que ce volume supplémentaire nécessite beaucoup de calories donc une consommation importante de miel pour maintenir une température adéquate. La population peut être artificiellement contrôlée par le prélèvement de cadres de couvain fermé contenant de nombreuses abeilles sur le point de naître. Le volume occupé par les abeilles après leur émergence est 3 x plus grand que le volume des alvéoles operculées contenant les nymphes. La réduction de la population avant une forte miellée permet de limiter le risque d’essaimage.

5 Choix de l’environnement

L’apiculteur acquiert un équipement en parfaite condition d’utilisation. Son matériel est en bon état, propre et fonctionnel. Il n’y a rien de plus ennuyeux d’ouvrir une ruche, de constater un problème et de ne pas pouvoir le résoudre par le manque du matériel spécifique (par ex. marquage d’une reine sans la peinture correspondant à la couleur de l’année). La qualité de la cire utilisée détermine l’aptitude de la colonie à bâtir les nouveaux cadres Introduits et la rapidité de stockage du miel dans les hausses. Les cires de qualité médiocre, contenant des résidus ou étant coupées avec de la paraffine, attirent moins les abeilles. Une cire de qualité « bio », provenant de déchets d’alvéoles ou de sa propre production améliore la construction et le stockage des réserves. L’emplacement d’un rucher par rapport aux ruchers des alentours est important quant aux risques liés à la dérive des abeilles et la transmission des pathologies (varroa, maladies infectieuses ou fongiques…) La situation du rucher par rapport aux cultures agricoles environnantes conditionne l’exposition aux pesticides. Un contact privilégié avec les agriculteurs voisins et des traitements effectués hors floraison permettent de diminuer l’impact sur les colonies. Le rucher sera implanté si possible sur un emplacement sec, bien orienté par rapport au soleil en hiver, en partie ombragé l’été et à l’abri du vent. L’apiculteur dispose enfin d’un équipement « extraordinaire » fonctionnel : véhicule adapté aux accès plus ou moins carrossables, remorque pour le déplacement d’une colonie après une division, éventuellement pour la pastorale, matériel de levage, sangles, treuil, …

6 Assez de place au bon moment

Le volume occupé par les abeilles est relativement aisé à estimer : le visuel des cadres permet de voir si ceux-ci sont bien couverts ou non. Pour estimer une population : 1 dm² bien recouvert compte environ 130 individus. Un cadre Dadant densément recouvert d'abeilles compte 1400 individus par face. Le volume occupé par le couvain est plus difficile à apprécier car il est habituellement logé au centre du cadre et s’étend sur une surface plus ou moins étendue. On parle d’une ou plusieurs mains/cadre. Le volume occupé par le pollen est difficilement chiffré car sa surface est souvent en forme de couronne autour et au-dessus du couvain. Le volume des réserves en miel est inégalement réparti sur plusieurs cadres autour du couvain. Seuls les cadres de rives sont habituellement réservés exclusivement au stockage de la nourriture plus ou moins operculée. Tout l’art consiste à mettre à disposition de la colonie suffisamment de place… au bon moment.

7 Assez de nourriture adaptée au bon moment

Au sortir de l’hiver la ruche est soupesée pour estimer les réserves à disposition de la colonie qui va reprendre son activité. En cas de réserves jugées insuffisantes, mettre à disposition du candi placé le plus proche possible de la tête des cadres où se trouve la grappe et éviter que les abeilles ne meurent engourdies par le froid. Au printemps, le sirop 50% est donné avec précaution car il stimule intensément la ponte de la reine et peut favoriser l’essaimage de mai. En été, un nourrissement d’urgence avec du sirop 50% se donne après dépose de la hausse pour éviter un stockage de sucre dans le miel. Dès la fin de la récolte, le nourrissement obligatoire se fait par du sirop 75% pour faciliter le travail de transformation des ouvrières. Dès fin septembre, le nourrissement est à proscrire pour épargner les futures abeilles d’hiver.

8 Que des ruches en bonne santé

Éviter de stresser la colonie est La règle à observer lors de la visite de la ruche. Un peu de fumée est souvent utile, pas toujours indispensable. Le port de la voilette est conseillé, pas celui de gants. Une manipulation des cadres dans la douceur est gage d’une douceur de la colonie surtout si le moment est bien choisi : absence de vent ou d’orage, sortie des butineuses, réserves de nourriture suffisantes, avoir du temps… Il est inutile de vouloir à tout prix s’occuper d’une colonie qui chroniquement pose problème quant à son développement. Non seulement l’activité de l’apiculteur s’en trouve surchargée et sans retour sur investissement, mais cette colonie peut poser problème par rapport au pillage et aux transmissions des pathologies. Une colonie faible sera réunie à une autre colonie (forte) en se rappelant que la réunion de 2 colonies faibles donnera toujours 1 colonie faible. Vouloir sauver à tout prix une colonie bourdonneuse, en tentant d’introduire plusieurs reines qui ne seront pas acceptées, n’a pas de sens. Il vaut mieux disperser cette colonie hors de sa ruche et miser sur ses colonies saines. La mise en hivernage de la colonie se fait en automne. Il est inutile de conserver une colonie faible, avec peu de réserves, dont la reine est âgée : elle ne passera pas l’hiver. Il est beaucoup plus intelligent de procéder à une réunion de celle-ci avec une ruche forte. L’apiculteur reste proactif tout au long des saisons quant aux réserves de nourriture, à la vigueur de la reine, aux traitements en fonction des chutes naturelles des varroas et à l’espace à disposition.

9 Mise en hivernage

Les préparatifs avant l’hiver sont primordiaux. Les réserves de nourriture sont soupesées ou mieux les cadres de miel sont comptés et pesés. Une ruche 12 c doit avoir environ 15 kg de réserves de miel pour passer l’hiver sans craindre une famine en février, à la reprise de la ponte. Les réserves de pollen sont également importantes à estimer. La surface de 2 cadres parait justifiée. La protection contre le froid permettra à la grappe de se déplacer progressivement vers les réserves de nourriture. Le couvre-cadre sera recouvert d’une isolation de type polystyrène expansé. La protection contre l’humidité est indispensable car la température au centre de la grappe favorise la condensation qui a tendance à se former à l’arrière de la ruche. Une bonne ventilation prévient ce problème. Les cadres non peuplés sont extraits de la ruche au profit d’une (deux) partition afin de diminuer le volume à chauffer. La protection contre les ravageurs nécessite la réduction des grilles d’entrée dont l’apiculteur dégage les éventuelles branches ou feuilles tombées en automne. Toute mesure qui permet de prendre soin des abeilles qui prennent soin des abeilles d’hiver est la bienvenue.

10 Sécurité alimentaire

Le miel ne doit pas entrer en contact avec des germes potentiellement dangereux : dès la manipulation des cadres lors de la pose des hausses et jusqu’à la mise en bocaux (stériles), un soin tout particulier est nécessaire. La propreté de la miellerie et des outils d’extraction est primordiale. L’humidité est l’ennemi no 1 du miel très hygroscopique qui ne sera jamais entreposé sans être couvert. Après contrôle de l’hygrométrie (<18.5%) et une fois conditionné, le miel est entreposé au frais, à l’abri de l’humidité et de la lumière. Il cristallisera progressivement suivant ses composés.

Quoi de plus ?

Une (in)formation continue permet d’améliorer ses connaissances. Se rappeler que si Google est ton ami, les publications sur les forums ne proviennent pas toutes de spécialistes reconnus. Être capable de sacrifier une colonie pour sauver tout un rucher. Être capable de faire face à une situation engageant le pronostic vital.

Voir aussi :

Dix conseils pour bien visiter une ruche

Tue, 29 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. Les objectifs de la visite

Bien penser sa visite avant de commencer.

La colonie a-t-elle assez de réserves de nourriture ?
La colonie est-elle forte ?
Faut-il agrandir le volume occupé par le couvain ?
Faut-il retirer des cadres ?
Faut-il ajouter une hausse ?
La reine est-elle présente ?
La reine est-elle marquée ?
La reine est-elle en ponte ?
Le couvain est-il homogène ?

2. La protection de l'apiculteur

Une visite, même brève, nécessite un enfumoir en marche et une voilette à disposition. Un peu de fumée permet d’éviter une agressivité de la colonie qui pourrait se transmettre aux ruches voisines par la propagation des phéromones d’attaque. Parfois refermer une ruche en mode attaque peut s’avérer sportif. La poursuite de la visite du rucher pourrait même être compromise. Pour éviter cela, visiter protégé.

3. Matériel à disposition

En fonction des objectifs et de la saison, le matériel éventuellement nécessaire et prêt à l’emploi sera préparé, à proximité immédiate de la ruche.
Lève-cadre, racloir, brosse,
Cadre gaufré, bâti, de nourriture
Hausse garnie
Grille à reine
Chasse-abeille
Matériel de marquage de la reine, punaise de couleur, stylo, feuille de suivi
Nourrisseur, sirop.

4. Choisir le bon moment.

Dans la mesure du possible, choisir un jour où la température dépasse 15 °C : le couvain sera protégé d’un refroidissement préjudiciable. Veiller à l’absence de vent ou de menace d’orage. Une miellée même faible pousse les butineuses au travail, à l’extérieur de la ruche.

5. Le calme, première qualité de l'apiculteur

Une activité précise et sans agitation, avec du temps à disposition, permet de maintenir la colonie au calme. Le travail de l’apiculteur s’en trouvera facilité, parfois même raccourci. Si l’agressivité de la colonie contrarie la visite, il vaut mieux la remettre à un autre jour. Une colonie suspectée agressive sera ouverte en fin de visite pour éviter que tout le rucher ne parte en vrille.

6. Gestes et actions à éviter

La vision multifacettaire de l’abeille accélère les mouvements. Les gestes rapides sont perçus comme une attaque et les abeilles se mettent alors en mode défense. Les chocs sur les ruches se transmettent par des vibrations aux ruches voisines sur un même banc. Le dépôt de matériel, chapiteau, enfumoir, lève-cadre, sur la ruche voisine produit également des vibrations inutiles et à éviter. Les supports individuels pour chaque ruche sont trop rarement utilisés.

L’abeille est très sensible aux odeurs. Un parfum ou la transpiration peuvent susciter l’agressivité. L’abeille a une vision très sensible aux couleurs. Une vareuse de couleur claire et uniforme est bénéfique. Les gants en cuir sont à proscrire car ils peuvent être vecteurs des germes d’une colonie vers une autre et difficilement stérilisables. Les gants latex jetables sont préférables.

7. Enfumer en douceur

Un ou deux petits coups de fumée à l'entrée de la ruche prévient la colonie de la visite. Un petit coup à l’ouverture du couvre-cadre n’est pas toujours indispensable. Un petit coup supplémentaire en cours de visite peut être utile si la visite se prolonge un peu…

Jamais d’enfumoir dans la hausse : le miel pourrait fixer cette odeur de fumée.

8. S'adapter aux circonstances

Même si les objectifs sont définis avant l’ouverture de la ruche, l’apiculteur doit s’adapter aux constatations faites en cours de visite. Par exemple, si l’objectif est de marquer une jeune reine et qu’une cellule royale est découverte, il faut en priorité définir si une reine est présente ou non dans cette ruche. En cas de découverte de cette reine, il faut en priorité prendre les mesures visant à éviter un essaimage de cette colonie. L’objectif premier qui était le marquage de la reine passe alors au second plan.

9. Nettoyer

L’apiculteur profitera de nettoyer les ponts de cire entre les cadres, sur les crémaillères, sur les parois du corps de ruche, sur la partition ou le couvre-cadre. Les tiroirs seront également régulièrement nettoyés. Ces endroits sont peu visités par les abeilles et propices au développement des germes propagateurs des maladies contagieuses et à l’intrusion des teignes.

10. Noter ses observations

La visite se termine par la prise de notes sur la feuille de suivi. Les différentes observations, les interventions faites et les objectifs de la prochaine visite sont saisies :

Date de la présente visite
Date prévue de la prochaine visite
Force et comportement de la colonie (agressivité, tenue des cadres, propreté…)
Présence de la reine, aspect du couvain, cellule royale
Réserves de nourriture
Ajout ou retrait de cadre, hausse
Nourrissement, traitement (AF, AO, cadre à mâle…), chutes naturelles des varroas.

► Imprimer une carte pour noter les observations

Voir aussi:

Cadre à mâles

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Retrait du couvain de mâles operculé : une mesure biotechnique efficace contre Varroa

Le retrait du couvain de mâles operculé exploite la préférence marquée de Varroa destructor pour les cellules de faux-bourdons, environ huit fois plus infestées que celles d’ouvrières. Cette caractéristique biologique permet d’utiliser le couvain de mâles comme piège à acariens. L’essai conduit en Suisse visait à évaluer l’efficacité de cette mesure dans les conditions locales et à déterminer son rôle dans un concept de lutte reposant uniquement sur des traitements à l’acide formique en automne. :contentReference[oaicite:2]{index=2}

Sur un rucher d’une vingtaine de colonies Dadant Blatt, deux groupes homogènes ont été constitués. Dans le groupe test, un cadre à mâles a été introduit en bordure du nid à couvain dès la fin mars. Le couvain operculé était retiré régulièrement dès qu’une surface minimale de 1 dm² était atteinte. Le groupe témoin ne subissait aucune découpe. Ont été mesurés : nombre de cellules retirées, nombre de Varroa éliminés, chute naturelle, efficacité des traitements d’automne, développement des colonies et récolte de miel.

En 1993, année favorable, 4,2 découpes en moyenne ont été réalisées par colonie, correspondant à 3 374 cellules retirées et 788 Varroa éliminés en moyenne. Dès le mois de mai, la chute naturelle des acariens diverge nettement entre les groupes. Après les traitements à l’acide formique, les colonies test présentaient 3,5 fois moins de Varroa que les colonies témoins. Certaines colonies sans découpe dépassaient 5 000 acariens et présentaient des symptômes visibles.

En 1994, malgré des conditions moins propices et seulement 2,3 découpes en moyenne, l’effet est resté significatif : les colonies sans retrait comptaient plus du double de parasites en fin de saison. La mesure freine donc efficacement la dynamique de population du Varroa.

Aucun effet négatif significatif n’a été observé sur la production de miel, la force des colonies ou la quantité totale de couvain d’ouvrières. Le risque d’une adaptation du Varroa vers le couvain d’ouvrières est jugé improbable, la reproduction dans ce dernier restant majoritaire sur l’ensemble de l’année.

Le retrait du couvain de mâles ne remplace toutefois pas les traitements acaricides. Il constitue une mesure complémentaire permettant de retarder et d’alléger la pression parasitaire avant les traitements d’automne. Son intégration précoce au printemps, son maintien en contact avec le nid à couvain et la suppression systématique avant l’éclosion sont essentiels.

En conclusion, le retrait du couvain de mâles operculé représente un outil biotechnique efficace, sans impact négatif mesurable sur la colonie, et s’intègre pleinement dans une stratégie de lutte intégrée contre la varroose. :contentReference[oaicite:3]{index=3}

► Lire l'article

Voir aussi :

Quand les abeilles dorment dans les cellules du rayon

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

0. Abstract

Le sommeil semble jouer un rôle important dans la vie des abeilles mellifères, mais pour comprendre comment et pourquoi, il est indispensable d'identifier le sommeil avec précision et de savoir quand et où il se produit. Pour calculer la quantité et la qualité totales du sommeil, ainsi que sa pertinence pour la santé et la dynamique d'une abeille mellifère et de sa colonie, il serait nécessaire d'observer des abeilles normalement cachées dans leurs nids. Les abeilles mellifères occidentales (Apis mellifera) passent une grande partie de leur temps dans des cellules et ne sont visibles que par l'extrémité de leur abdomen lorsqu'on les observe à travers les parois d'une ruche d'observation, ou sur des cadres retirés d'une ruche ordinaire. Des études antérieures ont suggéré que les abeilles mellifères passent une partie de leur temps dans les cellules à se reposer ou à dormir, les mouvements ventilatoires de l'abdomen servant de signe révélateur distinguant le sommeil d'autres comportements. Des séquences de pulsations abdominales entrecoupées de pauses prolongées (ventilation discontinue) chez une abeille par ailleurs relativement immobile semblent indiquer le sommeil.

L'observation de l'extrémité de l'abdomen permet-elle de déterminer de manière fiable et prévisible ce qui se passe dans le reste du corps d'une abeille logée au fond d'une cellule de rayon de miel ? Pour distinguer une abeille endormie d'une abeille entretenant des cellules, se nourrissant ou réchauffant le couvain en développement, nous avons utilisé une ruche d'observation miniature avec des tranches de rayons de miel présentées en coupe transversale, et filmé les cellules ainsi exposées avec une caméra vidéo sensible aux infrarouges et une caméra thermique. La thermographie nous a aidés à identifier les abeilles chauffantes, mais la simple observation des mouvements ventilatoires ainsi que des mouvements plus amples de l'extrémité postérieure de l'abdomen s'est révélée suffisante pour distinguer de manière non invasive et prévisible le chauffage du sommeil à l'intérieur des cellules. Aucun de ces deux comportements n'est associé à des mouvements amples de l'abdomen, mais le chauffage exige une pulsation ventilatoire continue (par opposition à discontinue). Parmi les quatre comportements observés à l'intérieur des cellules, le sommeil représentait 16,9 % des observations. La précision d'identification du sommeil, en se limitant à l'observation de la seule extrémité de l'abdomen, était de 86,6 %, et celle du chauffage de 73,0 %. La surveillance des mouvements abdominaux des abeilles mellifères offre à quiconque dispose d'une vue sur des rayons de miel la possibilité de suivre plus complètement quand et où les comportements d'intérêt se manifestent dans un nid en pleine activité.

1. Contexte et question de recherche

Cet article examine un comportement encore peu documenté chez l’abeille mellifère : le sommeil à l’intérieur des cellules du rayon. Les auteurs partent du constat que les abeilles passent une partie importante de leur vie dans ces cellules, où elles stockent le miel et le pollen, élèvent le couvain, participent au régime thermique de la colonie et, probablement, dorment aussi.

L’objectif principal est de déterminer si l’observation de l’extrémité de l’abdomen, seule partie généralement visible lorsqu’une abeille est profondément engagée dans une cellule, permet d’identifier de manière fiable le sommeil et de le distinguer d’autres comportements comme l’entretien des cellules, l’alimentation ou le chauffage du couvain.

L’étude s’appuie sur l’idée que le sommeil peut être reconnu chez l’abeille par une immobilité relative associée à une ventilation discontinue, c’est-à-dire des séries de pulsations abdominales séparées par de longues pauses.

2. Méthode

Figure 1 : Ruche d'observation avec des tranches de rayons de miel et des alvéoles exposées.
(A) Image fixe tirée d'une vidéo infrarouge d'une ruche habitée, avec l'entrée de la ruche menant à un tunnel tubulaire en bas à gauche.
(B) Les tranches de rayons ont été maintenues en place à l'aide de clous insérés dans le cadre en bois et alignées à des distances naturelles les unes des autres.
(C) Le rayon de droite a été incliné avant l'étude afin de montrer sa largeur et une partie du contenu des alvéoles, y compris le couvain operculé et non operculé. Le coin inférieur arrière de chaque rayon a été retiré afin de faciliter le déplacement des ouvrières dans la ruche. Photos de Barrett Klein.

Les auteurs ont utilisé une petite colonie installée dans une ruche d’observation spécialement aménagée, avec des tranches de rayons montrées en coupe afin de rendre visibles l’intérieur de certaines cellules. Les comportements ont été filmés au moyen d’une caméra infrarouge et d’une caméra thermique.

Quatre catégories de comportements ont été définies : sommeil, entretien des cellules (notamment nettoyage ou activité de construction), alimentation et chauffage. Le sommeil a été reconnu par une ventilation discontinue et une forte immobilité. Le chauffage a été identifié par une ventilation continue, une immobilité comparable, mais avec un thorax nettement plus chaud que l’environnement immédiat.

Les chercheurs ont réalisé 49 relevés sur 34,5 heures en observant 115 cellules visibles. Ils ont ensuite analysé un sous-ensemble d’abeilles pour décrire finement les pulsations ventilatoires et comparer la température thoracique à celle du voisinage. Enfin, un test a été mené avec 54 observateurs humains : ceux-ci devaient identifier les comportements à partir de vidéos où seul l’extrémité de l’abdomen restait visible.

3. Résultats principaux

Figure 3 : Images fixes tirées de vidéos infrarouges montrant le comportement des abeilles, toutes la tête la première à l'intérieur des alvéoles.
(A) L'abeille endormie, au centre de l'alvéole, est tournée vers la gauche, le ventre vers le haut. (B) L'abeille est en train de manger, les pièces buccales étendues et le corps moins complètement inséré dans l'alvéole ; elle est tournée vers la gauche, le ventre vers le bas.
(C) L'abeille qui se réchauffe est tournée vers la gauche, le ventre face à l'observateur (sur le côté).
(D) L'abeille endormie, au centre, est tournée vers la gauche, le ventre vers le bas, et doit être comparée à l'abeille qui se réchauffe, à droite, tournée vers la droite, le dos face à l'observateur (de profil). Toutes les autres abeilles à l'intérieur des cellules entretiennent (nettoient ou construisent) les cellules, y compris les deux visibles en (A) et les trois en (B), indiquées par des cercles noirs superposés au milieu de leur thorax. Les modifications du contraste et de la luminosité de l'image servent à mettre en évidence les abeilles endormies, en train de manger et de se réchauffer. Images de Barrett Klein.

Sur 455 événements comportementaux observés à l’intérieur des cellules, 76,4 % relevaient de l’entretien des cellules, 16,9 % du sommeil, 6,4 % du chauffage et 0,4 % de l’alimentation. Le sommeil apparaît donc comme le deuxième comportement le plus fréquemment observé dans les cellules.

Les épisodes de sommeil étaient caractérisés par des séquences de pulsations abdominales séparées par des pauses prolongées, souvent supérieures à 10 secondes. À l’inverse, les abeilles chauffantes présentaient une ventilation continue. Les intervalles courts entre les pulsations étaient comparables entre comportements, mais la présence ou l’absence de longues pauses permettait de distinguer clairement sommeil et chauffage.

Les mesures thermiques montrent que seules les abeilles chauffantes avaient une température thoracique significativement plus élevée que celle de leur environnement. Les abeilles endormies, celles occupées à l’entretien des cellules et celles qui s’alimentaient n’avaient pas de différence thermique nette avec leur voisinage immédiat.

Lorsque la visibilité était volontairement réduite à la seule extrémité de l’abdomen, les observateurs ont correctement identifié le sommeil dans 86,6 % des cas et le chauffage dans 73,0 % des cas. Les comportements d’entretien des cellules et d’alimentation étaient plus souvent confondus entre eux.

Les comportements observés dans les cellules ont été relevés aussi bien le jour que la nuit, sans différence marquée entre périodes pour le sommeil, l’entretien des cellules et le chauffage dans ce dispositif expérimental.

Vidéo 1. Vidéo infrarouge d'une abeille dormant dans une alvéole. L'abeille, au centre, est tournée vers la gauche, le ventre vers le haut. Remarquez les abeilles ouvrières qui entretiennent (nettoient ou construisent) d'autres alvéoles.

4. Interprétation et limites

Figure 9 Images fixes tirées de vidéos thermiques.
(A) Une ouvrière en train de se réchauffer à l'intérieur d'une alvéole, la tête tournée vers la gauche et une partie de l'abdomen, des ailes et des pattes arrière dépassant de l'alvéole, vers la droite.
(B) Les deux points les plus lumineux, à gauche, montrent chacun le thorax relativement chaud d'une abeille chauffant à l'intérieur d'une cellule, l'un immédiatement derrière la fenêtre en plastique de la ruche (flèche supérieure), et l'autre à une profondeur d'une cellule, visible à travers la paroi en cire d'une cellule (flèche inférieure). Ces ouvrières ont passé respectivement environ 5 minutes et 25 minutes à chauffer à l'intérieur de ces cellules.
(C) Les flèches indiquent une abeille chauffante dont la température corporelle fluctue. Le temps de chauffage total a dépassé 11 minutes.
(D) Chaque point lumineux correspond à un thorax relativement chaud,
mais celui d'une abeille qui entretient les cellules, et non qui les chauffe.

Les auteurs concluent que l’observation non invasive des mouvements ventilatoires de l’abdomen permet de repérer avec une bonne fiabilité le sommeil dans les cellules du rayon. Cette approche est particulièrement utile dans des situations où l’abeille est presque entièrement cachée.

L’étude renforce aussi l’idée que les jeunes abeilles de la ruche dorment volontiers dans les cellules, probablement davantage que les butineuses plus âgées. Les cellules pourraient offrir un lieu relativement protégé contre les perturbations, un microenvironnement favorable, ou simplement constituer un espace utilisé entre plusieurs tâches proches du nid à couvain.

Les auteurs soulignent néanmoins plusieurs limites : la colonie étudiée était petite, la ruche expérimentale différait d’une ruche standard, certaines cellules de bordure avaient été vidées pour améliorer la visibilité, et ces aménagements ont pu influencer la fréquence relative des comportements observés, notamment l’entretien des cellules, le chauffage ou le sommeil.

Ils précisent donc que les proportions mesurées ne doivent pas être généralisées sans prudence, même si les critères comportementaux permettant de distinguer sommeil et chauffage paraissent robustes.

5. Conclusion

Cette étude montre que les cellules du rayon ne servent pas uniquement au stockage et au couvain : elles constituent aussi un espace important pour des comportements d’adultes, en particulier le sommeil et le chauffage.

Chez une abeille engagée dans une cellule, la combinaison de deux indices visibles — le type de ventilation abdominale et l’absence de grands mouvements corporels — suffit le plus souvent à distinguer une abeille endormie d’une abeille chauffante. Cela ouvre la voie à des observations moins invasives du sommeil dans la colonie et à une meilleure compréhension de sa fonction dans l’organisation sociale des abeilles.

► Lire l'article en anglais

Voir aussi :

Référence source

Klein, B. A., & Busby, M. K. (2020). Slumber in a cell: honeycomb used by honey bees for food, brood, heating… and sleeping. PeerJ, 8, e9583. DOI : 10.7717/peerj.9583. :contentReference[oaicite:0]{index=0}

Chlorure de lithium : substance active contre le varroa ?

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Lithiumchlorid gegen Varroa – ein vielversprechender, aber noch experimenteller Ansatz

Deutsche Forschende haben kürzlich eine Studie zur Wirksamkeit von Lithium bei der Bekämpfung von Varroa destructor veröffentlicht. Offenbar wirkt die Zugabe von Lithium zum Futtersirup der Bienenvölker auf Varroamilben über einen bislang noch nicht vollständig verstandenen akariziden Mechanismus. Die Bienen selbst scheinen dabei keine Nebenwirkungen zu zeigen, und ihre Überlebensrate wird offenbar nicht beeinträchtigt.

Lithium, in der Humanmedizin seit Langem bekannt, erscheint damit als potenziell vielversprechende Substanz. Für die Anwendung in der Imkerei sind jedoch weitere Untersuchungen erforderlich.

Weitere Details finden sich in der Pressemitteilung der Universität Hohenheim (auf Deutsch) sowie im zugehörigen wissenschaftlichen Artikel in Scientific Reports (auf Englisch).

Der Einsatz von Lithiumchlorid gegen Varroa – vielversprechend, aber noch explorativ

Dieser Artikel analysiert aktuelle Ergebnisse zur akariziden Wirkung von Lithiumchlorid auf Varroa destructor und ordnet sie im Hinblick auf die imkerliche Praxis ein. Grundlage sind Arbeiten von Forschenden der Universität Hohenheim, die in der Fachzeitschrift „Scientific Reports“ veröffentlicht wurden.

Laborversuche an mit Varroa befallenen Arbeiterinnen zeigten eine sehr hohe Wirksamkeit von Lithiumchlorid bei gleichzeitig guter Verträglichkeit für erwachsene Bienen. Ergänzende Tests an neun Kunstschwärmen, die über Zuckersirup behandelt wurden, erreichten eine Wirksamkeit von nahezu 90 %, vergleichbar mit Ergebnissen von Oxalsäurebehandlungen. Ein möglicher Vorteil dieser Substanz liegt in ihrer Stabilität: Die Wirksamkeit scheint weder von der Temperatur noch von der Luftfeuchtigkeit abhängig zu sein – im Gegensatz zu Ameisensäure oder ätherischen Ölen. Dadurch könnte das Risiko von Königinnenverlusten reduziert werden.

Die Autoren betonen jedoch ausdrücklich den vorläufigen Charakter dieser Ergebnisse. Eine zentrale offene Frage ist die Wirksamkeit in Wirtschaftsvölkern mit Brut. Um praktisch relevant zu sein, müsste ein Behandlungseffekt über mindestens zwei Wochen anhalten, um auch Varroamilben in verdeckelten Brutzellen zu erreichen, ohne dem Brutstadium oder den adulten Bienen zu schaden.

Auch die Problematik möglicher Rückstände wird thematisiert. Da Lithiumchlorid wasserlöslich ist, erscheint eine Anreicherung im Wachs eher unwahrscheinlich. Hingegen müssen mögliche Rückstände im Honig und deren Bedeutung für die menschliche Gesundheit noch sorgfältig untersucht werden. Zudem sind Lithiums alze nicht biologisch abbaubar und könnten sich in der Umwelt anreichern.

Hinsichtlich einer möglichen Markteinführung mahnen die Autoren zur Zurückhaltung. Es werde mehrere Jahre dauern, bis ein lithiumbasiertes Tierarzneimittel gegebenenfalls zugelassen werden könne. Sie warnen ausdrücklich vor jeder improvisierten oder unkontrollierten Anwendung dieser Substanz durch Imker.

Abschließend ordnet der Artikel diese Entdeckung in den größeren Kontext der Varroabekämpfung ein. Auch wenn Lithium neue Perspektiven eröffnet, bleibt die Zucht varroaresistenter Bienen ein langfristiges Ziel. Bis dahin sollten Imker weiterhin auf bewährte und empfohlene Bekämpfungsstrategien setzen.

Fazit: Lithiumchlorid stellt einen wissenschaftlich vielversprechenden Ansatz dar, ist jedoch zum jetzigen Zeitpunkt keine unmittelbar einsetzbare Lösung für das Varroaproblem.

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Les abeilles solitaires

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Les abeilles solitaires – diversité, modes de vie et rôle écologique

Les abeilles solitaires se distinguent profondément des abeilles sociales comme Apis mellifera. Elles ne vivent pas en colonie, ne partagent pas leur nid et n’assurent pas collectivement l’élevage du couvain. Chaque femelle construit son propre nid, y dépose des provisions de pollen et de nectar, pond ses œufs et meurt sans jamais rencontrer sa descendance. La majorité des espèces sont inoffensives et peu agressives.

Malgré leur discrétion, les abeilles solitaires jouent un rôle majeur dans la pollinisation. Certaines espèces sont très spécialisées et particulièrement efficaces sur des plantes ou familles botaniques précises. Elles nichent dans une grande variété de milieux : sol nu, bois mort, tiges creuses, coquilles d’escargots ou cavités artificielles. Les matériaux de construction sont tout aussi variés : terre argileuse, feuilles découpées, poils végétaux, résine ou sécrétions imperméabilisantes.

Le document présente plusieurs espèces emblématiques. Les osmies, actives dès le début du printemps, sont d’excellentes pollinisatrices des vergers. Le xylocope creuse des galeries dans le bois tendre. L’abeille découpeuse (Megachile) utilise des fragments circulaires de feuilles pour fabriquer ses cellules. Les abeilles coucous sont parasitaires et exploitent les nids d’autres espèces.

Sont également décrites l’abeille cotonnière (Anthidium), dont les mâles défendent des territoires, l’abeille de la sueur (Halictus), sensible aux signaux olfactifs et parfois capable de parthénogenèse, la petite abeille résine (Heriades) qui protège ses nids avec de la résine, et l’abeille cellophane (Colletes), qui imperméabilise ses cellules contre l’humidité.

Conclusion : les abeilles solitaires constituent un groupe extrêmement diversifié et essentiel pour la pollinisation. Leur préservation passe par la diversité florale, la disponibilité de sites de nidification et la conservation de milieux naturels variés. Elles complètent de manière indispensable le rôle des abeilles domestiques.

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► Voir documentaire: Les abeilles sauvages

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L'année apicole du débutant

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

L’année apicole du débutant – comprendre le rythme biologique de la colonie

Ce guide pédagogique présente l’année apicole comme une succession de phases biologiques étroitement liées au cycle de développement de la colonie d’abeilles. Il s’adresse aux débutants et vise à leur faire comprendre que chaque intervention apicole doit être adaptée au moment de l’année et à l’état physiologique de la colonie.

Le cycle débute à la fin de l’hiver. Dès janvier ou février, la reine reprend progressivement la ponte alors que la colonie dépend encore entièrement de ses réserves. Les besoins énergétiques augmentent fortement en raison du couvain. L’apiculteur doit se limiter à l’essentiel : surveillance des réserves, observation du vol et nourrissement d’urgence si nécessaire. Toute perturbation excessive accroît la consommation de nourriture.

Au printemps (mars–avril), le couvain se développe rapidement et la population augmente fortement. Les ressources florales restent parfois irrégulières. Cette période conditionne le potentiel futur de la colonie. Les priorités sont l’apport d’espace, l’évaluation de la qualité du couvain et la prévention de l’essaimage par une conduite adaptée.

Le début de l’été (mai–juin) correspond au pic de développement. Les colonies sont très fortes et l’essaimage devient fréquent. Les activités principales sont la surveillance de l’essaimage, la récolte du miel et la constitution d’essaims artificiels. Le document rappelle que l’essaimage est un phénomène naturel qu’il convient d’anticiper et de maîtriser.

Après la miellée principale (juillet), la priorité passe de la production à la préparation de l’hivernage. La lutte contre le varroa devient centrale, car elle conditionne la qualité des abeilles d’hiver. Les conséquences d’un traitement insuffisant apparaissent souvent plusieurs mois plus tard.

En fin d’été et en automne (août–octobre), le nourrissement permet de constituer les réserves nécessaires. La ponte diminue, la colonie se réorganise en vue de l’hiver. Les interventions doivent être de plus en plus limitées.

L’hiver (novembre–décembre) est une période de repos. La colonie vit en grappe hivernale et l’apiculteur privilégie l’observation à toute manipulation.

Conclusion : l’apiculture réussie repose sur la compréhension du cycle annuel de la colonie. Respecter le rythme biologique des abeilles permet de réduire les erreurs, de limiter les interventions inutiles et d’assurer des colonies durables et équilibrées.

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Lutte contre le varroa: l’interruption estivale de couvain

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

L’interruption artificielle de ponte et le retrait de couvain en cours de saison visent à interrompre le cycle de reproduction de varroa ou à supprimer une partie de sa population tout en maitrisant l’essaimage. Ces approches sont déjà bien intégrées dans les pratiques apicoles, mais restent encore relativement confidentielles hors de l’Italie ou de l’Allemagne pour les méthodes de piégeage visant à se passer complètement de traitement médicamenteux. Leur adaptation à différents contextes d’apiculture et de conditions d’emploi pose encore question. L’expérimentation coordonnée par l’Institut de l’abeille de Kirchhain (Allemagne) dans le cadre du groupe de travail « Varroa Control » de Coloss s’est déroulée en 2016 et 2017 et visait à comparer différentes méthodes d’interruption de couvain, dans différents contextes et procédures de lutte. Au total, 370 colonies situées sur 11 emplacements dans 10 pays d’Europe ont été mobilisées.

1. Un protocole commun d’évaluation de l’efficacité des traitements anti-varroa

Les participants pouvaient choisir les modalités à tester dans une liste de procédures de traitements établie par le groupe de travail Coloss, selon leurs moyens et les opportunités d’utilisation dans leur pays, mais en intégrant systématiquement une modalité de référence commune à tous les ruchers expérimentaux (Tableau 1). La participation de l’ITSAP en fin d’été 2016 a consisté à tester sur 2 groupes de 10 colonies situées à Avignon :

I) le retrait complet du couvain
Ii) la modalité de référence : encagement de la reine associé à un dégouttement d’une solution à 4,2% d’AO (Api-bioxal®) à sa libération.

Le protocole commun appliqué par chaque participant européen a consisté à :

Evaluer l’efficacité des modalités de traitement testées : dénombrement des chutes de varroas sur lange, pendant le traitement et durant un traitement de contrôle (un médicament AMM au choix : Apivar®, Apistan®, Apitraz®, Bayvarol® ou CheckMite®),
Contrôler les risques induits sur les colonies : survie des reines jusqu’au printemps suivant, quantification visuelle du nombre d’abeilles dans les ruches avant et 70 jours après le traitement,
Objectiver la praticité des procédures de traitements avec le temps passé à l’application.

Deux types d’utilisation de l’interruption de couvain ont été testés : par encagement de reine en association avec l’emploi d’AO ou bien avec des méthodes biomécaniques utilisant le piégeage dans le couvain d’ouvrières, visant généralement à se passer de l’usage d’un médicament.

2. Résultats de l’association encagement de reine et emploi d’acide oxalique

L’efficacité est calculée par le ratio entre les chutes de varroas dénombrées pendant la durée du traitement et le nombre total de varroas au cours du traitement et du traitement de contrôle. L’efficacité de l’emploi d’AO après encagement dépend de la méthode employée (dose, quantité et mode d’application cf Tableau 1), du rucher (et sa localisation en Europe) ainsi que d’une interaction entre ces deux facteurs, mais reste invariable sur les deux années d’expérimentation. Suite à l’encagement de la reine, l’utilisation d’acide oxalique à 4,2%, par dégouttement ou par sublimation a donné les meilleurs résultats avec en moyenne des efficacités comparables de 89,57% (résultats de 70,94 à 99,89%) et 88,25% (72,37 à 98,78%) respectivement. L’emploi d’une solution d’AO moins concentré (2,5%) réduit significativement l’efficacité moyenne obtenue à 80,60% (67,63 à 98,29%) et 48,16% (39,74 à 56,58%) pour une quantité appliquée par intercadre de 8 ou 5 ml respectivement. L’encagement n’a pas donné lieu à une augmentation de la mortalité des reines au cours des deux saisons de test. L’évolution des populations d’abeilles n’est pas significativement différente selon la méthode d’interruption de couvain employée (encagement + AO, PCO ou retrait complet du couvain), mais est impactée différemment selon la localisation et l’année d’expérimentation (selon les conditions estivales locales). Enfin ces méthodes sont celles nécessitant le temps de mise en œuvre le moins important : allant de 19 minutes (moyenne par colonie) pour le dégouttement à 23 minutes lors de l’emploi d’un sublimateur. Ces données restent cependant à relativiser. En effet, le temps nécessaire à l’encagement de la reine dépend de l’expérience du manipulateur et de l’éventuelle facilitation par marquage préalable des reines, des facteurs qui n’ont pas été pris en compte dans ce travail.

3. Résultats des approches employant des cadres pièges (PCO et retrait complet du couvain)

Etant donné qu’une partie des varroas retirés par piégeage dans les cadres de couvain ne sont pas dénombrés, l’efficacité de ces méthodes est évaluée à partir du nombre de chutes de varroas suite au traitement de contrôle. Les niveaux de varroas résiduels de ces méthodes biomécaniques ne sont pas significativement différents entre elles et en comparaison avec le traitement de référence employant un dégouttement d’AO à 4,2%. Pour information les chutes les plus importantes sont observées suite à l’emploi de cadres pièges (CP classique) et les plus faibles avec la méthode de retrait complet du couvain. Ces méthodes n’ayant pas recours à l’emploi d’acaricide, leur efficacité doit être encore améliorée par l’usage combiné d’acide oxalique. Le traitement par couvain piège simplifié a induit une plus grande diminution de la population d’abeilles dans les colonies, mais cette différence n’est pas statistiquement significative. Il est intéressant de noter que, dans d’autres études sur le retrait de couvain, la technique de retrait total de couvain en saison n’a pas affaibli les colonies qui ont pu compenser la dépression en population dans un délai de deux mois. Enfin la méthode du couvain piège classique est celle nécessitant le plus de temps de mise en œuvre : 40 minutes par colonie en moyenne, quand la technique du cadre piège simplifié ne nécessite que 14 minutes.

4. Pourquoi et comment utiliser des techniques d’interruption estivale de couvain ?

Les résultats de cette étude, la première à tester l’interruption estivale de couvain à l’échelle européenne, valident l’efficacité de ces procédés de lutte contre varroa tout en précisant certains éléments (efficacité, impact sur la dynamique des colonies, temps de mise en œuvre) nécessaires pour envisager leur intégration dans ses propres pratiques apicoles. Les principaux freins à l’emploi de ces méthodes résident en premier lieu dans leur aspect chronophage et dans le fait qu’elles impliquent pour certaines de retirer un grand nombre de cadres de couvain, ce qui peut être problématique sur des cheptels importants. Leur mise en œuvre en période estivale participe cependant à la multiplication du cheptel, mais nécessite alors une intervention anti-varroa spécifique lorsque tout le couvain aura émergé. Par ailleurs, les risques de pillage ne doivent pas être négligés, en particulier pour la méthode de retrait complet du couvain nécessitant d’importantes manipulations de cadres, mais ces risques peuvent être réduits en intervenant pendant les périodes de moindre activité des abeilles (tôt ou tard en journée, selon la météo, etc.). Leur application à large échelle nécessitera surement des modifications de pratique comme adapter la taille des ruchers et le soustraire aux risques de réinvasion en période automnale.

Ces résultats viennent en conforter d’autres qui démontrent l’absence d’impact sur les capacités de production des colonies lorsque le timing d’encagement est optimisé. Ces études permettent d’envisager plus globalement le développement des techniques de gestion du couvain (par interruption ou redistribution pour renforcer d’autres colonies) pour conduire la dynamique des colonies comme par exemple réguler l’essaimage, faire face à une fluctuation des ressources ou encore libérer les ouvrières des soins à apporter au couvain et concentrer les forces de la colonie sur la récolte…

Enfin, les méthodes employant un cadre piège sont d’un intérêt particulier pour les apiculteurs en AB, mais aussi tous ceux désirant réduire voir arrêter l’emploi de traitement acaricide. En particulier, la gestion de l’infestation en varroa est plus sensible pour les colonies éleveuses de mâles et il a été démontré que le parasitisme des pupes de faux-bourdons impacte à long terme leur production de spermatozoïdes, leur capacité de vol et leur espérance de vie. Ainsi l’infestation des colonies à mâles créé une pression de sélection favorisant le taux de reproduction des colonies les moins sensibles. Ce mécanisme est contre balancé par l’emploi de substances acaricides, dont les traitements hivernaux, en permettant la survie de colonies sensibles. La transition vers des méthodes de lutte uniquement basées sur des méthodes d’interruption de couvain en cours de saison, sans emploi de substance acaricide, pourrait participer l’établissement à plus large échelle de populations d’abeilles tolérantes et contribuer à une maitrise durable du parasite.

Tableau 1 : Liste des procédures de traitements testés (Büchler et al., 2020)

1) R. Büchler et al. (2020): Summer brood interruption as integrated management strategy for effective Varroa control in Europe.

2) Pour plus d’informations sur le groupe de travail « Varroa control » voir : https://coloss.org/articles/1109/

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Faux bourdons, l’indispensable luxe...

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Les faux-bourdons – un luxe indispensable pour la colonie

Cet article de synthèse analyse le rôle des faux-bourdons dans la colonie d’abeilles mellifères en soulignant le paradoxe entre leur coût élevé et leur importance biologique. Les mâles ne participent ni à la récolte ni à l’entretien de la ruche et dépendent entièrement des ouvrières pour leur alimentation. Pourtant, ils sont essentiels à la reproduction, leur unique fonction étant la transmission des gènes.

La compétition pour la fécondation est extrême. Sur les lieux de congrégation, une reine vierge peut faire face à des dizaines de milliers de mâles, dont seule une poignée parviendra à copuler. La sélection favorise donc des faux-bourdons performants : grands yeux sensibles à l’ultraviolet et au bleu, antennes allongées, forte puissance de vol et organes génitaux capables de produire de grandes quantités de sperme. La taille corporelle est directement liée au volume séminal et donc à la contribution génétique.

Cette performance implique un investissement considérable. Les larves de mâles consomment près de deux fois plus de sucres et plus du double de pollen que les larves d’ouvrières. Adultes, les faux-bourdons possèdent un appareil digestif peu efficace : ils assimilent mal le pollen et sont nourris en permanence par les nourrices. La colonie agit ainsi comme un super-organisme digestif.

Des expériences de terrain montrent que cet investissement réduit la production de miel. Les colonies élevants beaucoup de mâles récoltent nettement moins, l’élevage et l’entretien des faux-bourdons pouvant représenter une dépense annuelle de 15 à 20 kg de miel.

La production de mâles est donc strictement régulée. Elle dépend de la force de la colonie, de la saison et surtout de la disponibilité des ressources. En cas de disette, le couvain mâle est le premier sacrifié : les nourrices reconnaissent précocement les larves mâles et les éliminent préférentiellement. Les faux-bourdons adultes sont également expulsés lorsque leur coût dépasse le bénéfice attendu.

Cette régulation repose sur des mécanismes décentralisés. La présence de cellules de mâles existantes freine la construction de nouvelles cellules, à condition que les ouvrières y aient accès direct. La reine n’intervient que marginalement dans ce processus, l’essentiel des décisions étant pris par les ouvrières en fonction des signaux locaux.

Les colonies bourdonneuses font figure de cas particulier. Elles tolèrent plus longtemps les mâles et produisent même de petits faux-bourdons issus d’œufs d’ouvrières. Bien que plus petits, ces mâles sont fertiles et peuvent constituer une ultime chance de transmission génétique, ce qui présente un intérêt potentiel en sélection apicole.

Conclusion : les faux-bourdons représentent un luxe coûteux mais indispensable. Leur production résulte d’un compromis fin entre survie et reproduction. En pratique, l’apiculteur a intérêt à gérer, et non à supprimer, la production de mâles, notamment dans une optique de sélection et de conduite raisonnée des colonies.

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Voir aussi :

L’élevage de Faux-bourdons

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

La détermination du caste dépend de trois choses: du type d’oeuf (fécondé ou non fécondé), de la nourriture donnée aux larves et du type de cellule dans laquelle l’oeuf a été pondu. Le faux-bourdon, lui, est issu d’un oeuf non fécondé pondu dans une cellule de mâle. Une fois pondu, un mâle met vingtquatre jours à se développer en passant par quatre stades.

L’élevage des faux-bourdons – biologie, génétique et pratiques apicoles

Ce document constitue une synthèse complète sur le faux-bourdon (Apis mellifera), abordant sa biologie, sa morphologie, son rôle génétique et les méthodes pratiques d’élevage. Le faux-bourdon provient d’un œuf non fécondé (haploïde) pondu dans une cellule de mâle et met environ 24 jours pour atteindre le stade adulte. Sa fonction principale est la transmission du patrimoine génétique maternel lors de la fécondation des reines.

Le cycle biologique est décrit avec précision : après l’éclosion, la larve est nourrie par les ouvrières, puis se transforme en nymphe avant d’émerger comme insecte parfait. La maturité sexuelle est atteinte environ 12 à 15 jours après la naissance. Les faux-bourdons participent alors aux vols vers les aires de congrégation (DCA), où se déroulent les accouplements. Les mâles meurent peu après la fécondation.

Sur le plan morphologique, le faux-bourdon se distingue par sa grande taille, ses yeux très développés, ses antennes riches en récepteurs sensoriels et l’absence de dard. Il ne possède ni glandes cirières ni organes de récolte du pollen ; ses organes génitaux occupent une grande partie de l’abdomen.

L’ouvrage met en évidence le rôle fondamental des faux-bourdons en sélection génétique. Leur statut haploïde permet une transmission directe des gènes, ce qui est exploité pour améliorer la productivité, la douceur, la résistance aux maladies ou la stabilité des lignées. Les bases de la génétique (haploïdie, diploïdie, dominance, homo- et hétérozygotie) sont expliquées de manière accessible.

Plusieurs méthodes d’élevage de mâles sont détaillées selon l’objectif poursuivi : rucher de fécondation, station de fécondation isolée ou insémination artificielle. Ces méthodes nécessitent des colonies fortes, bien nourries et peu infestées par le varroa. Des techniques permettent d’obtenir des mâles très tôt ou de les maintenir tard en saison.

Enfin, l’impact du varroa sur les faux-bourdons est clairement démontré. Une infestation larvaire entraîne une baisse marquée de la production de spermatozoïdes et une diminution importante des performances de vol, compromettant la qualité de la fécondation.

Conclusion : l’élevage raisonné de faux-bourdons est une composante essentielle de l’apiculture de sélection. Il conditionne la réussite de la fécondation, la qualité génétique des reines et la durabilité des lignées apicoles.

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Les bandes fleuries favorisent les abeilles

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Les bandes fleuries – un levier efficace pour soutenir les pollinisateurs

Cet article analyse l’effet des bandes fleuries aménagées dans le paysage agricole sur les abeilles domestiques et les abeilles sauvages non spécialisées. Le contexte est celui du « trou de miellée » estival, entre fin mai et fin juillet, période durant laquelle le manque de fleurs constitue un facteur de stress majeur pour les pollinisateurs.

Entre 2011 et 2015, la Haute école des sciences agronomiques, forestières et alimentaires (HAFL) a développé et testé plusieurs mélanges de semences destinés aux bandes fleuries. L’objectif était d’assurer une floraison continue pendant l’été, fournissant pollen et nectar aux abeilles domestiques, aux abeilles sauvages polylectiques et à des auxiliaires agricoles importants comme les syrphes et les punaises prédatrices. Les espèces végétales sélectionnées (phacélie, sarrasin, trèfles, bleuet, coquelicot, etc.) répondaient également à des contraintes agronomiques strictes.

Des comparaisons menées sur 13 sites ont montré que, durant la pleine floraison, les bandes fleuries attirent davantage d’abeilles domestiques et sauvages que les prairies extensives et, selon les périodes, autant ou plus que les jachères florales. Les analyses de pollen indiquent que les abeilles domestiques exploitent activement ces bandes et y récoltent des quantités importantes de pollen et de nectar.

Les bandes fleuries hébergent une diversité élevée d’abeilles sauvages, majoritairement des espèces non spécialisées, dont plusieurs figurent parmi les espèces clés pour la pollinisation. Elles sont également attractives pour divers auxiliaires de l’agriculture, contribuant potentiellement à la régulation des ravageurs.

Une étude de cas réalisée en 2015 sur le bourdon terrestre (Bombus terrestris) a montré que la proximité d’une bande fleurie influence positivement le développement des colonies : plus la distance à la bande augmente, plus le nombre de cellules de couvain diminue.

Conclusion : les bandes fleuries constituent une mesure ciblée et efficace pour améliorer l’offre alimentaire des pollinisateurs durant la période critique de l’été. Elles soutiennent les abeilles domestiques et les abeilles sauvages non spécialisées, tout en complétant les autres surfaces de promotion de la biodiversité sans s’y substituer.

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Voir aussi :

La colonie face au varroa : résistance, résilience et limites de la sélection

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

0. Introduction : une question qui ne se réduit pas à un sigle

Objectif
Poser le cadre de l’article : montrer que la résistance au varroa ne se résume ni à un sigle, ni à un trait unique, mais à la capacité d’une colonie à freiner durablement la croissance de la population de varroas et à rester viable jusqu’à l’hivernage.

Tout apiculteur qui s’intéresse à la sélection finit par croiser des termes comme VSH, MNR ou DMR. Ces sigles circulent dans les revues, dans les programmes de sélection et jusque dans les conversations de rucher. Ils donnent parfois l’impression qu’il existerait des abeilles fondamentalement différentes des autres, capables de « résister » à l’acarien varroa grâce à un mécanisme précis, mesurable et transmissible. La réalité est à la fois plus nuancée et plus intéressante.

Ce que la littérature scientifique récente a progressivement montré, c’est qu’aucun trait isolé ne suffit à expliquer pourquoi certaines colonies contiennent mieux la progression du parasite que d’autres. Ce qui compte, au fond, c’est une dynamique : la capacité d’une colonie à freiner durablement la croissance de la population de varroas au fil de la saison et à aborder l’hivernage dans un état encore viable. Les mécanismes qui y contribuent sont multiples, partiellement liés entre eux, et aucun d’eux ne constitue, à lui seul, une solution.

Cet article propose un état des connaissances sur cette question, à l’intention des apicultrices et apiculteurs qui souhaitent comprendre de quoi il retourne réellement, sans simplification abusive mais sans jargon inutile. Il s’appuie sur plusieurs travaux de référence récents (Guichard et al., 2020 ; Mondet et al., 2020 ; Sprau et al., 2024 ; Scaramella et al., 2023 ; von Virag et al., 2022) et distingue, autant que possible, ce qui est solidement étayé, ce qui reste discuté et ce qui relève encore davantage d’une piste prometteuse que d’une démonstration aboutie.

1. Résistance, tolérance, résilience : trois mots pour des réalités différentes

Objectif
Clarifier trois notions souvent confondues et montrer pourquoi cette distinction a des conséquences pratiques pour l’évaluation des colonies et pour la sélection.

Avant d’entrer dans les mécanismes, il faut clarifier les mots. Dans la presse apicole comme dans les discussions de terrain, les termes résistance, tolérance et résilience sont souvent employés comme s’ils désignaient la même chose. Ce n’est pas le cas, et cette confusion a des conséquences pratiques réelles.

La résistance désigne les mécanismes par lesquels une colonie réduit activement la charge parasitaire ou freine la reproduction du varroa. Une colonie résistante n’est donc pas une colonie qui subit simplement mieux l’infestation : elle agit, directement ou indirectement, sur le succès du parasite.

La tolérance décrit autre chose. Une colonie tolérante peut supporter une charge parasitaire relativement élevée sans s’effondrer immédiatement. Elle ne contrôle pas nécessairement bien le parasite, mais elle amortit mieux les dommages, par exemple grâce à une meilleure gestion de la pression virale ou à d’autres mécanismes compensatoires encore imparfaitement compris. Une colonie qui « tient » malgré un niveau d’infestation élevé n’est donc pas forcément une bonne source génétique pour la sélection si cette survie repose sur la tolérance plutôt que sur une limitation réelle de la progression du parasite (Guichard et al., 2020 ; Mondet et al., 2020).

La résilience, enfin, est un terme plus large. On peut l’entendre ici comme la capacité d’une colonie à encaisser une pression parasitaire, à en limiter les effets fonctionnels — sur la démographie, la production, la vitalité et la survie hivernale — puis à retrouver un fonctionnement viable à l’échelle de la saison. Le terme est utile, justement, parce qu’il attire l’attention sur le résultat final plutôt que sur un mécanisme particulier.

Pourquoi cette distinction importe-t-elle au rucher ? Parce qu’une colonie qui survit n’est pas nécessairement une colonie qui contrôle bien le parasite. Si l’on sélectionne uniquement sur la survie d’une année à l’autre, on risque de retenir indistinctement des colonies réellement résistantes et des colonies surtout tolérantes, alors que ces deux profils n’ont pas les mêmes implications à long terme pour le rucher et pour les ruchers voisins. Les travaux récents insistent précisément sur ce point : survivre ne suffit pas à dire comment une colonie tient face au parasite (Guichard et al., 2020 ; Mondet et al., 2020).

Un dernier mot sur le terme immunité. Il circule parfois dans les discussions apicoles par analogie avec les mammifères. Il vaut mieux l’éviter ici : les mécanismes de défense contre Varroa destructor chez Apis mellifera ne relèvent pas d’une immunité adaptative au sens strict. Parler de résistance comportementale, de mécanismes de défense de la colonie, ou nommer directement les traits concernés est plus rigoureux et moins trompeur.

2. Les mécanismes en discussion : comportements, résultats, traits du couvain

Objectif
Présenter les principaux mécanismes aujourd’hui discutés — VSH, MNR, DMR, recapping et traits du couvain — en distinguant clairement comportement des ouvrières, phénotype observé et niveau d’action.

La littérature distingue aujourd’hui plusieurs niveaux d’action qu’il est important de ne pas confondre : certains termes décrivent un comportement des ouvrières, d’autres un résultat observé sur la reproduction de l’acarien varroa, d’autres encore des caractéristiques du couvain. C’est précisément parce que ces niveaux ont souvent été mélangés que la discussion paraît parfois confuse (Guichard et al., 2020 ; Sprau et al., 2024).

2.1 Le VSH : un comportement, pas un résultat

Le VSH (Varroa Sensitive Hygiene) désigne un comportement hygiénique ciblé : des ouvrières détectent du couvain operculé infesté, désoperculent la cellule puis éliminent la nymphe ou l’acarien. Ce comportement agit directement là où le parasite se reproduit, ce qui explique son intérêt dans la recherche et dans les programmes de sélection (Panziera et al., 2017 ; Guichard et al., 2020).

Mais le VSH reste un comportement, pas une garantie de résistance à lui seul. Une colonie qui obtient un bon score VSH dans un test n’a pas automatiquement une dynamique d’infestation faible au cours de la saison. Le comportement peut être présent sans que son effet soit suffisant, ou sans qu’il s’exprime avec la même intensité dans les conditions réelles du rucher. Il ne faut donc pas confondre un score VSH et le résultat final sur la progression du parasite.

2.2 MNR et DMR : mesurer ce qu’on observe, sans préjuger de la cause

Le MNR (Mite Non-Reproduction) et le DMR (Decreased Mite Reproduction) décrivent quant à eux un résultat observé : une proportion élevée d’acariens qui ne produisent pas de descendance normale dans les cellules examinées. Ces termes sont utiles précisément parce qu’ils décrivent le phénomène sans imposer une cause unique.

Un taux élevé de MNR peut refléter l’effet d’un comportement de type VSH, de traits propres au couvain, de facteurs liés à l’acarien lui-même, ou d’une combinaison de ces éléments. C’est là une distinction essentielle : le VSH nomme un comportement, alors que le MNR nomme ce qu’on observe dans les cellules après coup. Les deux peuvent être liés, mais ils ne sont ni synonymes ni systématiquement corrélés (Eynard et al., 2020 ; Sprau et al., 2024).

Le DMR a été proposé pour affiner encore la terminologie. Il remplace ou précise l’ancien terme SMR (Suppressed Mite Reproduction), jugé trop suggestif sur le plan mécanistique, car le mot « suppression » laissait entendre qu’un processus actif unique était nécessairement en cause. Le DMR permet de parler plus neutralement d’une baisse de la reproduction du parasite, quelle qu’en soit l’origine (von Virag et al., 2022).

2.3 SMR, MNR, DMR : pourquoi les noms ont changé

Le terme SMR a longtemps servi à désigner une réduction du succès reproducteur du varroa. Il a progressivement été remplacé par MNR et DMR pour deux raisons. D’abord, parce que le mot « suppression » suggérait un mécanisme précis là où plusieurs causes peuvent produire le même résultat. Ensuite, parce que les termes plus récents distinguent mieux ce qu’on mesure — un phénotype observé — de ce qui le provoque.

Pour l’apiculteur qui lit des études plus anciennes ou des documents de sélection, cela implique une vigilance simple : quand le terme SMR apparaît, il faut vérifier ce que les auteurs entendent réellement par là. Selon les époques et les contextes, il n’a pas toujours recouvert exactement la même réalité.

2.4 Le recapping : un comportement associé, mais d’interprétation délicate

Le recapping désigne l’ouverture d’une cellule operculée par les ouvrières, suivie de sa refermeture, sans élimination systématique de la nymphe. Ce comportement est régulièrement observé dans des populations ou lignées considérées comme plus résistantes, et plusieurs travaux montrent qu’il possède une héritabilité mesurable (Gabel et al., 2023).

Son interprétation reste toutefois plus délicate que celle du VSH. Selon les études, le recapping peut être associé à une meilleure résistance, mais il peut aussi refléter une réponse à une pression parasitaire plus élevée. Autrement dit, sa fréquence peut parfois signaler une vigilance utile, parfois une forte infestation. Le lien avec une réduction effective de la reproduction du varroa est documenté dans certaines études (Morin & Giovenazzo, 2023), mais son poids propre, indépendamment des autres mécanismes, reste difficile à isoler. À ce stade, il semble donc raisonnable de le considérer comme un indicateur complémentaire, mais pas comme un critère principal de sélection à lui seul.

2.5 Les traits du couvain : un niveau souvent sous-estimé

L’un des apports majeurs des travaux récents est de montrer que la résistance ne se joue pas uniquement dans les comportements des abeilles adultes. Des caractéristiques du couvain lui-même — durée de la phase operculée, composition chimique, signaux olfactifs ou autres propriétés physiologiques — peuvent influencer le succès reproducteur du varroa.

Scaramella et al. (2023) ont montré, à partir de populations naturellement survivantes en Scandinavie et en France, que certains traits du couvain peuvent contribuer à réduire la réussite reproductive du varroa, au-delà de ce qui serait expliqué par les seuls comportements des abeilles adultes. Cette observation change profondément la lecture du problème : elle oblige à considérer que le MNR ou le DMR peuvent émerger par plusieurs voies biologiques distinctes, et pas seulement comme un sous-produit du VSH.

Pour l’apiculteur, cela signifie qu’une évaluation de la résistance fondée uniquement sur les comportements visibles des ouvrières risque de manquer une partie importante de l’image.

3. Des mécanismes liés, mais aucun trait miracle

Objectif
Montrer que les mécanismes aujourd’hui discutés peuvent se recouper, mais qu’aucun d’eux ne suffit à lui seul pour expliquer ou garantir la résistance d’une colonie au varroa.

Le point central de la littérature récente peut se résumer ainsi : les mécanismes qui contribuent à la résistance au varroa sont partiellement liés, mais aucun d’eux ne suffit, à lui seul, à expliquer le comportement d’une colonie face au parasite.

Plusieurs travaux montrent que le VSH et le MNR ne sont ni synonymes ni systématiquement corrélés. Une colonie peut exprimer un comportement hygiénique marqué sans présenter automatiquement un niveau élevé de non-reproduction du varroa — et l’inverse est également possible (Eynard et al., 2020 ; Sprau et al., 2024). Cela ne signifie pas que le VSH soit sans effet. Dans certaines lignées, il contribue clairement à limiter la réussite reproductive du parasite. Mais la relation n’est ni générale ni suffisante à elle seule.

Les travaux sur les traits du couvain ajoutent une dimension supplémentaire : la réduction du succès reproducteur du varroa peut venir d’un niveau que le VSH ne couvre pas. Et le recapping, bien qu’héritable et associé à la résistance dans certaines études, présente des résultats variables selon les populations et les contextes d’évaluation (Gabel et al., 2023 ; Guichard et al., 2020).

La conclusion qui s’impose est donc simple : la résistance observée dans les colonies les plus performantes semble émerger d’une combinaison de mécanismes — comportementaux, liés au couvain, relevant de l’interaction entre l’hôte et le parasite — plutôt que d’un trait dominant. C’est précisément pour cette raison que les approches actuelles les plus rigoureuses s’éloignent des explications mono-trait et accordent plus d’importance aux combinaisons d’indicateurs et aux résultats réels à l’échelle de la colonie (Guichard et al., 2020 ; Sprau et al., 2024).

Pour l’apiculteur ou l’apicultrice qui évalue ses colonies, cela a une implication directe : une colonie présentant un bon score sur un seul trait n’est pas nécessairement une colonie résistante. Ce qu’il faut regarder, c’est la dynamique d’ensemble.

4. Ce qui compte vraiment : freiner la croissance du varroa à l’échelle de la colonie

Objectif
Déplacer la focale du trait isolé vers le critère biologiquement et apicolement le plus pertinent : la capacité d’une colonie à ralentir durablement la croissance de la population de varroas et à aborder l’hivernage dans un état encore viable.

Au niveau du rucher, le critère le plus pertinent n’est pas la présence isolée d’un trait comportemental, mais la capacité d’une colonie à ralentir durablement la croissance de la population de varroas au fil de la saison. C’est ce point qui relie le mieux les mécanismes décrits plus haut à un résultat biologiquement et apicolement pertinent : moins de multiplication du parasite, moins de pression virale — notamment moins de DWV — et davantage de chances d’arriver à l’hivernage avec une colonie encore fonctionnelle.

Les populations naturellement survivantes décrites en Europe vont dans ce sens. En Norvège, des colonies suivies sans traitement pendant plus de 17 ans ont montré qu’une survie durable peut s’installer sous sélection naturelle, avec comme facteur clé une réussite reproductive réduite du varroa (Oddie et al., 2017). En Suède, les colonies survivantes étudiées à Gotland présentaient elles aussi des caractéristiques compatibles avec une relation hôte-parasite plus équilibrée, notamment une réduction du succès reproducteur de l’acarien (Locke & Fries, 2011). Ces exemples ne constituent pas des recettes directement transposables, mais ils montrent qu’une autre dynamique est biologiquement possible.

Des travaux de sélection expérimentale confirment l’intérêt de ce critère à l’échelle de la colonie. De La Mora et al. (2024) ont sélectionné des lignées divergentes sur la croissance de la population de varroas pendant trois générations. Dans leurs conditions expérimentales, les lignées sélectionnées pour une faible croissance du parasite ont montré des niveaux d’infestation d’environ 90 % inférieurs à ceux des lignées opposées, accompagnés de niveaux de DWV réduits et d’une meilleure survie hivernale. Ce résultat est important parce qu’il montre qu’un critère mesuré à l’échelle de la colonie intègre plusieurs mécanismes partiels plus efficacement qu’un marqueur comportemental unique.

Cette perspective aide aussi à éviter une confusion fréquente : confondre survie et bonne maîtrise du parasite. Une colonie peut tenir un certain temps malgré une pression parasitaire forte — par tolérance, par équilibre transitoire, ou simplement parce que les conditions ont été momentanément favorables. Cela ne suffit pas à en faire un bon modèle de sélection. Dans une perspective apicole rigoureuse, le point décisif n’est donc pas seulement qu’une colonie survive, mais qu’elle le fasse en contenant la progression du varroa à un niveau plus bas et plus durable.

Pour l’apiculteur qui suit ses colonies, cela oriente l’attention vers des critères concrets : l’évolution du niveau d’infestation au cours de la saison, les différences entre colonies d’un même rucher, et la capacité à passer l’hiver sans intervention de sauvetage tardive. Ces données ne remplacent pas les tests comportementaux, mais elles donnent une image plus directe de ce qui se passe réellement.

5. Que peut réellement la sélection — et où sont ses limites ?

Objectif
Évaluer ce que la sélection pour la résistance au varroa peut raisonnablement apporter aujourd’hui, en tenant compte de ses progrès réels, de ses contraintes méthodologiques et de ses limites pratiques.

La sélection pour améliorer la résistance au varroa est une voie sérieuse. Mais elle doit être présentée avec une prudence proportionnée aux données disponibles — et ces données sont à la fois encourageantes et nuancées.

5.1 Des progrès réels, mais lents

Plusieurs décennies de programmes de sélection ont permis des avancées réelles dans la compréhension des mécanismes et dans l’identification de lignées plus performantes. Les études sur les populations survivantes nordiques, les travaux de sélection divergente et les analyses génomiques en cours montrent que la résistance est un caractère héritable et sélectionnable (Guichard et al., 2020 ; Mondet et al., 2020).

Mais ces mêmes synthèses convergent aussi sur un point : malgré ces progrès, il n’a pas été possible de « résoudre » globalement le problème du varroa par les seuls traits de résistance. Cela ne signifie pas que la sélection échoue, mais qu’elle progresse dans un cadre biologique complexe, fortement dépendant du contexte, et que ses effets s’inscrivent dans le temps long plutôt que dans l’horizon de la prochaine saison.

5.2 Le premier obstacle : la difficulté de mesure

Les traits les plus discutés — notamment le VSH et le MNR — sont coûteux à mesurer. Ils demandent des protocoles lourds, des observations minutieuses et des conditions d’évaluation standardisées. Une étude récente sur la sélection séparée du MNR et du VSH a mis en évidence une forte variance dans les générations suivantes ainsi qu’un investissement en temps élevé pour l’évaluation, ce qui limite la mise en œuvre à grande échelle dans des programmes pratiques (Sprau et al., 2024).

Concrètement, cela signifie que ces marqueurs restent difficiles à utiliser pour un sélectionneur individuel ou pour une petite structure, et que leur intérêt dépend fortement des moyens disponibles pour les mesurer correctement.

5.3 Le deuxième obstacle : la répétabilité biologique

Les indicateurs fondés sur la reproduction du varroa présentent aussi des limites de répétabilité. Les résultats ne deviennent pas automatiquement plus robustes simplement parce qu’on augmente le nombre de cellules examinées ou que l’on change de type de couvain. L’évaluation du DMR montre ainsi des variabilités qui ne relèvent pas seulement de l’erreur de mesure, mais de la biologie elle-même : la reproduction du varroa dépend aussi de facteurs environnementaux, saisonniers et de la composition de la population d’acariens dans la colonie (von Virag et al., 2022).

Autrement dit, un bon score obtenu à un moment donné ne suffit pas à définir une colonie comme durablement résistante.

5.4 L’approche multi-traits : promesse et réalité

Combiner plusieurs critères — VSH, MNR, recapping, traits du couvain, dynamique d’infestation — est conceptuellement plus solide que de se concentrer sur un seul marqueur. Mais cette approche a ses limites pratiques : elle multiplie le temps d’évaluation, suppose des protocoles cohérents entre évaluateurs, et exige une infrastructure de sélection qui n’est pas accessible à tous.

Les travaux de Sprau et al. (2024) illustrent bien cette tension : même dans un cadre de recherche doté de ressources, la sélection sur le MNR et le VSH séparément a produit des résultats variables et a demandé un investissement considérable. Cela n’invalide pas l’approche multi-traits, mais interdit de la présenter comme une solution simple et immédiatement disponible pour n’importe quel programme d’élevage.

La sélection sur la croissance de la population de varroas, telle qu’explorée par De La Mora et al. (2024), offre ici une piste particulièrement intéressante : plutôt que de mesurer des comportements complexes, elle s’attache au résultat d’ensemble, qui intègre l’effet de plusieurs mécanismes. Les résultats sont encourageants, mais ils demandent encore à être confirmés à plus grande échelle et dans des contextes variés.

5.5 La sélection ne se joue pas dans le vide

En zone à forte densité apicole, l’environnement peut ralentir ou brouiller le progrès de sélection par deux voies : l’accouplement ouvert avec des mâles issus de colonies non sélectionnées, et la réinfestation par des varroas provenant des ruchers voisins. Cela ne rend pas la sélection impossible, mais cela la rend plus difficile à interpréter et renforce l’intérêt des stations de fécondation, des réseaux de sélection et d’une conduite sanitaire coordonnée à l’échelle locale.

5.6 Ce que la sélection peut raisonnablement promettre

La ligne la plus défendable aujourd’hui est la suivante : la sélection est un levier réel, mais ses effets s’inscrivent dans le temps long. Elle peut progressivement améliorer la robustesse moyenne des colonies d’un rucher ou d’un programme, réduire la dépendance aux traitements et contribuer à des populations mieux adaptées à la pression parasitaire de leur environnement. En revanche, elle ne constitue pas, à court terme, un substitut à une conduite sanitaire rigoureuse.

Présenter la sélection comme la promesse d’abeilles qui n’auraient plus besoin de traitement reviendrait à promettre davantage que ce que la littérature permet aujourd’hui d’affirmer. Ce serait aussi potentiellement dangereux : des colonies insuffisamment traitées pendant une phase de transition peuvent s’effondrer et devenir des foyers de réinfestation pour les ruchers voisins.

6. Implications pratiques : ce que tout cela change au rucher

Objectif
Traduire les acquis de la discussion scientifique en repères utiles pour l’évaluation des colonies, la sélection pratique et la conduite sanitaire au rucher.

Après les concepts et les résultats de recherche, il faut revenir au rucher. Que change réellement cette discussion pour l’apiculteur ?

Évaluer la dynamique, pas un seul trait. Si vous souhaitez identifier les colonies les plus intéressantes, le suivi de l’évolution du niveau d’infestation au cours de la saison est souvent plus informatif qu’un test ponctuel sur un seul comportement. Des colonies qui maintiennent un niveau d’infestation plus faible en fin d’été que d’autres colonies comparables du même rucher sont des candidates intéressantes, quelle que soit la combinaison de mécanismes qui y contribue.

La sélection collective est plus robuste que la sélection isolée. Le choix de l’environnement compte aussi.Un apiculteur qui souhaite sélectionner ses colonies ne travaille pas dans le vide. En zone à forte densité apicole, avec accouplement ouvert, réinfestation fréquente ou pratiques sanitaires très hétérogènes d’un rucher à l’autre, il devient plus difficile d’interpréter correctement les résultats. Pour une sélection plus lisible, il est donc préférable de travailler dans un environnement aussi cohérent que possible, idéalement au sein d’un réseau local coordonné.

La survie seule ne suffit pas. Une colonie qui survit à l’hiver ne l’a pas nécessairement fait parce qu’elle résiste bien au varroa. Le niveau d’infestation avant et après l’hivernage, la pression virale visible et la vigueur de la colonie au printemps apportent des informations complémentaires essentielles.

Méfiez-vous des promesses sans données. Une lignée présentée comme « résistante » devrait idéalement être documentée par des suivis répétés, sur plusieurs saisons et dans des conditions comparables aux vôtres. Un bon score sur un test isolé ne suffit pas à établir une résistance durable en conditions de terrain.

La sélection collective est plus robuste que la sélection isolée. Les programmes qui combinent plusieurs ruchers, plusieurs évaluateurs et plusieurs années donnent généralement des résultats plus solides que les démarches purement individuelles. Pour un apiculteur, s’inscrire dans un réseau d’évaluation ou de sélection augmente la qualité des observations et réduit le risque d’interpréter à tort un cas particulier comme une preuve générale.

La conduite sanitaire reste indispensable pendant la transition. Même dans une démarche orientée vers la sélection pour la résistance, le suivi des niveaux d’infestation et les traitements nécessaires restent indispensables à court terme. Réduire les traitements trop tôt, avant qu’une résistance documentée n’apparaisse réellement dans le rucher, expose non seulement ses propres colonies, mais aussi les ruchers voisins.

6. Conclusion : entre résistance, résilience et conduite apicole

Objectif
Resituer l’essentiel : aucun trait unique ne suffit, la colonie doit être pensée comme unité fonctionnelle, et la sélection doit être comprise comme un levier à long terme à articuler avec une conduite apicole rigoureuse.

La discussion sur la résistance au varroa ne se résume plus à l’opposition de deux sigles ni à la recherche d’un trait unique. Les travaux récents convergent vers une lecture plus exigeante, mais aussi plus utile : le VSH décrit un comportement des ouvrières, le MNR et le DMR décrivent un résultat observé sur la reproduction de l’acarien, et ces éléments peuvent se recouper sans être équivalents ni systématiquement corrélés (Guichard et al., 2020 ; Sprau et al., 2024 ; von Virag et al., 2022).

L’un des acquis les plus importants de ces dernières années est d’avoir déplacé la focale du trait isolé vers la colonie comme unité fonctionnelle. Ce qui compte au fond, c’est la capacité d’une colonie à freiner durablement la croissance de la population de varroas et à maintenir une viabilité suffisante au fil de la saison et de l’hivernage. Cette perspective est encore renforcée par les travaux montrant que certains effets sur la reproduction du parasite peuvent venir du couvain lui-même, sans être entièrement expliqués par les comportements des abeilles adultes (Scaramella et al., 2023).

Aucun trait miracle n’existe aujourd’hui. Le recapping, le VSH, le MNR ou le DMR sont des éléments utiles pour la recherche, pour les programmes de sélection et pour l’évaluation comparative des colonies. Mais aucun ne permet, à lui seul, d’expliquer ou de garantir une résistance durable au rucher. La résistance observée dans les colonies les plus performantes semble émerger d’une combinaison de mécanismes partiels, variables selon les lignées, les populations et les contextes (Guichard et al., 2020 ; Sprau et al., 2024 ; Scaramella et al., 2023).

La sélection reste donc une voie crédible et nécessaire, mais elle doit être présentée avec mesure. Les études disponibles montrent à la fois son intérêt et ses limites : mesures coûteuses, forte variabilité, répétabilité parfois faible, et difficulté persistante à relier un test ponctuel à la survie réelle au rucher. La ligne la plus défendable est de considérer la sélection comme un levier à long terme, à articuler avec une conduite apicole rigoureuse, plutôt que comme une promesse de solution simple ou immédiate.

Face à Varroa destructor, l’enjeu n’est pas de trouver une abeille « immunisée », mais de mieux comprendre comment certaines colonies contiennent davantage le parasite, amortissent mieux ses effets et traversent plus durablement la saison. C’est dans cet espace — entre résistance comportementale, traits du couvain, tolérance partielle et résilience de la colonie — que se situe aujourd’hui la discussion la plus utile, à la fois pour la science et pour l’apiculture.

Voir aussi :

Bibliographie

De La Mora, A., Goodwin, P. H., Emsen, B., Kelly, P. G., Petukhova, T., & Guzman-Novoa, E. (2024). Selection of honey bee (Apis mellifera) genotypes for three generations of low and high population growth of the mite Varroa destructor. Animals, 14(23), Article 3537. https://doi.org/10.3390/ani14233537

Eynard, S. E., Sann, C., Basso, B., Guirao, A.-L., Le Conte, Y., Servin, B., Tison, L., Vignal, A., & Mondet, F. (2020). Descriptive analysis of the Varroa non-reproduction trait in honey bee colonies and association with other traits related to Varroa resistance. Insects, 11(8), Article 492. https://doi.org/10.3390/insects11080492

Gabel, M., Hoppe, A., Scheiner, R., Obergfell, J., & Büchler, R. (2023). Heritability of Apis mellifera recapping behavior and suppressed mite reproduction as resistance traits towards Varroa destructor. Frontiers in Insect Science, 3, Article 1135187. https://doi.org/10.3389/finsc.2023.1135187

Guichard, M., Dietemann, V., Neuditschko, M., & Dainat, B. (2020). Advances and perspectives in selecting resistance traits against the parasitic mite Varroa destructor in honey bees. Genetics Selection Evolution, 52(1), Article 71. https://doi.org/10.1186/s12711-020-00591-1

Locke, B., & Fries, I. (2011). Characteristics of honey bee colonies (Apis mellifera) in Sweden surviving Varroa destructor infestation. Apidologie, 42(4), 533–542. https://doi.org/10.1007/s13592-011-0029-5

Mondet, F., Beaurepaire, A., McAfee, A., Locke, B., Alaux, C., Blanchard, S., Danka, R. G., & Le Conte, Y. (2020). Honey bee survival mechanisms against the parasite Varroa destructor: A systematic review of phenotypic and genomic research efforts. International Journal for Parasitology, 50(6–7), 433–447. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2020.03.005

Morin, M.-L., & Giovenazzo, P. (2023). Mite non-reproduction, recapping behavior, and hygienic behavior (freeze-kill method) linked to Varroa destructor infestation levels in selected Apis mellifera colonies. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, 35(6), 655–663. https://doi.org/10.1177/10406387231172141

Oddie, M. A. Y., Dahle, B., & Neumann, P. (2017). Norwegian honey bees surviving Varroa destructor mite infestations by means of natural selection. PeerJ, 5, e3956. https://doi.org/10.7717/peerj.3956

Panziera, D., van Langevelde, F., & Blacquière, T. (2017). Varroa sensitive hygiene contributes to naturally selected varroa resistance in honey bees. Journal of Apicultural Research, 56(5), 635–642. https://doi.org/10.1080/00218839.2017.1351860

Scaramella, N., Burke, A., Oddie, M., Dahle, B., de Miranda, J. R., Mondet, F., Rosenkranz, P., Neumann, P., & Locke, B. (2023). Host brood traits, independent of adult behaviours, reduce Varroa destructor mite reproduction in resistant honeybee populations. International Journal for Parasitology, 53(10), 565–571. https://doi.org/10.1016/j.ijpara.2023.04.001

Sprau, L., Gessler, B., Liebsch, M., Traynor, K., Rosenkranz, P., & Hasselmann, M. (2024). The selection traits of mite non-reproduction (MNR) and Varroa sensitive hygiene (VSH) show high variance in subsequent generations and require intensive time investment to evaluate. Apidologie, 55, Article 68. https://doi.org/10.1007/s13592-024-01110-7

von Virag, A., Guichard, M., Neuditschko, M., Dietemann, V., & Dainat, B. (2022). Decreased mite reproduction to select Varroa destructor (Acari: Varroidae) resistant honey bees (Hymenoptera: Apidae): Limitations and potential methodological improvements. Journal of Economic Entomology, 115(3), 695–705. https://doi.org/10.1093/jee/toac022

Phéromones royales

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Comme cette phéromone appelée « phéromone de recrutement », il en existe de très nombreuses autres qui permettent la cohésion de la colonie, la reconnaissance entre individus, la répartition des tâches, la diffusion des alertes, les signaux d’essaimage, le repérage des sources de nourriture, d'eau, de propolis, des emplacements possibles d'implantation d’essaims... Ce sont des substances chimiques de formules très complexes, émises et perçues par chaque individu d’une colonie : la reine, les ouvrières, les mâles et même les larves du couvain (BEP : Brood Ester Pheromone). Ces molécules phéromonales qui conditionnent les comportements au sein de la colonie, se divisent en deux catégories : les incitatrices et les modificatrices. Ces deux catégories pouvant elles-mêmes être divisées en deux groupes : les stimulantes et les inhibitrices. Les phéromones incitatrices agissent surtout sur le comportement de l’abeille avec un effet rapide. Ce sont les plus connues et plus d'une centaine ont déjà été identifiées. Les phéromones modificatrices agissent plutôt sur la physiologie de l’abeille et ont un effet à plus long terme. La fonction principale des phéromones modificatrices est de coordonner le développement physiologique et comportemental d'un ensemble d'individus (nourrices, butineuses, nettoyeuses, gardiennes…). D’après les chercheurs, la tête de l’abeille serait à elle seule la source d’une trentaine de phéromones dont quelques-unes seulement, ont été isolées. Chez Apis Mellifera, on dénombre une dizaine de glandes différentes pouvant toutes émettre de nombreuses phéromones et qui sont essentiellement disposées au niveau de la tête et de l’abdomen. De ces glandes, on ne connaît actuellement qu’une petite partie des fonctions et un nombre très limité de phéromones. Les modes de transmission des phéromones entre les abeilles se font par contact de cuticule à cuticule, de cuticule à antenne, de pollen à antenne, par ingestion et par la manipulation du pollen et du nectar. Pour les phéromones aériennes, le mode de réception se fait par le sens olfactif qui se situe au niveau des antennes qui, on le sait, portent de très nombreux organes sensoriels.

Phéromones de reine : Bien qu’il soit maintenant prouvé scientifiquement que les phéromones royales ne sont pas les seules à conduire et influencer la vie sociale d’une colonie, celles- ci sont néanmoins les plus importantes, car elles jouent un rôle de cohésion qui est primordial dans la colonie d’abeilles. Il s’agit principalement des phéromones mandibulaires de la reine (QMP=Queen Mandibular Pheromone) composées de plusieurs molécules chimiques dont : l'acide 9-hydroxy-(E)-2-décénoïque (9-HDA), le méthyl p- hydroxy benzoate (HOB), le 4-hydroxy-3-methoxyphenylethanol (HVA) et l’acide 9-céto-2-décènoïque (9-ODA). Le mélange artificiel de ces molécules synthétisées est bien connu sous le nom de « Bee Boost®».

Phéromones sexuelles : Sécrété par les glandes mandibulaires (QMP) de la reine, l’acide 9-céto-2-décènoïque joue un rôle lors du vol nuptial de la reine pour attirer les faux-bourdons. Les mâles produisent eux aussi une phéromone sexuelle aérienne qui attire les reines en instance d’accouplement vers le lieu du rassemblement des mâles.

Phéromones de cohésion sociale : L’acide 9-céto-2-décènoïque (QMP) assure la cohésion de la colonie et commande aux ouvrières de nourrir, toiletter et protéger la reine.

Phéromones de rassemblement : La phéromone de la glande de Nasanov est utile pour attirer et rassembler les abeilles d’un essaim lorsqu’elles « battent le rappel ».

Phéromones d’alarme : La 2-heptanone met la colonie en alerte lorsqu’un intrus s’approche de la ruche.

Phéromones d’attaque : L’acétate d’isoamyle, à l’odeur de banane, rend les autres abeilles plus agressives et les incite à piquer.

Phéromones de marquage : La glande d’Arnhart permet de marquer la planche de vol et l’entrée de la ruche.

L’éthyle oléate (EO) : Phéromone produite par les butineuses, jouant un rôle clé dans la régulation de l’âge au butinage.

Comme ces quelques phéromones dont nous venons de parler, il en existe des dizaines d’autres qui ont toutes une importance primordiale et qui agissent ou interagissent d’une manière bien précise sur chaque acteur d’une colonie d’abeilles.

Voir aussi :

L’épine-vinette

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

L’épine-vinette est un arbuste aux rameaux dressés présentant de longues épines à trois pointes au niveau des insertions des feuilles. À cet endroit se forment aussi les fleurs, groupées en grappes pendantes de couleur jaune. Chacun des six pétales de la corolle porte deux nectaires allongés. C’est là que les abeilles viennent se servir de l’abondant nectar produit lors de la floraison, qui a lieu en mai-juin. Lors du butinage, les abeilles déclenchent un mécanisme particulier à cette espèce : l’effleurement provoque un brusque mouvement du filet de l’étamine, ce qui amène le pollen en contact avec les stigmates. Le pollen, jaune, est également produit en abondance et récolté par les insectes.

L’épine-vinette est une plante qui aime le soleil ou la mi-ombre et les sols plutôt calcaires. Elle est fréquente dans les jardins, les rocailles, les haies ou en bordure des champs. Il en existe de nombreuses variétés, à feuilles persistantes ou caduques, à fleurs et baies de différentes teintes et aux floraisons étalées du printemps à l’été. Toutes ont une bonne résistance au froid.

Les baies rouges, petites et allongées, mûrissent en automne ; elles sont comestibles, très acidulées et riches en vitamine C. On peut les manger fraîches ou séchées, ou préparer des confitures. En plus de la boisson déjà mentionnée, on peut aussi en faire de l’eau-de-vie. Connaissez-vous celle de Walter à St. Oyen (Acquavite di crespino) ?

Sources

T. Silberfeld, C. Reeb, Les plantes mellifères, 2016

Auteurs divers, Giardinaggio senza problemi, Guida completa del Reader’s Digest, 1981

Voir aussi :

Multiplication d’un nucleus

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Multiplier ses colonies ou comment faire, en une saison, 6 ruchettes à partir d’une seule colonie en mars ?

En mars, placer dans une ruchette DB 6c une belle colonie créée en 2026 et hivernée sur 5 – 6 cadres. Nourrir avec de fréquents mais modestes apports de sirop 50% pour stimuler la ponte et arriver en avril avec 6 cadres porteurs de couvain ouvert/fermé.

Poser alors sur cette ruchette un 2^e corps de ruchette DB 6 c. Le volume total correspond à une ruche DB 12 c, disposé en hauteur. Le principe est qu’une ruche forte sur 12 cadres se développe plus rapidement que 2 ruchettes sur 6 cadres.

On peut aussi utiliser 2 hausses DB 6 cadres pour former le 2^e corps (supérieur) de ruchette :

Ruchette Apibox Dadant 6 cadres + 2 hausses garnies de 6 cadres de corps + compartiment nourrisseur :

Disposer au centre du corps supérieur (ou dans les 2 hausses supérieures) 3 cadres de couvain fermé prélevés dans la ruchette inférieure. Le couvain fermé a besoin de plus de chaleur et sera donc logé en haut. Compléter les 3 espaces libres par 3 cadres cirés. Disposer au centre du corps inférieur les 3 cadres de couvain ouvert qui ont besoin de moins de chaleur (donc logé en bas) et compléter les espaces libres par 3 cadres cirés. Nourrir avec 5 litres de sirop 50% pour permettre aux cirières de bâtir les 6 cires et pour stimuler la ponte.

Lorsque tout est bâti et pondu (éventuellement retirer des cadres trop chargés en stockage de miel/sirop), enlever le corps (ou les 2 hausses) du haut et le poser sur un plateau de sol (les cadres du haut seront transférés des hausses du haut vers une autre ruchette DB 6 c). Confirmer l’absence de la reine qui devrait se trouver sur l’un des cadres du corps inférieur. Eloigner cette ruchette de 3 km et y introduire une nouvelle reine en ponte ou une cellule royale. Eventuellement laisser tirer une cellule royale à partir d’alvéoles de couvain ouvert.

Si la reine se trouve dans le corps supérieur, on laisse celui-ci en place, on éloigne le compartiment orphelin à plus de 3 km et on y introduit une reine comme ci-devant.

Le principe est de garder le compartiment avec la reine sur place et de déplacer à 3 km le compartiment orphelin. Bien contrôler la présence d’une bonne population d’abeilles dans le compartiment déplacé et le nourrir au sirop 50% puisqu’une bonne partie des butineuses va manquer comme pour un essaim artificiel.

Recommencer un cycle avec le corps de ruchette resté sur place et qui bénéficie de nombreuses butineuses. Le cycle dure 3-4 semaines et marche d’autant plus vite que l’on dispose de reines en ponte à introduire dans les compartiments orphelins. En commençant en avril on peut produire une colonie par mois soit 5 jusqu’en septembre… Avec des conditions météo parfaites et de l’expérience, la production de 6 colonies par saison est envisageable !

La surveillance du nourrissement et du stockage est stratégique pour éviter la famine et l’encombrement du nid à couvain par du nectar. Il faut pousser la production d’abeilles et non celui du miel. Le moment critique du stockage est en avril/mai ; celui de la famine en été juillet/août mais selon les régions en juin également !

Voir aussi :

De l’œuf à l’imago

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

A partir du septième jour commence l'étape prépupe puis pupe. Les larves des futures ouvrières consomment du pollen (protéines) et du miel (sucres) et d’autres sécrétions que les nourrices produisent à partir des apports des butineuses.

Seule la reine est alimentée exclusivement avec de la gelée royale tout au long des 6 jours de son développement larvaire.

		Après l’operculation de l’alvéole commence le stade nymphal pendant lequel l’insecte accomplit sa métamorphose, caractérisée par des changements morpho-anatomiques et physiologiques pour aboutir à l’émergence de l’imago ou insecte adulte parfait (reine, ouvrière ou faux-bourdon).
Cellule royale ouverte

L’ouvrière fraichement émergée est de petite taille, blanchâtre et recouverte de poils fins ; elle se déplace de façon un peu maladroite, est inoffensive et ne vole pratiquement pas. La reine se distingue par la grande taille de son abdomen, qui augmentera encore de façon significative après la fécondation et par son dard et sa poche à venin déjà fonctionnels pour éliminer une éventuelle reine concurrente.

L’activité des ouvrières est modulée dans le temps par l’épigénétique. D’abord nettoyeuses, puis nourrices pour le couvain et la reine grâce à leurs glandes hypopharyngiennes. Plus tard elles vont ventiler pour maintenir une température et une hygrométrie idéales. Les cirières vont bâtir les rayons. Les magasinières vont stocker le miel avant de devenir les gardiennes de l’entrée de la ruche face aux pillardes ou aux agresseurs divers. Ce n’est qu’après 3 semaines de travaux à l’intérieur de la ruche que les butineuses s’envolent, d’abord lors de petits vols de reconnaissance puis pour des vols de plus longue distance pour rechercher nectar, miellat, pollen et eau.

Dès le 2e-3e jours après son émergence, la reine effectue ses vols de reconnaissance pour préparer son vol nuptial indispensable à sa fécondation par plusieurs mâles à la vue surdéveloppée. La reine pourra alors pondre, pendant 4-5 ans, un nombre d’œufs avoisinant 500'000 !

Voir aussi :

C'est pas sorcier - Le déclin des Abeilles

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Voir aussi :

Le safran

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

La floraison du crocus du safran survient en automne. Une même plante produit des fleurs durant tout le mois d’octobre, celles-ci sortant de terre graduellement. Si d’un côté chaque jour en voit naître des nouvelles, de l’autre côté elles se fanent très rapidement (si elles ne sont pas coupées), en l’espace d’un ou deux jours, laissant ainsi la place pour les successives. La période de la floraison terminée, les feuilles restent vertes pendant tout l’hiver et le printemps, semblables à de belles touffes d’herbe. Ensuite elles disparaissent à leur tour, laissant dans la terre les bulbes qui vont reprendre vie à l’automne. En déterrant ceux-ci et en en séparant les gousses, on peut les repiquer pour obtenir autant de nouvelles plantes.

En Valais le safran n’est pas cultivé uniquement à Mund, mais il se plaît également sur les coteaux calcaires de la rive droite du Rhône, notamment à Ayent ou Savièse.

Le safran ne produisant pas de nectar, c’est le pollen qui fait l’intérêt apicole. De couleur jaune or, présent en abondance sur les trois étamines sous-jacentes aux pistils, il constitue une bonne source de nourriture pour les abeilles en vue de l’hivernage. Cependant, malheureusement, celles-ci ne peuvent pas en profiter pleinement, car les fleurs sont généralement coupées quotidiennement, à mesure qu’elles apparaissent, pour en récolter la précieuse épice.

D’autres espèces de crocus, Crocus chrysantus ou crocus d’hiver et Crocus vernus ou crocus de printemps, présents dans les prairies, les bords de route et les talus, fleurissent au début du printemps. Jaunes (C. chrysantus) ou violets (C. vernus), ils constituent une excellente source de pollen pour la reprise de la saison.

Voir aussi :

Sources

Silberfeld, C. Reeb, Les plantes mellifères, 2016

Piquée, Les plantes mellifères mois par mois, 2014

Photo: Cliché 11.10.2021, rucher des Iles, Sion

Cire et rayons

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

La cire est composée de plus de 300 substances différentes, dont :

monoesters 35 %

hydrocarbures 14 %

diesters 14 %

acides libres 12 %

hydroxy-polyesters 8 %

hydroxy-monoesters 4 %

triesters 3 %

acides de polyesters 2 %

acides d'esters 1 %

alcools libres 1 %

non identifié 6 %

Dans les rayons de cire on trouve aussi de la propolis et des grains de pollen. Les abeilles associent 5 à 10 % de pollen et de la propolis aux plaquettes de cire. Ces rayons ont une énorme résistance : 20 grammes de cire peuvent contenir jusqu’à 2 kilos de miel !

La forme hexagonale: les abeilles construisent d'abord des cylindres autour d'elles-mêmes. Leur corps étant la référence de grandeur. La forme hexagonale est le résultat du réchauffement de la cire par la colonie. Plus la cire est chauffée, plus elle devient malléable. Vers 40°C, elle peut être modelée. Au-delà de 45°C, elle fond.

Il est possible de reproduire artificiellement les phases des modifications observées par le travail de l'abeille : si l'on rassemble en paquet de petits tuyaux de cire et que l'on chauffe à 40°C, on observe que progressivement la cellule ronde se transforme automatiquement en hexagones. Il s’agit donc d’un principe de physique plus que d’une savante construction mathématique. L’abeille optimise le rapport poids/solidité de la construction du rayon.

Lors de la construction des rayons, de la mi-mars à la mi-juillet, les abeilles émettent des phéromones qui informent la reine quant à la capacité d'agrandissement de la colonie. Cette alerte combinée avec la rentrée de pollen et de nectar, est un important indicateur de ponte pour la reine. Pendant cette période, l'apiculteur doit veiller à installer des cadres ou barrettes vierges pour permettre l'extension de la colonie et des réserves de miel.

La partie visible de chacune des alvéoles est un hexagone régulier dont le côté mesure ~ 3 mm, la largeur mesure ~5 mm et la surface mesure ~ 23 mm².

La profondeur d‘une alvéole est de ~11,5 mm. L'épaisseur de ses parois est d'environ un vingtième de millimètre. Le fond de chaque cellule est adossé à trois autres au moyen d'une surface formée de trois losanges (rhombes).

L'opercule est un fin couvercle de cire fermant les alvéoles. Celui qui recouvre le miel est blanc et imperméable. Celui qui ferme le couvain est de couleur jaune-orange et perméable afin de permettre aux nymphes de respirer. Les ouvrières maçonnes récupèrent la boule de cire qu’elles avaient stockée au bord de la cellule à cette intention et recouvrent l’alvéole le moment venu (9 jours après la ponte pour le couvain, et à un taux de 18% pour le miel).

Voir aussi :

Sources:

Le pollen, cet inconnu qui mérite d'être connu

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

1 Le Pollen et les Abeilles

1.1 Pollinisation et Transport

Les abeilles participent involontairement à la pollinisation en transportant le pollen entre les fleurs, un processus crucial pour la reproduction des plantes. Leur capacité à détecter et collecter le pollen repose sur des champs électriques, qui agissent comme des signaux pour identifier les fleurs riches en pollen.

1.2 Collecte et Transformation du Pollen

Les abeilles utilisent des structures spécialisées, telles que des peignes tibiaux et des corbeilles à pollen, pour collecter et transporter le pollen. Une fois ramené à la ruche, il est transformé en pain d'abeille grâce à une fermentation lactique, permettant une meilleure conservation et un enrichissement nutritionnel.

2 Composition et Propriétés du Pollen

2.1 Composition Chimique

Le pollen est une source concentrée de nutriments :

Protéines : 10 à 40 % du poids sec, essentielles pour les abeilles et les humains.
Lipides : 1 à 13 %, incluant des acides gras oméga-3 et oméga-6.
Vitamines : Principalement du groupe B.
Minéraux : Surtout du potassium, et des fibres.
Sucres : Fructose, glucose et saccharose.

2.2 Structure du Grain de Pollen

Chaque grain de pollen est protégé par une exine, composée de sporopollénine, un biopolymère extrêmement résistant. Le manteau pollinique, riche en polyphénols et caroténoïdes, confère des propriétés antioxydantes, ainsi que des couleurs et des arômes distinctifs.

3. Intérêts pour l’Homme

3.1 Apports Nutritionnels

Le pollen est une source exceptionnelle de protéines, comparable à celle de la viande et du poisson. Il est riche en polyphénols, offrant des bienfaits antioxydants et contribuant à une meilleure santé globale.

3.2 Consommation et Allergies

Le pollen peut être consommé frais, séché ou congelé. Toutefois, les personnes allergiques doivent prendre des précautions, car les capacités allergènes des pollens restent actives même après transformation.

3.3 Conservation et Stabilité

Pour préserver ses nutriments, le pollen est conservé par séchage, congélation ou fermentation. Chaque méthode présente des avantages spécifiques :

Le séchage stabilise le pollen tout en le rendant pratique à consommer.
La congélation conserve les nutriments, mais nécessite des précautions pour éviter la prolifération de moisissures.
La fermentation, comme dans le pain d’abeille, améliore sa digestibilité.

4. L’Économie et la Culture du Pollen

4.1 Production Mondiale

La production mondiale de pollen atteint environ 1 500 tonnes par an, l’Espagne en étant le principal producteur. La France, l'Allemagne et le Royaume-Uni figurent parmi les plus grands consommateurs en Europe.

4.2 Applications Diversifiées

Le pollen est utilisé comme complément alimentaire pour les humains, mais également comme aliment dans l’élevage de lapins, poules et bourdons, démontrant ainsi sa polyvalence.

5. Un Trésor Naturel pour Tous

Le pollen est non seulement indispensable pour les abeilles, mais il constitue également une ressource précieuse pour l’humain. Sa richesse nutritionnelle et ses propriétés uniques en font un aliment exceptionnel, bien qu’il faille veiller à encadrer sa consommation pour éviter des réactions allergiques.

Voir aussi :

Contaminations de cire d’abeille

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Falsifications

L’adjonction de stéarine et/ou de paraffine à la cire d’abeille pure est devenue pratique courante. Ces deux substances sont utilisées pour la production de bougies bon marché. La stéarine est obtenue par saponification d’huile de palme et de graisses animales. C’est un mélange d’acide palmitique et stéarique – acides qui sont aussi des constituants naturels de la cire d’abeille. Les paraffines sont des hydrocarbures saturés composés de 18 à 32 atomes de carbone. Elles sont à base de pétrole et possèdent diverses propriétés. Si les molécules à chaînes longues dominent, leur point de fusion est plus élevé ; en revanche, s’il y a davantage de molécules à chaînes courtes, elles fondent à des températures plus basses. Les plaquettes de cire produites par les abeilles contiennent en outre aussi des hydrocarbures. Au cours de ces dernières années, le prix de la cire d’abeille a fortement augmenté sur le marché mondial. Il est donc financièrement très attrayant de la diluer avec des produits bon marché. Des analyses effectuées par le service sanitaire apicole d’Aulendorf (Allemagne) montrent, dans le cas de falsifications (mélanges de cire d’abeille pure, de stéarine-et/ou de paraffine), un décalage dans le rapport des quantités entre acide oléique, acide stéarique et acide palmitique. Les trois premières colonnes montrent les résultats de cire produite par les abeilles elles-mêmes (au moyen de leurs glandes cirières) et qui ne contiennent par conséquent pas de substances étrangères. La cire mélangée traditionnelle d’Allemagne présente un modèle similaire d’acide gras. Une cire gaufrée qui, après construction par les abeilles, a causé des dégâts au couvain et deux échantillons de cire de Chine montrent des écarts significatifs résultant probablement de falsifications.

Contaminations

Diverses substances liposolubles s’accumulent dans la cire. Compte tenu du fait que des pesticides sont souvent liposolubles, les échantillons douteux ont été analysés en conséquence. Douze pesticides différents ont pu être identifiés dans l’échantillon de cires gaufrées qui ont causé des dégâts au couvain au sein de la colonie d’abeilles. Cinq d’entre eux sont fortement toxiques pour les abeilles, deux moyennement. L’échantillon contenait également quatre acaricides. Des quantités inquiétantes de produits de dégradation d’amitraze ont été détectées dans les deux échantillons de cire de Chine. L’amitraze est utilisée dans le monde entier pour lutter contre le varroa. Cette substance est interdite en Suisse. A part cela, trois autres substances acaricides ont pu être identifiées. Malheureusement, les analyses de cire sont coûteuses et ne tiennent compte que d’un certain spectre de substances ; elles ne révèlent donc jamais toutes les impuretés qui peuvent se trouver dans la cire. En automne 2016, lors du congrès des experts-conseils germanophones en apiculture d’Europe au Rottaler Bienenhof à Bayersbach (D), le problème – manifestement complexe – des falsifications de cire a fait l’objet de discussions intenses.

Dégâts

Les symptômes suivants ont pu être constatés, isolément ou en combinaison, dans le cas de falsifications de cire :

cire possédant une structure inhabituelle ressemblant à du marc de fruits
cire qui devient brunâtre lorsqu’on la chauffe
rayons affaissés
couvain extrêmement lacunaire – jusqu’à 90 % – sur de nouveaux cadres, mais couvain
compact sur les anciens cadres de la même colonie
abeilles restées coincées lors de l’éclosion

A l’instar des nombreuses possibilités de falsifications et de contaminations de cire, les symptômes recensés sur les colonies sont également multiples. Cependant : Du couvain lacunaire n’est pas uniquement le résultat de cire de mauvaise qualité, mais également, voire même souvent, le signe de maladies, de cannibalisme (en cas de pénurie de nourriture), de stockage de nourriture (surtout de pollen) dans le nid à couvain ou de larves diploïdes de mâles (double jeu de chromosomes, conséquence de consanguinité). Une coloration foncée de la cire peut aussi provenir d’une surchauffe (surtout avec des cérificateurs solaires) ou du contact avec des métaux non précieux.

En résumé

Nombreuses sont les possibilités de falsifier de la cire d’abeille pure. Déterminer les causes des problèmes qui en résultent est très difficile. C’est pourquoi les apiculteurs doivent tout mettre en œuvre pour éviter toute éventuelle altération de la cire. Lors de l’achat de feuilles de cire gaufrées il est important que les fabricants et les vendeurs soient dignes de confiance. Ils ont le devoir de contrôler en permanence la provenance et les caractéristiques de la cire.

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Voir aussi :

Plantes invasives : les balsamines (balsamine de l’Himalaya)

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Elle s’est échappée des jardins d’ornements auxquels elle était destinée pour investir tous les milieux et terrains frais et un peu humides, comme les berges de cours d’eau, les fossés et les marais. Cette répartition est propice à son expansion, le courant des ruisseaux et des rivières facilitant la dissémination de ses graines.

C’est une plante herbacée annuelle appartenant à la famille des balsaminaceae ; de croissance très rapide, sa taille se situe entre 1 et 2,5 mètres. Les fleurs, dont les pétales forment une sorte de casque, sont de couleur pourpre, rose ou blanche.

Comme la maturation des organes mâles et femelles est décalée, ces fleurs nécessitent l’intervention des insectes pollinisateurs pour être fécondées : dans un premier temps, les étamines (organes mâles) masquent les stigmates (organes femelles) et les abeilles, attirées par le nectar qui se trouve au fond de la corolle, s’enduisent du pollen produit par les étamines, avant de le transporter vers une autre fleur ; un peu plus tard, les étamines flétrissent et laissent apparaître les stigmates, sur lesquels va se déposer le pollen lors de la visite d’une autre abeille, assurant ainsi la pollinisation. Quand le fruit arrive à maturité, il gonfle jusqu’à ce que la pression soit telle que, au moindre contact ou souffle d’air, il explose en projetant les graines dans l’air à plusieurs mètres de distance. En raison de sa croissance démesurée, la balsamine devient vite étouffante et élimine les espèces locales.

Les abeilles sont très attirées par cette espèce et, dans les endroits où elle a réussi à s’imposer, elle peut donner lieu à une miellée importante. Le miel obtenu est clair et reste longtemps liquide, du fait qu’il contient une grande part de fructose ; son goût est doux, agréable.

La balsamine de l’Himalaya est présente en Valais surtout dans la vallée du Rhône. Même si elle n’a pas (encore) envahi le territoire, contrairement à d’autres régions de Suisse, elle est combattue assidument. La lutte consiste à arracher les plantes isolées 3 à 4 fois par année (de mai à octobre), avant la maturation des graines, alors que les grandes surfaces doivent être fauchées plusieurs fois pendant la même période. Ces mesures doivent être poursuivies pendant au moins 5 ans.

Alors que la balsamine bicolore (Impatiens balfourii), variété voisine aux fleurs bicolores roses et blanches, est également à combattre, il existe une balsamine européenne, la balsamine des bois (Impatiens nolitangere), qui est aussi très mellifère. Plus petite que son homologue étrangère, elle se distingue aussi par ses fleurs jaunes à long éperon.

Sources

2302_18 Concept cantonal de lutte contre les néophytes.pdf

Infoflora.ch

J. Piquée, Les plantes mellifères mois par mois, 2014

T. Silberfeld, C. Reeb, Les plantes mellifères, 2016

Voir aussi :

Étalonnage du réfractomètre

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Le réfractomètre est un appareil de mesure dit de précision. Une vérification annuelle de votre réfractomètre doit donc théoriquement être réalisée. Certains appareils sont vendus avec une trousse d’étalonnage constituée de solutions de référence ou encore de prismes de verre, mais à l’heure actuelle, il arrive souvent que les réfractomètres soient vendus seuls.

D’une manière idéale, un miel de qualité contient une teneur en eau ne dépassant pas 17,5 %. L’apiculteur peut ainsi vendre un miel de haute qualité, qui ne fermente pas chez le client.

Comment faire pour étalonner le réfractomètre ?

Verser deux gouttes d’huile d’olive vierge extra à 20 °C sur le prisme.
Tourner la vis de réglage jusqu’à ce que l’échelle affiche une teneur en eau de 27 % et 71 °Brix.

Voir aussi :

Les plantes invasives – notions générales

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Les principales caractéristiques d’une plante invasive sont :

Adaptation à toutes les situations, même les plus ingrates.
Reproduction végétative considérable, qui lui permet d’occuper rapidement l’espace.
Production importante de graines, qui se diffusent aisément grâce au vent.
Croissance très rapide, qui accentue la concurrence avec les espèces autochtones.

Ces plantes néophytes représentent donc un réel danger écologique et économique et doivent être combattues assidument. En Valais, comme dans toute la Suisse, des mesures sont prises pour informer et sensibiliser la population, afin de lutter contre cette grave menace écologique.

La Suisse compte environ 700 espèces exotiques, dont environ 90 sont invasives ou potentiellement invasives. Inversement, quelques plantes autochtones peuvent se montrer localement invasives et donc non désirées.

Il s’avère qu’un certain nombre de ces plantes sont mellifères, voire très mellifères ! Mais l’apiculteur soucieux de l’environnement doit savoir renoncer à cette miellée embarrassante et doit annoncer la présence d’éventuels végétaux problématiques aux services cantonaux spécialisés (www.infoflora.ch/fr/participer/mes-observations/carnet-en-ligne.html), sachant que ces plantes étrangères diminuent aussi la diversité des espèces mellifères autochtones !

Les principales plantes invasives mellifères en Valais sont la berce du Caucase, le séneçon du Cap, l’ailante globuleux, le buddleia, les solidages nord-américains, la balsamine glanduleuse, les asters, les renouées asiatiques et les vergerettes. Elles seront présentées dans les Newsletters des prochains mois.

Voir aussi :

Sources

J. Piquée, Les plantes mellifères mois par mois, 2014

Anatomie interne: Généralités

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Anatomie interne de l’abeille mellifère – notions générales

Cette fiche pédagogique propose une vue d’ensemble de l’anatomie interne de l’ouvrière. Elle met l’accent sur l’organisation et la répartition fonctionnelle des principaux systèmes organiques au sein des trois régions du corps : tête, thorax et abdomen. L’approche repose sur une planche anatomique détaillée, indispensable pour comprendre les relations spatiales entre les organes.

La tête contient le cerveau, centre de commande du système nerveux, relié aux lobes antennaires et optiques. Le collier périœsophagien assure la continuité avec la chaîne nerveuse ventrale. Les pièces buccales, les glandes salivaires et les glandes hypopharyngiennes y participent à l’alimentation, à la production de gelée et aux interactions sociales.

Le thorax constitue la région locomotrice. Il porte les trois paires de pattes et les ailes et renferme une musculature très développée. La majorité des muscles sont striés et sous contrôle volontaire, tandis que les muscles indirects du vol sont lisses et contrôlés par le système nerveux autonome, permettant un battement rapide et efficace des ailes.

L’abdomen renferme l’essentiel des organes internes. On y trouve le système digestif (jabot, proventricule, ventricule, rectum), le système excréteur avec les tubes de Malpighi et l’appareil reproducteur. Il abrite également plusieurs glandes majeures : glande de Nasanov (communication), glandes cirières et glandes de défense associées à l’appareil vulnérant.

Le système circulatoire est ouvert. L’hémolymphe circule librement dans l’hémocoele et est mise en mouvement par un cœur dorsal tubulaire. Le système respiratoire est constitué de trachées connectées à l’extérieur par des stigmates ; les échanges gazeux se font directement au niveau cellulaire, sans poumons.

Le système nerveux s’étend de la tête à l’abdomen sous forme de ganglions successifs, assurant une coordination fine et une autonomie fonctionnelle des segments.

Conclusion : l’anatomie interne de l’abeille reflète une organisation hautement spécialisée, adaptée aux exigences de la vie sociale, du vol et de la communication au sein de la colonie.

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Voir aussi :

Source: Abeille & Cie; 2017, No 171; Fiche technique; http://www.cari.be

Les abeilles se reconnaissent grâce à leur microbiome

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Abstract

Une récente étude américaine (Cassondra L. Vernier et al., 2020) a découvert que chez l'abeille domestique, les membres de la colonie, génétiquement apparentés, développent de façon innée des profils d'hydrocarbures cuticulaires spécifiques à cette colonie et qui servent d'indices de reconnaissance des phéromones de cette population. Cependant, malgré une forte parenté intra-coloniale, le développement inné de signatures chimiques spécifiques à la colonie par les membres individuels est largement déterminé par l'environnement au sein de la ruche, plutôt que dépendant uniquement des variantes génétiques partagées par les individus de cette colonie. Par conséquent, il est curieux de voir comment un facteur non génétique pourrait conduire au développement inné d'un trait quantitatif partagé par les membres d'une même colonie. Ici, les chercheurs apportent une solution à cette énigme en montrant que, chez les abeilles, les indices de reconnaissance des membres de la colonie sont définis, au moins en partie, par des caractéristiques communes du microbiome intestinal aux membres de cette même colonie. Ces résultats illustrent l'importance des interactions hôte-microbiome comme source de variation des traits comportementaux des animaux.

Le va-et-vient des butineuses, qui quittent leur colonie et y retournent, est surveillé de près par la gardienne (Image par Susanne Jutzeler)

Le microbiote intestinal comme déterminant de l’identité sociale chez l’abeille

Chez l’abeille mellifère, la reconnaissance des congénères repose sur des profils spécifiques d’hydrocarbures cuticulaires (CHC). Bien que les individus d’une même colonie soient étroitement apparentés, ces signatures chimiques dépendent majoritairement de facteurs environnementaux. Cette étude teste l’hypothèse selon laquelle le microbiote intestinal constitue un facteur clé dans la définition de ces signaux sociaux.

Les analyses comparatives montrent que les butineuses de colonies différentes possèdent des microbiotes intestinaux distincts ainsi que des profils de CHC clairement différenciés. La diversité bactérienne globale est similaire, mais les abondances relatives de certaines bactéries varient fortement entre colonies. Des expériences de transplantation entre ruches démontrent que le microbiote adulte est principalement acquis après l’émergence, via l’environnement social, plutôt que déterminé par la génétique.

Les auteurs apportent une preuve causale grâce à des manipulations expérimentales. Les traitements antibiotiques, les inoculations avec des microbiotes vivants ou inactivés, ainsi que l’introduction ciblée de bactéries spécifiques modifient les profils de CHC. Le symbionte Gilliamella apicola joue un rôle central : les abeilles portant ce microbe reconnaissent et acceptent préférentiellement d’autres abeilles possédant le même microbiote, indépendamment de leur origine génétique. Ce phénomène n’est pas observé avec des bactéries opportunistes.

L’étude montre également que la diversité génétique entre souches d’une même bactérie suffit à générer des différences de CHC et de reconnaissance sociale. Ainsi, la variation microbienne agit à un niveau très fin.

Les auteurs interprètent ces résultats dans le cadre du concept d’holobionte : l’identité sociale d’une colonie résulte de l’interaction entre le génome de l’hôte et celui de ses symbiotes. Les microbes influenceraient indirectement la synthèse des CHC via des métabolites ou la régulation de voies physiologiques de l’hôte.

Conclusion : le microbiote intestinal est un déterminant majeur de l’appartenance sociale chez l’abeille mellifère, reliant environnement, physiologie et comportement au sein de la colonie.

Télécharger l'article (anglais) en pdf

Voir aussi :

Source: Cassondra L. Vernier et al., 2020, The gut microbiome defines social group membership in honey bee colonies

Suicide altruiste contre le varroa

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Il court, il court, le varroa. Il vole même. Cet acarien, de la même famille que la tique, se déplace en effet sur des abeilles ouvrières adultes, s'accrochant à leurs nuques ou se cachant dans les parois de leurs abdomens. Il percera ensuite un trou dans leur cuticule, pompera un peu de sang pour en tirer des nutriments, et leur transmettra ainsi des maladies : «Sur une vingtaine de virus répertoriés chez les abeilles, la plupart sont associés à la présence de Varroa destructor», explique le biologiste Paul Page.

Une fois dans la ruche, le varroa va s’infiltrer dans les cellules des larves nourries à la gelée par les jeunes ouvrières, qui seront ensuite refermées avec un couvercle en cire. Le varroa profite ainsi de la vingtaine d’heures précédant l’operculation de la cellule pour sauter d'une ouvrière, entrer dans une cellule et se cacher sous la larve. Une fois la cellule fermée, «il perce alors la peau de la larve, commence à se nourrir de son hémolymphe et lui transmet des maladies qui vont l’affaiblir avant même qu'elle soit adulte».

L’intrus(e) dans la cellule est donc toujours une femelle portante qui va y pondre sa progéniture: «Le premier œuf est généralement un mâle, les trois ou quatre qui suivent vont se développer en varroa femelles. Le mâle va ensuite inséminer ses sœurs, qui pourront sortir de la cellule lorsque l’ouvrière en émergera, 10 à 11 jours plus tard.» Ce qui signifie qu’en l’espace de trois semaines, une population de varroa peut doubler voire tripler dans une ruche, «une augmentation qui devient exponentielle sur la saison si on ne fait rien pour traiter la colonie contre ce parasite». Le varroa est ainsi une des causes, parmi d’autres, de la mortalité des abeilles constatée depuis quelques années.

Paul Page a publié l’an dernier dans la revue «Scientific Reports» les résultats d’une étude de trois ans menée en Chine et en Thaïlande sur l’hôte d’origine du parasite: l’abeille asiatique (Apis cerana). Il faut savoir que l’abeille européenne (Apis mellifera) n’est infestée par Varroa destructor que depuis un siècle environ.

Le système immunitaire mis en péril

Outre la transmission de virus pathogènes, la présence du varroa va aussi entraîner une diminution du système immunitaire de la colonie. «Les abeilles seront affaiblies par le parasite, elles auront les ailes plus souvent déformées et ne pourront plus voler, diminuant ainsi la quantité de nourriture ramenée à la ruche; le déclin se fait petit à petit, mais une colonie hautement infestée par le varroa ne pourra pas survivre plus d’une année sans l’aide d’un apiculteur averti», explique Paul Page.

Une étude prometteuse

L’étude réalisée par Paul Page et ses collègues de l’Agroscope et de l’Université de Berne ouvre pourtant des perspectives…

Une parade au travers de l’hygiène

Ce «suicide altruiste» et ce sens de l’hygiène étant «des traits comportementaux, ils doivent avoir une base génétique…»

Source: https://www.migrosmagazine.ch/abeilles-contre-varroa-mortel-combat

Voir aussi :

Division de colonies

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Matériel et conditions

3 colonies fortes, avec 6-7 cadres couvain avec œufs, couvain ouvert et fermé et 2 cadres nourriture.

Présence de mâles sur les cadres.

Météo favorable avec apports de pollen.

Procédé

Dans une ruchette à 6 cadres, introduire 2 cadres de couvain de rive + abeilles de la ruche no 1 et de la ruche no 2 ; au total 4 cadres + 1 cire gaufrée +1 partition (Cf. schéma ci-dessous).

Remplacer les cadres prélevés dans les ruches no 1 et 2 par des cires gaufrées (total 4).

Installer la ruchette à la place de la ruche no 3 qui est déplacée de quelques mètres. La ruchette va recevoir les butineuses de cette ruche no 3.

10 jours plus tard, effectuer la visite de contrôle : il y a très probablement des cellules royales dans la ruchette, sur 2 cadres ou plus. Si tel est le cas, diviser cette ruchette en 2, en prenant soin d’avoir des cellules royales dans les 2 colonies ainsi obtenues. Ajouter une cire gaufrée et une partition dans une des 2 colonies obtenues par division, pour avoir au total 2 cadres avec couvain et au moins 1 cellule royale, 1 cire, 1 partition, nourrir au sirop 50%.

Attendre 3 semaines pour ouvrir et voir si les reines de ces 2 colonies sont en ponte.

Les ruches 1 et 2 ont construit les 2 cires gaufrées et peuvent recevoir chacune une hausse. La ruche 3 peut également recevoir une hausse, car elle a recruté des butineuses.

Au final, on a 3 ruches avec leur hausse et 2 colonies sur 3 cadres avec leur jeune reine en ponte.

Voir aussi :

L’intelligence individuelle de l’abeille

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Image en haut: Structure de la voie olfactive dans le cerveau de l'abeille (Menzel et Giurfa, 2001). LA: lobe antennaire; GSO: ganglion sous-oesophagéen; CP: corps pédonculé; CM: calice médian; CL: calice latéral; Pe: pédoncule; alpha: lobe alpha; beta: lobe béta; LPL: protocérébrum latéral; CC: corps central; OC: ocelle; Lobe optique: LO: lobula; ME: médula.

L’abeille est dotée d’un « mini-cerveau » d’un millimètre cube, composé d’environ 960 000 neurones, soit 100 000 fois moins que le cerveau humain, qui comprend environ cent milliards de neurones. Il est structuré en lobes optiques, lobes antennaires (les antennes permettant à l’abeille de capter les odeurs, les températures, les teneurs en CO2, en oxygène et les vibrations de l’air) et corps « champignons », impliqués dans la mémorisation et le traitement des données – car l’abeille est capable de faire des choix en comparant des éléments tirés de sa mémoire à ceux qu’elle a en face d’elle. Soit toute une palette de mécanismes cognitifs, malgré sa petite taille. Ces mécanismes lui sont notamment indispensables pour chercher sa nourriture.

Une abeille d’environ un centimètre peut en effet butiner dans un rayon de trois kilomètres, soit trois cent mille fois sa taille, ce qui demande beaucoup d’énergie, et nécessite de savoir se repérer dans l’espace : l’abeille vole environ deux mètres au-dessus du sol, elle peut monter plus haut, mais elle doit avoir des points de repère si elle veut pouvoir revenir à sa ruche ; autrement dit, il s’agit pour elle de mémoriser un trajet, mais aussi les lieux où se trouvent les sources de nourriture intéressantes qu’elle découvre. Elle cherche en effet et repère les sources les plus attrayantes, et mémorise leur situation avant d’y appeler ses sœurs, par le processus de la danse, découvert par Karl von Frisch.

Une abeille ne vole donc pas de façon aléatoire sur une rose, une marguerite, un œillet : elle a trouvé un champ de colza, elle est capable d’apprécier la teneur en sucre du nectar de colza, elle est capable d’apprécier la dimension du champ de colza, et elle va aller solliciter d’autant plus de monde dans la ruche que le champ de colza est plus intéressant. Tout cela grâce aux outils de navigation internes dont elle dispose : tout d’abord une « boussole », qui prend la forme d’un filtre.

Les yeux des abeilles sont en effet dotés d’analyseurs (similaires à des filtres polaroïdes qui filtrent les rayons du soleil) ; même lorsqu’elles ne voient qu’une étroite parcelle de ciel bleu, ces filtres leur permettent de toujours identifier la direction du soleil. Ces énormes yeux sont composés d’une multitude d’ommatidies sensibles à la polarisation de la lumière, c’est-à-dire au plan de vibration des rayons du soleil : certains voient le ciel illuminé, d’autres voient le ciel éteint, selon ce plan de vibration, et, en fonction des yeux plus ou moins lumineux, plus ou moins éteints, l’abeille sait toujours où se situe le soleil. Cette boussole représente cependant un piège, dans la mesure où le soleil n’est pas un point de repère stable, selon les heures et selon les saisons. Aussi l’abeille est-elle capable de correction horaire : de multiples études montrent qu’elle possède une sorte de schéma inné qui lui indique que, l’après-midi, le soleil est dans la direction opposée de celle du matin, et vice-versa. Et ce schéma s’affine lors des premiers vols de l’abeille, que repèrent très bien les apiculteurs par les jours de grand beau temps, quand les jeunes abeilles prennent leur envol, partent en tous sens, montent en spirales dans le ciel : ce sont des vols d’orientation au cours desquels elles expérimentent la trajectoire du soleil, mais aussi leur environnement propre.

Car la boussole n’est pas le seul outil de navigation de l’abeille, elle possède aussi une véritable « carte » : elle repère les éléments du paysage et peut mettre en relation les directions du soleil avec la distance et les directions des éléments du paysage qui entourent sa ruche. C’est ce que montre une expérience très simple : on place les abeilles dans un environnement donné où on les laisse se repérer, puis on les transporte un jour où il fait couvert dans un environnement qui ressemble au précédent mais qui est orienté différemment. On constate que l’abeille ne se repère correctement que quand le soleil perce, parce qu’à ce moment-là elle repère que la direction du soleil a changé par rapport au paysage où elle était la veille. Elle a donc besoin de mettre en relation les éléments du paysage et le cours du soleil parce que c’est par rapport au soleil qu’elle indique la direction d’une source de nourriture ; et ses sœurs, comme elle, doivent pouvoir retrouver cette direction même quand il fait couvert.

Comment cependant l’abeille arrive-t-elle à se repérer, ou plutôt à conserver une direction ferme, dès lors qu’elle vole en zigzag (ce à quoi l’obligent les nombreux obstacles fatalement placés sur sa route, à seulement deux mètres du sol) ? On peut montrer que, si le trajet est une suite de vecteurs – soit par exemple les deux suivants, elle part de sa ruche, elle doit contourner un bouquet d’arbres et elle va vers la source de nourriture –, l’abeille indique à ses sœurs, par la danse, la direction à vol d’oiseau, abstraction faite des différents zigzags. Autrement dit, elle a fait une computation des distances et des directions et elle sait exactement où elle est par rapport à sa ruche.

Cette faculté de computation des distances est démontrée par l’expérience qu’on pourrait appeler du « tunnel menteur », où elle doit voler très près des parois, et où l’on fait défiler sous elle un « faux paysage », en fait un dessin aléatoire qui est fait pour donner à l’abeille un flux optique comparable à celui qu’elle aurait en survolant un paysage sur une distance bien plus longue que ne l’est le tunnel. Comme on le voit lors de la danse, l’abeille croit avoir fait un trajet beaucoup plus long que celui qu’elle a effectivement parcouru : où l’on constate que l’abeille a connaissance des distances qu’elle parcourt en examinant le déroulement des objets sous elle, à la manière d’une sorte de « lecteur optique ».

Elle est aussi capable de « proto-comptage », comme le montre une expérience simple : des pergolas sont disposées à distance régulière, et un nourrisseur est posé derrière la troisième d’entre elles ; on attend que les abeilles s’habituent au dispositif, puis, pendant la nuit, on resserre les pergolas, le nourrisseur se retrouvant du coup derrière la quatrième. Une partie des abeilles a bien appréhendé la distance, et va directement au nourrisseur ; une autre, à peu près le quart, va derrière la troisième pergola : elles ne se repéraient donc pas à la distance, mais au nombre des pergolas. L’expérience nous apprend donc que l’abeille est capable d’un comptage, certes sommaire, mais aussi que toutes les abeilles ne se repèrent pas de la même façon : elles utilisent des compétences différentes pour parvenir à un même but, preuves qu’elles ne sont pas de pures mécaniques qui appliquent des « programmes » innés, mais qu’elles ont des compétences et des qualités différenciées selon les individus.

Janine Kievits, « L’intelligence individuelle de l’abeille », Labyrinthe, 40 | 2013, 43-45.

> https://journals.openedition.org/labyrinthe/4308

Voir aussi :

Fruitiers à noyau (Prunus sp.)

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Importance pour les abeilles: il existe beaucoup d’espèces de fruitiers à noyau. Leur floraison abondante représente, dans de nombreuses régions, l’une des premières sources significatives de nectar de la saison apicole.

Répartition: les pruniers sont cultivés en arboriculture partout en Suisse. L’abricotier est cultivé surtout en Valais. Le cerisier sauvage est très fréquent au nord et au sud des Alpes, il pousse dans les forêts, les lisières et les haies. Le griottier est cultivé et se retrouve souvent à l’état sauvage, tout comme le prunelier, qui pousse fréquemment dans les haies et au bord des chemins. Tous les arbres fruitiers sont sensibles au gel, mais nécessitent également une période froide avant leur floraison, ce qui limite leur répartition tant au nord qu’au sud.

Période de floraison: de mars à mai

Pollen Cerisier, griottier: ❶❷❸❹

Pollen Abricotier, prunier: ❶❷ ∅∅

Nectar Cerisier, griottier: ❶❷❸❹

Nectar Abricotier, prunier: ❶❷ ∅∅

Légende: L’intérêt apicole est indiqué avec l’échelle: 1 (faible), 2 (moyen), 3 (bon) et 4 (très bon)
(Maurizio & Schaper, 1994; Pritsch, 2007).

Voir aussi :

Plante invasive : l’ailante globuleux

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Cet arbre présente toutes les caractéristiques d’une plante invasive : il s’adapte dans toutes les situations et dans tous les terrains, même pollués ; il produit une grande quantité de graines ailées qui favorisent son expansion grâce au vent ; il se multiplie aussi par drageonnage, chaque bout de racine pouvant donner naissance à un autre individu ; sa croissance rapide et son ample feuillage accentuent la concurrence avec les espèces locales.

L’ailante est une espèce dioïque, c’est-à-dire que les organes mâles et femelles sont situés dans des fleurs séparées portées par des arbres distincts (il y a donc des arbres mâles et des arbres femelles). Les fleurs, de couleur blanc verdâtre, sont réunies en grappes au bout des branches ; elles s’épanouissent à partir du mois de juin jusqu’en septembre et sont malodorantes, à cause des molécules nauséabondes – par ailleurs très allergisantes – produites par toutes les parties de la plante. Malgré cela, elles attirent toute sorte de pollinisateurs, dont les abeilles mellifères, qui en récoltent assidûment le nectar, souvent aux dépens d’autres espèces mellifères natives.

Le miel produit à partir de ce nectar est de piètre qualité, son goût étant franchement désagréable, même quand il est présent en faibles proportions dans les miels toutes fleurs. L’apiculteur a une raison supplémentaire pour lutter contre l’ailante globuleux, vrai fléau écologique !

Voir aussi :

Sources

J. Piquée, Les plantes mellifères mois par mois, 2014

T. Silberfeld, C. Reeb, Les plantes mellifères, 2016

Comment les abeilles choisissent-elles le pollen ?

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Évaluation

La nature abonde d’une multitude de fleurs de formes et de couleurs variées, avec tout autant de pollens associés. Et chacun d’eux possède une valeur nutritive et une composition différente ! Il est également crucial dans le nourrissage des larves, la croissance des adultes et la maturation sexuelle. C’est donc un défi de taille que les abeilles doivent relever pour sélectionner et évaluer le pollen afin de choisir celui qui sera le plus nutritif et le plus abondant, en économisant un maximum d’énergie. Mais comment se débrouillent-elles ? Si l'on connaissait déjà quelques éléments sur leur technique, des chercheurs de l’Université Exeter ont cherché à comprendre l’ensemble des mécanismes "mécanosensoriels" (à la fois mécaniques et sensoriels, donc).

Une approche multisensorielle et mécanique

« Il semble que les abeilles ne répondent pas à un seul composant du pollen, comme la teneur en protéine brute, mais à une gamme de signaux sensoriels dans le pollen et la fleur », explique le Dr Natalie Hempel de Ibarra, experte en neuroéthologie des insectes. S’il est aisé de déterminer la valeur nutritive du nectar, un suc produit par les fleurs, il est beaucoup plus compliqué d’évaluer celle des différents pollens puisqu’elle est très variable. Sachant que les abeilles se nourrissent rarement directement sur la fleur et récoltent plutôt des échantillons dans des "sacs" appelés corbiculas sur leurs pattes ou sur leurs poils, elles doivent utiliser d’autres sens pour l’analyser. Pourquoi ne le gouttent-elles pas plus souvent ? Selon les scientifiques, cela serait dû au faible nombre de gènes récepteurs au goût qu’elles possèderaient, par rapport aux autres insectes (10 contre 23 chez les bourdons et 76 chez les drosophiles). En plaçant du pollen riche en acides aminés sur un coton, composant 20% du pollen, ils se sont aperçus que les abeilles présentaient un comportement de récompense, caractérisé par un allongement de leur proboscis. Lorsque les chercheurs ont renouvelé l’expérience avec une solution de saccharose, autre composant du pollen, aucune association récompense-aliment n’a été observée. Elles seraient alors plus sensibles aux acides aminés mais leur goût serait très limité concernant les autres composants.

Heureusement, leur sens de la vue semble plus développé. Bien que leurs yeux soient de petite taille et à faible résolution spatiale, leurs capacités visuelles sont très bonnes. Il semblerait que les abeilles aient des préférences de couleurs de fleurs et butineraient alors ces dernières plus souvent. Pour vérifier que cela était associé à la qualité du pollen, les chercheurs ont présenté deux ronds de couleurs différentes avec du pollen très nutritif et un second non nutritif. Tout d’abord, le meilleur pollen était associé à la fleur préférée des abeilles, puis ils ont inversé en le plaçant dans la fleur de l’autre couleur. Résultat, les insectes se sont adaptés et sont allés vers l’autre fleur, montrant bien qu’elles ne choisissent pas leurs couleurs préférées au hasard. Cependant, à cause de la faible résolution qu’offrent leurs yeux, quand la corolle de la fleur et l’anthère (organe de la fleur où se trouve le pollen) sont de couleurs similaires, les abeilles vont davantage sur la corolle, sûrement car elle est plus grosse et donc plus visible.

Si le goût et la vue ne fournissent que des informations partielles, les chercheurs pensent que les abeilles utilisent un troisième sens pour tester le pollen : l’odorat. Les abeilles peuvent sentir (et goûter) grâce à leurs antennes qui sont composées de chimiorécepteurs. L’équipe de chercheurs anglais a remarqué que les abeilles pouvaient distinguer les odeurs de tous les types de fleurs, et ainsi des pollens, et qu’elles préfèreraient les pollens à forte odeur. Dans la nature, cela semble tout de même plus compliqué puisque les fleurs sont mélangées et que leurs odeurs sont entremêlées avec celles des éléments environnants.

Enfin, il est également connu que les abeilles utilisent des mouvements vibratoires pour secouer les anthères et faire tomber le pollen. Elles adapteraient la durée et l’amplitude des coups portés, en réponse à l’état et au type de fleurs pour optimiser le ratio coût/bénéfice de cette action. De plus, elles sont capables de détecter les champs électriques qui stimulent leurs poils mécanosensoriels. Une fois le pollen prélevé, le potentiel électrique des fleurs serait altéré et les abeilles pourraient alors savoir si une fleur a déjà été butinée ou non.

Des processus cognitifs et sociaux

Et ce n’est pas fini. « Elles se souviennent aussi des endroits et des types de fleurs qu’elles ont visités qui affectent leurs décisions de butinage », continue la chercheuse. L’expérience jouerait également un rôle. Une abeille ayant été habituée à prélever du pollen riche en acides aminés aura tendance à retourner préférentiellement vers ce genre de pollen à l’avenir. Le choix du pollen influence aussi les congénères puisque les abeilles, une fois de retour au nid, vont effectuer une danse durant laquelle elles indiqueront la distance où il se trouve par rapport au nid, la direction par rapport au soleil et la qualité du pollen trouvé, en déposant un échantillon se trouvant sur ses pattes.

Danse des abeilles

La danse des abeilles a une forme de 8. L’abeille va se placer selon la direction où se trouve le pollen vis-à-vis du soleil. Ensuite, plus la danse se fait lentement, plus le pollen est éloigné du nid. Enfin, plus le nombre de tours effectués est grand, plus le pollen est riche et nutritif.

►https://www.sciencesetavenir.fr

Voir aussi :

Œuf fécondé ou œuf non fécondé

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

1. L’appareil reproducteur de la reine

L’appareil reproducteur de la reine se compose de deux ovaires logés dans son abdomen et dont ils occupent pratiquement tout le volume, après la fécondation lors du vol nuptial et l’accouplement avec plusieurs mâles. Ces organes sont composés chacun de 150 à 180 ovarioles. Celles-ci ont la forme d’un filament tubulaire qui renferme une succession d'ovocytes à différents stades de leur développement. Les ovocytes sont les cellules souches de la lignée germinale qui produiront les ovules aussi appelées gamètes femelles ou œufs non fécondés (les gamètes du mâle s’appellent les spermatozoïdes). La maturation des ovocytes commence dès l’extrémité antérieure des ovarioles, située dans la partie conique pointue des ovaires, proche de la jonction entre le thorax et l’abdomen. A l‘intérieur des ovarioles se trouvent également des cellules nourricières appelées trophocytes dont les ovocytes s’alimentent au cours de leur développement pour permettre leur différentiation en futurs ovules. A l’extrémité postérieure des ovaires, les ovarioles se rejoignent pour former l’oviducte (un à droite et un à gauche). Ces deux oviductes vont converger pour former l’oviducte médian. Ce canal permet la progression de l’ovule vers la chambre vaginale. Cette chambre vaginale est le lieu de rencontre entre l’œuf non fécondé et le spermatozoïde provenant de la spermathèque. Lors du vol nuptial, la reine est fécondée par une quinzaine de faux-bourdons qui lui transmettent entre 5 et 7 millions de spermatozoïdes. Ces derniers sont stockés dans la spermathèque ou vésicule séminale, sorte de sphère d’environ 1 ml de contenance. Autour de cette spermathèque se trouve un système très dense de trachées qui apportent l’oxygène nécessaire à la survie des spermatozoïdes pendant les 5 ans de leur stockage. Apposée à la spermathèque se trouve la glande en Y qui maintient un pH alcalin entre 9-9.5 et sécrète les substances nutritives pour le métabolisme des spermatozoïdes. Juste en-dessous de cette glande en Y, sur le canal de la spermathèque, se trouve un muscle qui sert de valve et de pompe et qui régularise le débit de quelques spermatozoïdes destinés à féconder l’ovule lors de son passage vers la valvule vaginale.

Fig. 1 : vue dorsale du schéma des organes sexuels de la reine.
Fig. 2 : vue latérale du schéma des organes sexuels de la reine.
Fig. 3 : vue schématique de la spermathèque, du canal spermatique et du sphincter musculaire permettant de bloquer ou non le passage des spermatozoïdes vers l’ovule (crédit : l’apiculture, une fascination).

Quelques chiffres : au meilleur de la saison, la reine pond jusqu’à 2000 œufs par jour, soit son propre poids. Au cours de ses 4-5 ans d’existence, la reine peut pondre jusqu’à 500'000 œufs. Lors de la fécondation au cours du vol nuptial, une quinzaine de faux-bourdons vont apporter 5-7 millions de spermatozoïdes, soit environ 50'000 chacun. Si tout se passe bien, la reine stocke suffisamment de spermatozoïdes pour que 10 spermatozoïdes puissent approcher chaque ovule en vue de la fertilisation.

Par comparaison, chez l’espèce humaine, au 5e mois de grossesse, les ovaires d’un fœtus de sexe féminin contiennent environ 7 millions d’ovocytes. La plupart d’entre eux sont éliminés et, à la naissance, il n’en reste qu’environ 1 à 2 millions. Après la naissance, plus aucun ovocyte n’est produit. À la puberté, seuls 300 000 ovocytes environ sont conservés, quantité plus que suffisante pour la période fertile de la vie (1 ovule / 28 jours x 30 ans = ~450 ovules). Chez l’homme, la spermatogenèse, ou formation des spermatozoïdes, se déroule au sein des tubules séminifères situés dans les testicules. Elle s’effectue dès la puberté, à partir de cellules souches, les spermatogonies, qui se multiplient par simple division cellulaire, puis par division méiosique jusqu’à un âge parfois très avancé.

Le décor est ainsi planté…

2. Mais comment la reine s’y prend-elle alors pour pondre un œuf fécondé, diploïde, ou un ovule haploïde (non fécondé) ? (1)

On se rappelle que les rayons de cire comportent des alvéoles dits « d’ouvrières » dont le diamètre est de l’ordre de 5.3 mm et des alévoles dits « de mâles », dont le diamètre est d’environ 6.3 mm. Les alvéoles d’ouvrières vont servir de nid au couvain d’ouvrières et de lieu de stockage des réserves (miel ou pollen). Les alévoles à mâles vont recevoir les ovules (œufs non fécondés) dont vont émerger, 24 jours plus tard, les faux-bourdons. On a tous observé que la reine, en période de ponte, inspecte minutieusement les alvéoles dans lesquels elle s’apprête à déposer un œuf. Elle y recherche des impuretés qui la pousseront à trouver un autre alvéole, plus propre, pour pondre. Elle inspecte également le diamètre de cet alvéole. D’après les travaux du Prof. Martin Giurfa (2), on sait que l’abeille est capable de compter jusqu’à 5 et d’organiser ces chiffres sur une ligne mentale numérique. Elle maîtrise aisément les concepts relationnels « plus petit que », « plus grand que »… Juste avant la ponte, la reine sonde l’alvéole avec ses pattes antérieures et ses antennes, puis, grâce aux récepteurs proprioceptifs appelés mécanorécepteurs (ces fameux poils à la racine des pattes et des antennes), elle mesure non pas une valeur absolue en mm, mais une comparaison entre le diamètre des alvéoles d’ouvrières (« plus petit que ») et celui des alvéoles de mâles (« plus grand que »).

Si le diamètre de la cellule lui paraît «plus petit que», elle y pond un œuf (fécondé) en relâchant le muscle de la valve qui permet le passage de quelques spermatozoïdes depuis la spermathèque.
Si le diamètre de la cellule lui paraît «plus grand que», elle y pond un ovule (non fécondé) en contractant le muscle de la valve qui fait obstacle au passage des spermatozoïdes.

Le Prof. Joseph Hemmerlé nous rappelle « que les ouvrières engagent l’édification de plus grandes cellules (6,3 mm de diamètre au lieu de 5,3), lorsqu’il faut préparer des mâles pour la période de fécondation. C’est donc un signal « architectural » issu du peuple d’abeilles qui, en quelque sorte, agit sur le sexe des futurs individus. Néanmoins, les choses sont un peu plus complexes que ça : la reine n’est pas qu’une exécutante ! En effet, la reine a le « loisir » de choisir les cellules de ponte (petites ou grande) et ainsi de moduler le rapport ouvrières/mâles. Et ce n’est pas fini : il existe finalement une boucle de contre-réaction, contrôlée par les ouvrières qui ont la capacité d’influer sur le rapport final ouvrières/mâles en n’élevant pas (ne nourrissant pas) des ovules de mâles, voire en les cannibalisant. »

Fig. 4 : Les poils des mécanorécepteurs enregistrent les variations angulaires des articulations
Fig. 5 : Ponte d'un oeuf

3. En conclusion

La ponte résulte donc de mécanismes complexes, modulés par une reine « forte en mathématique » et dont l’appareil reproducteur est une merveille de précision biologique. Mais l’activité de reproduction de cette reine est également influencée par la population des ouvrières et par des facteurs épigénétiques (apports de nectar/pollen, saison apicole, etc.) qui confirment que l’étude de l’apiculture est vraiment fascinante.

4. Glossaire

Méiose : La méiose, est un processus de double division cellulaire et qui se déroule dans les cellules de la lignée germinale pour former les gamètes. Cette double division réduit de moitié le patrimoine génétique du noyau haploïde qui en résulte.

Mitose : La mitose est un processus de la division d’une cellule mère en 2 cellules filles. La division du noyau donne 2 noyaux diploïdes génétiquement identiques.

Ovariole : Les ovarioles se trouvent dans les ovaires des insectes ; ce sont les organes tubulaires où se forment les gamètes à partir des cellules souches de la lignée germinale logées à l'extrémité antérieure des ovaires.

Ovocyte : L'ovocyte est la cellule sexuelle femelle primaire qui va se différentier en ovule après une maturation plus ou moins longue.

Ovule : L’ovule est la cellule sexuelle femelle ou gamète femelle, qui contient la moitié du patrimoine génétique permettant, après la fécondation par le gamète mâle ou spermatozoïde, la reproduction sexuée.

Trophocyte : Un trophocyte est une cellule différentiée en cellule nourricière : elle alimente une ou plusieurs autres cellules. On en retrouve notamment dans les ovarioles des insectes méroïstiques et dans les testicules de différents animaux. Par exemple, les cellules de Sertoli dans les tubes séminifères sont des trophocytes.

Sources:

(1) Introduction à la génétique des abeilles
(2) https://onedrive.live.com/?cid=1CBE071B8F81D858&id=1CBE071B8F81D858%21137&parId=1CBE071B8F81D858%21104&o=OneUp
http://www.pedigreeapis.org/biblio/books/guth/C.shtml
https://www.cari.be/medias/abcie_articles/186_fiche_bio.pdf
L’abeille sait faire des additions et des soustractions
L’Apiculture, une fascination, vol. 2, ed. VDRB 2003

Voir aussi :

Apis mellifera & autres apis

Mon, 28 Dec 2026 00:00:00 +0100

Description

Apis mellifera comporte près de 25 sous-espèces réparties en cinq groupes majeurs (selon leurs évolutions et leurs répartitions géographiques) : groupe A ("Afrique"), C ("Carnica", sous-espèce en Europe de l'Est et au sud des Alpes), M ("Mellifera", sous-espèce de l'Europe de l'Ouest et du Nord), O ("Orientale", sous-espèce du Moyen-Orient et de l'Asie centrale) et Y ("Yemenitica", du Yémen) 1.

La Reine mesure de 15 à 20 millimètres de long et les ouvrières entre 11 à 13 millimètres. Cependant certaines sous-espèces des climats plus chauds de l'Afrique sont plus petites. On peut facilement reconnaître la reine à sa taille et son abdomen élargi.

La couleur de base de l'abeille occidentale est brune, avec les premiers segments abdominaux jaune, orange à rouge. Le thorax poilu est jaune brunâtre. Contrairement à une croyance populaire, l'abdomen de l'abeille n'est pas coloré en noir et jaune. Les illustrations colorées dans les livres pour enfants, par exemple, correspondent en fait à la coloration abdominale jaune et noir de la guêpe.

Les pattes des abeilles sont structurées comme celles des autres insectes. Les pattes postérieures des ouvrières servent à recueillir le pollen. Le bas des pattes est recouvert de longs poils formant une sorte de "panier" à pollen.

L'abeille, outre les mandibules, dispose d'un tuyau d'aspiration. (www.wikipedia.com)

Histoire

Les premiers ancêtres d’Apis mellifera sont originaires d’Afrique d'où ils ont essaimé deux fois : une première vague de migration vers l’ouest en Europe, une seconde (voire plusieurs) vers l'est, l’Asie et l’Europe orientale (E. Pennisi, « GENETICS : Honey Bee Genome Illuminates Insect Evolution and Social Behavior », Science, vol. 314, no 5799,‎ 27 octobre 2006, p. 578-579).

Au cours de l'histoire, l’abeille a évolué grâce à une forte diversité génétique. En effet, la reine de cette espèce s'unit au cours du vol nuptial à une ou deux douzaines de faux-bourdons (phénomène de polyandrie), puis pond des ovules non fécondés donnant des mâles, et des ovules fécondés donnant des ouvrières qui forment une ou deux douzaines de groupes de demi-sœurs. De plus, il y a vingt fois plus de recombinaisons génétiques lors de la formation des ovules de cette espèce que dans ceux de la femme (G. J. Hunt et R. E. Page-Jr, « Linkage Map of the Honey Bee, Apis Mellifera, based on Rapd Markers », Genetics, vol. 139, no 3,‎ mars 1995, p. 1371–1382).

Cette diversité donne un avantage adaptatif aux colonies de cette abeille : émergence de processus coopératifs plus efficaces, d'une plus grande productivité (Mattila HR, Seeley TD, « Genetic diversity in honey bee colonies enhances productivity and fitness », Science, vol. 217, no 3,‎ mars 2007, p. 362–364).

En 2006, le consortium international Honey Bee Genome Sequencing Consortium (en) publie le premier séquençage complet du génome d’Apis mellifera, cette abeille devenant ainsi le quatrième insecte à être séquencé après la drosophile en 2000, l'anophèle en 2002 et le ver à soie en 2004 (George M. Weinstock, Gene E. Robinson et col, « Insights into social insects from the genome of the honeybee Apis mellifera », Nature, vol. 443, no 7114,‎ 26 octobre 2006, p. 931–949).

Quelques sous-espèces d’Apis mellifera


Apis mellifera adansonii Abeille de l'Afrique noire occidentale. C'est une abeille mal connue et on suppose qu'elle occupe essentiellement l'Afrique occidentale à partir du Sud Saharien jusqu'au Kalahari. ►Apis mellifera adansonii - Wikipedia
Apis mellifera adami Aire de distribution : l’Ile de la Crête. Il semble qu’il n’existe plus d’abeille adami pure race. ►Apis mellifera adami - Wikipedia
Apis mellifera anatoliaca Aire de distribution : Turquie ►Apis mellifera anatoliaca - Wikipedia
Apis mellifera artemisia Aire de distribution : steppes de Russie centrale ►Apis mellifera artemisia - Wikipedia
Apis mellifera capensis Abeille du Cap. C'est une abeille de couleur très foncée. Elle possède une langue très courte. Sa particularité réside dans le fait qu'elle est capable d'élever des reines parthénogénétiques en cas d'orphelinage, ainsi que les castes des ouvrières et des mâles ! Les ouvrières pondeuses qui possèdent une spermathèque développée, ne peuvent être fécondées et produisent des phéromones royales efficaces pour la cohésion de la colonie. On la rencontre au Cap de Bonne Espérance. ►http://www.apiservices.com/articles/fr/abeilles_du_cap.htm
Apis mellifera carnica Abeille carniolienne. C'est une abeille de couleur foncée, grisâtre, avec une langue assez longue et un indice cubital élevé. Elle est réputée pour son extrême douceur. Elle est originaire de la Carniole d'où son nom d'abeille carniolienne mais couvre également l'ensemble des Balkans, ce qui provoque l'apparition de très nombreuses formes locales. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_carnica Ou : http://www.beekeeping.com/anercea/carnica.htm
Apis mellifera caucasica Abeille grise des montagnes. C'est une abeille de grosse taille, de couleur foncée, avec une longue langue et un indice cubital bas. Elle est très douce, peu essaimeuse et très productive. On la trouve dans le Caucase, mais est également utilisée dans le monde entier, soit pure ou pour des croisements. ►Caucasian honey bee - Wikipedia
Apis mellifera cecropia Aire de distribution : Grèce et Iles de la mer Egée. ►Apis mellifera cecropia - Wikipedia
Apis mellifera cypria Abeille Chypriote. C'est une abeille de couleur jaune, de petite taille avec une langue longue et un indice cubital élevé. Elle est très agressive. On la trouve dans l'île de Chypre. ►https://en.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_cypria (EN)
Api mellifera iberiensis Aire de distribution : Péninsule ibérique. Il existe 2 écopytes dont les particularités mitochondriales sont distinctes. ►Apis mellifera iberiensis - Wikipedia
Apis mellifera intermissa L’abeille tellienne est de couleur foncée, de grande taille et indice cubital élevé. Elle est très agressive et très essaimeuse. On la trouve en Afrique du nord, de l'Atlantique à la Lybie et au sud jusqu’au massif de l’Atlas. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_intermissa Ou : https://www.youtube.com/watch?v=fGroztOcfn8
Apis mellifera jemenitica Abeille du Yémen. C'est une Abeille peu connue, anciennement appelé nubica et décrite pour la première fois en 1975 par F.RUTTNER, il semblerait qu'elle s'apparente à Apis mellifica littorea. Connue dès 2000 avant J.-C, elle résiste bien aux températures élevées et à la sécheresse. Aire de distribution : les régions sahéliennes, du Sénégal à l’Arabie ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_jemenitica
Apis mellifera lamarckii Abeille Egyptienne. On l'appelait anciennement Apis mellifica fasciata. C'est une abeille de couleur jaune très sombre, avec une langue courte et un indice cubital élevé. On la rencontre principalement le long de la vallée du Nil. ►Apis mellifera lamarckii - Wikipedia
Apis mellifera ligustica Abeille Italienne. C'est une abeille de couleur jaune, de grande taille avec une langue longue et un indice cubital élevé. Elle est assez douce, se développe en fortes populations et est peu essaimeuse. On la rencontre principalement en Italie, mais également dans le monde entier par le commerce des éleveurs. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_ligustica
Apis mellifera litorea C'est une Abeille de petite taille, de couleur jaunâtre avec une langue très longue. Elle est réputée pour son extrême agressivité. Aire de distribution : le long de la côte est de l’Afrique tropicale, du Kenya au Mozambique. ►Ostafrikanische Küstenbiene – Wikipedia
Apis mellifera macedonica L’abeille macédonienne se retrouve sur une aire délimitée par la Roumanie, l’est de la Yougoslavie et le nord de la Grèce. ►Apis mellifera macedonica - Wikipedia
Apis mellifera meda L’abeille du Moyen Orient se retrouve principalement en Iran, Irak, Syrie et sud de la Turquie ►Apis mellifera meda - Wikipedia
Apis mellifera major Abeille du Maroc. Celle-ci a été décrite et découverte, en 1975, dans les montagnes du Rif au Maroc. ►Rifbiene – Wikipedia		No photos available
Apis mellifera mellifera (abeille noir) C’est l’Abeille noire commune de toute l’Europe. Elle est de couleur foncée, possède une langue courte et un indice cubital bas. Elle s'adapte très bien aux différentes miellées. On la trouve de l'Espagne à la Russie ; elle couvre toute l'Europe occidentale et septentrionale. Son étendue géographique provoque l'apparition de très nombreuses formes locales. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_mellifera
Apis mellifera monticola Abeille des montagnes de l'Afrique noire. C'est une abeille de couleur foncée, de grande taille et réputée pour sa douceur. On la rencontre dans les montagnes de Tanzanie et d'Afrique orientale, entre 2000 et 3000m. Elle a la très intéressante particularité de bien se défendre contre le varroa. ►http://www.pedigreeapis.org/biblio/artcl/EOABJ91fr.html ►Apis mellifera monticola - Wikispecies
Apis mellifera remipes Abeille transcaucasique. C'est une Abeille de taille moyenne, de couleur jaune et possédant un indice cubital élevé. Elle est réputée pour être très pillarde. On la rencontre en Iran, Turquie et Arménie. ► Apis mellifera remipes - Wikipedia
Apis mellifera ruttneri On la trouve sur l’Ile de Malte ►Maltese honey bee - Wikipedia
Apis mellifera sahariensis Abeille Saharienne. C'est une petite abeille de couleur jaune avec un indice cubital élevé. C'est une abeille douce. On la rencontre au sud du Maroc et une partie de l'Algérie. Apis mellifera sahariensis - ►https://en.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_sahariensis ►http://www.pedigreeapis.org/biblio/artcl/haccour61.html Ou : http://www.bee-evolution.com/fiches-techniques/…
Apis mellifera scutellata Abeille de l'Est africain. C'est une abeille de couleur jaune, petite et avec une langue courte qui peut nicher aussi bien dans des cavités qu’à l’air libre. Elle est très agressive et très essaimeuse. On la rencontre du sud de l’Afrique jusqu’à la moitié est du continent entre 500 et 2400m. Cette abeille a été introduite dans les années 1950 au Brésil. C’est l’abeille africanisée ou tueuse ! ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_scutellata
Apis mellifera siciliana ou sicula Aire de distribution : Sicile ► Apis mellifera siciliana - Wikipedia
Apis mellifera simensis Aire de distribution : hauts plateaux de l’Ethiopie ► Apis mellifera simensis - Wikipedia
Apis mellifera sossimai Aire de distribution : Ukraine (sauf Crimée), régions au nord de la chaîne du Caucase. ►Apis mellifera sossimai - Wikipedia
Apis mellifera syriaca Abeille Syrienne. C'est une abeille de couleur jaune, de petite taille avec une langue courte et un indice cubital moyen. Elle est très agressive. On la trouve en Méditerranée orientale, notamment en Palestine, Syrie, Liban et en Anatolie du sud-est. Les Israéliens l'ont remplacée par l'abeille italienne. ►Apis mellifera syriaca - Wikipedia
Apis mellifera taurica Abeille de Crimée. Elle s'apparente à l'Apis mellifica caucasica, de taille forte, de couleur foncée, avec une langue longue et un indice cubital assez bas. Elle est douce et très productive. On la trouve en Crimée et sur la côte orientale de la mer Noire. ►https://ro.wikipedia.org/wiki/Apis_mellifera_taurica (EN)		No photos available
Apis mellifera unicolor Abeille de Madagascar. C'est une abeille de couleur uniformément noire, très petite mais avec un indice cubital très grand et un caractère de douceur très prononcé. On la rencontre à Madagascar et à la Réunion. ►Apis mellifera unicolor - Wikipedia
Apis Buckfast obtenue par le croisement des sous-espèces d'abeilles Apis mellifera mellifera et Apis mellifera ligustica, elle est créé dans l'abbaye du même nom (à Buckfastleigh, dans le Devon), par le moine chargé de la miellerie, le frère Adam (Karl Kehrle, 1898-1996). ►Buckfast bee - Wikipedia
Les Abeilles du Genre Apis à travers le monde
Apis andreniformis Est une espèce d'abeille à miel indigène des régions tropicales et subtropicales d'Asie. ►Apis andreniformis - Wikipedia
Apis cerana Abeille des Indes. On la rencontre dans toute l'Asie. C'est une petite abeille se développant en petites populations. Les Asiatiques, et notamment les Chinois, l'ont remplacée par l'abeille italienne et sont, depuis lors, devenus un des premiers exportateurs de miel au monde. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_cerana
Apis dorsata Abeille géante des Indes. On la rencontre jusqu'à 2000 mètres d'altitude en Asie du sud-ouest et aux Philippines. C'est une abeille de très grande taille, proche de celle du frelon. Elle nidifie à l'air libre sur un seul rayon. Elle est réputée pour son extrême agressivité mais est néanmoins exploitée au Inde où l'on récolte son miel et sa cire. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_dorsata
Apis ﬂorea On la rencontre en Asie sur les bas plateaux à moins de 500 m d'altitude. C'est une petite Abeille qui nidifie à l'air libre sur de petits rayons. ►https://fr.wikipedia.org/wiki/Apis_florea
Apis koschevnikovi Est une espèce d'abeille à miel indigène de la Malaisie et de Bornéo. Günther Enderlein, qui a identifié le premier cette espèce, l'a nommée en l'honneur de l'entomologiste Grigory Aleksandrovich Kozhevnikov, pionnier dans la morphologie des abeilles à miel. ►Apis koschevnikovi - Wikipedia
Apis nigrocincta Est une espèce d'abeille à miel indigène de certaines îles des Philippines et de l'Indonésie. Elle est très proche de l'espèce Apis cerana. ►Apis nigrocincta - Wikipedia